Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Neuroscience

分离及脑实质小动脉插管

doi: 10.3791/53835 Published: May 23, 2016

Abstract

脑实质动脉(功率放大器),其包括实质小动脉,穿透动脉和预毛细管小动脉,是高电阻的血管从脑膜动脉和小动脉和潜水分支出来进入脑实质。个人PA灌注实质的离散圆柱形领土和其中所包含的神经元。这些小动脉脑血流量在全球(脑血管自动调节),并在本地(功能性充血)的调节中的球员。功率放大器是神经血管单元,一个相匹配的大脑内局部血流到代谢活性结构的一部分,并且还包括神经元,的interneurons,和星形胶质细胞。通过功率放大器灌注直接链接到该特定领土神经元和神经元代谢铅增加的活性,造成进料的PA的扩张局部灌注的增大。 PA的调控从更好的特点,不同软脑膜动脉。压力诱导的血管收缩更大的功率放大器和血管舒张机制有所不同。此外,功率放大器不会从血管周围神经受到外在的支配 - 神经支配是通过与星形胶质细胞endfeet内在联系和本质上是间接的。因此,通过使用软脑膜血管研究积累关于收缩调节数据并不直接转化为理解的PA的功能。此外,病理状态,如高血压,糖尿病,如何影响PA结构和反应性仍然未定。这方面的知识缺口部分的有关PA隔离和插管技术困难的结果。在这个手稿中,我们提出了隔离和啮齿动物功率放大器插管的协议。此外,我们显示,可以与这些小动脉,包括激动剂诱导收缩和肌原反应进行的实验的例子。虽然这个手稿的重点是PA插管和压力肌动描记,PA隔离s时,可以也可以用于生物化学,生物物理,分子,和成像研究。

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

脑循环被唯一组织支持中枢神经元,即具有有限能量存储并因此在氧气压力和所需的营养供给的变化高度敏感的细胞的代谢需求。当执行特定任务特定的神经元亚群变得活跃,脉管促进灌注高度局部增加以防止局部缺氧和营养物1的耗竭。这是被称为神经血管耦合官能充血的一种形式,并且是依赖于血管神经单元的正确操作,活性神经元,星形胶质细胞和脑动脉2构成。脑实质动脉,一组的血管包含实质,穿透和预毛细管小动脉,是这种响应集中重要,这是再临界单独研究它们为了研究神经血管耦合3。

<p系列=“jove_content”>实质小动脉小(20 - 70微米内径)高电阻血管灌注在大脑中不同的神经元的人群。从表面上的软脑膜血管分支出来,实质动脉渗入脑实质在近90ᵒ角喂地下微循环( 图1)。这些动脉在维持适当的灌注压,因为它们是最前端平滑含有肌肉血管保护的毛细管的关键作用。与此相反的表面软脑膜循环,实质动脉缺乏侧支和吻合,因此是脑循环4的“瓶颈”。其结果是,实质小动脉功能障碍有助于脑血管疾病的发展,如血管性认知障碍和小缺血性中风(也称为沉默或腔隙性脑梗塞)。研究indicatË是实质小动脉功能障碍可以通过原发性高血压5,慢性应激6诱导,并且是小血管病变的基因小鼠模型7的早期事件。大鼠单穿透动脉进一步,实验诱导的阻塞足以使小缺血性中风是圆柱形的,类似那些在年龄较大的人8观察。

除了这些解剖优,调节收缩功能的机制脑膜动脉和实质动脉之间不同。生肌血管收缩是更大实质动脉9,可能是因为在细胞内Ca缺乏外在支配10,机械传导11的不同的模式,和差异2+在血管平滑肌细胞中的信号12,13。有证据表明,内皮依赖性血管舒张机制也是这些vascu之间不同与扩散因子如一氧化氮和前列环素14相比拉尔段,表现出对涉及机制的更大依赖实质激活的动脉血管壁内的K +通道和电紧张的沟通。因此,收集的数据使用的软脑膜动脉可能不一定适用于实质小动脉的实验,让我们的脑灌注的局部控制知识的差距。

尽管它们的重要性,实质小动脉有很大的不足的研究,主要是由于隔离和安装用于体外研究的技术挑战。在这个手稿,我们描述的方法来分离和导管插入脑实质动脉,其可以用于压力肌动描记,或为免疫标记,电生理学,分子生物学和生物化学分析隔离组织。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1.插管和商会准备

  1. 插入清洁硼硅玻璃毛细管(外径:1.9毫米;内径:1.1毫米;在长度为10毫米)浸入吸管拉出器与铂丝(直径:100微米)的凹槽。
  2. 利用适当的设置,拉毛细管产生具有使用微量拉马一个细长尖( 图2)的插管。使用的设置是:热火 - 700,拉 - 100,速度 -​​ 50,时间 - 10。
  3. 插入套管插入压力肌动描记室的保持器。适当地对准套管。
  4. 通过使用解剖显微镜至所需直径下的镊子小心打破插管的尖端。这里,我们表明,用10微米的尖端的套管( 图2)。
  5. 填充含1.8毫米的Ca 2+人工脑脊液(学联)两种插管;填充 Ca 2+ -free脑脊液腔室补充有1%牛血清白蛋白(BSA)+10μM的地尔硫卓(所有解决方案应该在实验开始前新鲜制备)。根据室的尺寸,更改学联的5到20ml之间的容积。储存在4ᵒC中的腔,直到准备开始插管。
    注:地尔硫卓是可逆的L-型电压门控钙抑制剂,这将引起小动脉的扩张,这有利于插管

2.实质小动脉的分离

  1. 安乐死使用标准协议在由该机构的动物护理委员会批准的实验室解剖前立即给动物。使用巴比妥或二氧化碳是优选的,因为其它常用麻醉药可以具有在脑循环15血管扩张作用。这里显示的所有动物的程序已通过机构动物护理和医学内华达大学医学院使用委员会,并在股份公司reement与卫生“指导原则对动物的护理和使用”全国学院。
  2. 用二氧化碳安乐死的动物。斩首之前,确保动物已经停止了呼吸,捏爪子时没有反应。
  3. 斩首使用锋利的剪刀(鼠标)或断头台(鼠)动物。除去从动物的头在皮肤和沿着用细尖剪刀中线颅缝切割。使用钝钳(鼠标)或骨钳小心地取出颅骨和揭露大脑​​。慢慢地,精心为不损伤表面的软脑膜动脉中取出大脑。放置脑入填充用20ml Ca 2+ -free脑脊液的补充有在冰上的1%BSA的容器。
  4. 填充含有用冰冷的Ca2 + -free脑脊液垫补充有1%BSA的一个解剖盘和带朝上这个菜( 图2A)腹面传送大脑。将这道菜dissec下婷显微镜( 图3A)。针脚大脑用27号针头垫。要小心,以避免将引脚附近的大脑中动脉(MCA)。
  5. 本地化威利斯和MCA从中分支的圈子。使用锋利对准Vannas弹簧剪刀,剪围绕MCA一个小矩形。确保矩形是通过MCA的整个长度接近5毫米宽。矩形的顶部应该是从过去Willis环(近端威利斯, 图2B,箭头的圆圈)分支点。
  6. 使用Vannas弹簧剪刀,执行一个底切进入组织的深度为约2 - 3毫米。
    注意:此部分是实质小动脉良好的隔离至关重要的,它可能需要一些试验,以得到它的权利。如果切口是单据,深足,孤立的实质小动脉会很短;如果切割太深,小动脉会在其分支点突破的时候解剖组织被去除。
  7. 脑切片的最远端牵制与MCA的解剖盘使用昆虫针向上(从Willis环远端)。做一个切口,浅切软引脚附近,注意不要剪得深入到底层的大脑皮层(否则,引脚将不成立)。
  8. 仔细抢用小镊子软脑膜的每一面,并开始脱皮从皮质软。如果有必要,扶住MCA,确保周围的软脑膜膜不被损坏。
  9. 保持脱皮,直到包含MCA的PIA是皮质免费。需要注意的是对剥皮的阻力将增加接近圆的威利斯。在这一点上格外小心,因为较长的实质动脉将在这一地区。
  10. 一旦软是免费的,仔细地将其放置在与相对的表面的解剖盘垫的顶部以实质朝下( 图2B)动脉。
  11. <利>使用Vannas弹簧剪刀,切出来自MCA自由解剖动脉,确保该容器的端部直截了当地切断。
  12. 收集动脉可用于压力肌动描记,分子分析,或天然平滑肌或内皮细胞的分离。

3.压力肌动描记

  1. 提前准备缝合。切深绿色尼龙线成5mm片,放置在一个双面胶带上的培养皿的粘性侧。根据解剖显微镜,分离每一块成用细镊子的细丝,和松散耦合通过传递一端长丝到另一个编写一个简单的半顺利结。
  2. 使用镊子,拿起一个结关双面胶带,确保不要有太大的压力抓住它。拉缝线进入浴溶液中,滑结到插管并在从套管的前端的距离拧紧。重复此过程,对每个插管2缝线。
  3. 涂层玻璃微量用10%BSA溶液,然后冲洗掉过量的补充有1%BSA的无Ca 2+脑脊液。
  4. 拉50微升的溶液到玻璃微量,拉起一个实质动脉和传送到压力肌动描记室。推柱塞在一个流体运动来分配实质动脉进入腔室,以防止它粘到玻璃微的内部腔室。
  5. 使用两个超精细镊子,打开PA的管腔,小心翼翼地只触及容器的尽头。
  6. 使用镊子举行实质小动脉的边缘,船只小心拉出到插管。拉得足够远的套管,使得所述容器是没有插管( 图3A)的非常锥形端。
  7. 拧松套管的2缝线和在容器( 图3B)将其拧紧。空间缝线拆开一点上的船只,并朝向操作者,而拉tigh10吧。确保任何分支都关闭实质动脉的相反端之前打结。
  8. 转室周围,并关闭实质动脉的相对端为盲囊。为了实现这一目标,打开对面套管的关系,并把它传递到动脉。慢慢关闭结在于实质动脉将被捆绑到套管的侧这样的方式。避免动脉的纵向拉伸。 ( 图3C)。
    注意:如果该研究的目标是通过内腔灌注药,导管插入的相反端,而不是捆扎实质动脉到套管的侧面。确保插管没有任何盐晶体或阻断腔内流内部集结。为了生理水平内保持剪切应力适当调节流量。通过Shih 等。一项研究表明流速内部大鼠8穿透动脉,并且可以作为圆周率的初始导很多研究。
  9. 仔细腔室转移到显微镜的阶段也可以使用用于记录血管直径。腔室附着到显微镜阶段,连接测温探头和入口和出口用于灌注到正确的管中。加压动脉至40毫米汞柱小鼠实质动脉腔内压力或50毫米汞柱的大鼠动脉,使用可用一个压力系统在实验室中(水柱,耦合到压力传感器蠕动泵 )。 图4D示出了一个例子联接到压力换能器蠕动泵加压管状动脉。
  10. 转用于检测在直径( 图3E)的变化在系统上。调整诸如照明和对比度显微镜的设置,以获得最佳的检测成为可能。理想的是,小动脉的壁应该是暗和管腔半透明。一旦检测是合适的,开始录音笔他实验。
  11. 启动灌流系统。 5毫升/分钟-用含有1.8mM的为15至20分钟,在3之间的流速温暖(37ᵒ℃)脑脊液洗插管,加压实质动脉。这学联不应包含地尔硫卓或BSA。
  12. 用60毫米氯化钾脑脊液取代常规脑脊液来评价制剂的可行性。此时功率放大器应具有10 - 20%缩窄至60毫米氯化钾。如果动脉不收缩到那种程度,删除和导管插入另一个动脉。
  13. 洗出60毫米氯化钾定期学联。等到一代自发生肌基调,这可能需要长达一个小时。如果动脉没有被那么有生肌基调,与其他动脉代替它。
    注:生肌音被观察为一个渐进的,有时慢,还原在容器的内腔直径无刺激由收缩激动剂或高KCl溶液。生肌音由以下F计算ormula:(1 - (活性管腔直径/被动管腔直径))×100 5生肌色调的合适量可以根据治疗,株,种,转基因变化。在一般情况下,生理生肌色调范围为15 - 30%5。

4.示例压力肌动描记实验:激动剂诱导的收缩和肌反应

  1. 制备一系列使用适当浓度在脑脊液选择的激动剂稀释。对于当前的实施例使用了血栓素A 2受体激动剂U46619。制备以1mM的浓度为1毫升U46619的储备溶液。转移100微升1mM的溶液到含有900微升脑脊液,以使药物的10倍稀释,得到在含有100μM的U46619的溶液的新管。重复此过程6稀释,从1毫米到100纳米,制备浓度 - 响应曲线大蟒。
  2. 加上含有激动剂(1毫升首次剂量,随后900微升所有后续剂量的)至100毫升灌流脑脊液的溶液的总体积。这将导致该激动剂的额外稀释100倍。因此,最终浓度激动剂在浴中范围从10点到10微米。允许动脉孵育〜在每个浓度10分钟,直到管腔直径达到稳态。
  3. 通过灌流与脑脊液功率放大器没有任何药物之前,PA的直径是回原始值洗出激动剂。孵育补充有10μM的地尔硫卓+ 2mM的EGTA中 Ca 2+ -free脑脊液实质动脉(无BSA)中以诱导最大扩张并记录动脉的被动直径。
  4. 小心地拉出,同时保持到关系的结束卸下套管实质小动脉。双去离子水冲洗容器室,清除杂物和多余的激动剂。填写与CA室2+ +学联BSA和导管插入另一个动脉。它不推荐执行每动脉多于一个的实验。
  5. 为了执行生肌反应性的实验中,允许直到产生自发肌音(如上所述)的实质动脉在40毫米汞柱腔内压力平衡。降低腔内压力至5毫米汞柱,并允许PA以平衡〜5 - 10分钟,直到管腔直径达到稳定状态。 (在20毫米汞柱的增量例如从5到140毫米汞柱),使用所选择的时间间隔增加了腔内压力逐步。
  6. 不要使动脉低于5毫米汞柱腔内压力,因为这可能导致崩溃和破坏血管内皮细胞,从而改变了实验的结果。
  7. 在压力曲线的末端,superfuse用无Ca 2+脑脊液(无BSA)补充有10μM的地尔硫卓+ 2mM的EGTA实质动脉和重复的压力的步骤,开始于洛斯Ť压力。
    注意:这将得到PA的被动直径,这是必要的,以计算%生肌音,由下式定义:%色调=(1 - (有源直径/被动直径))×100。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

图5A示出鼠标PA的60毫米氯化钾脑脊液一个代表收缩来评价制剂的完整性。在60毫米氯化钾存在30% - 功率放大器应15之间收缩。如果收缩低于15%,则丢弃该PA和导管插入另一个之一,因为它表明,在分离和插管过程中动脉被损坏。

图5B说明了增加血栓素的浓度2类似物U-46619(晚上10时至1μM)到表面灌流浴PA收缩。观察与各浓度孵育后的腔直径减小的收缩。功率放大器物在各浓度下平衡10分钟。这些数据进行分析,并提出在直径(ΔDiameter)的变化或作为血管收缩%氯化钾,从而规范了昌E在直径最大收缩到60毫米氯化钾。

图6示出PA的管腔直径在肌反应实验的代表性跟踪。在腔内压力增加逐步使功放在1.8毫米的细胞外钙离子图6,降低跟踪)的存在分级收缩。与脑脊液相同的PA的孵 ​​育不含Ca 2+和补充有10μM的地尔硫卓+ 2mM的EGTA废除生肌音产生,并根据腔内压力( 图5,上跟踪),它是被动的PA的增大的内腔直径流明动脉直径。

图1
图1:实质小动脉的示意图。 功率放大器分支出来表面PI人动脉和潜入底层的脑实质。每个PA perfuses其柱状境内的小神经元群(高亮区)。 请点击此处查看该图的放大版本。

图2
图2:鼠标脑功率放大器的隔离 )与腹面朝上显示Willis环大脑的图像(箭头1)和MCA从中分支出来(箭头2)。 B)马华的形象与基础脑组织。箭头指向马华从Willis环最邻近区域。 C)功率放大器分支出来的MCA(箭头)。酒吧= 100微米。 请点击此处查看该图的放大版本。 图3
图3:插管但与缝线尚未追平了PA的离体小鼠功率放大器 A)图片插管 。这个图像示出了具有缝合线关闭前的插管将要插入的PA的长度。二)的PA现已关闭在插管与2缝线,以保证它不会加压后滑落插管。 C)插管,加压鼠标PA在盲囊实验结构的图像。酒吧= 50微米。 请点击此处查看该图的放大版本。

图4
图4:设备采用在我们的实验室实验PA A)解剖显微镜光源。 B)温度控制器。 C)为学联浴灌流蠕动泵。 D)压力伺服控制,生命系统的仪器仪表。 E)视频尺寸分析仪(右下),监控(右上)和视频边缘检测系统,装上一台笔记本电脑(左)。 F)小血管腔(线性排列室)。 请点击此处查看该图的放大版本。

图5
图5:功率放大器对KCl诱导去极化和血栓素A2模拟U46619 A)鼠标功率放大器的代表收缩到60毫米氯化钾学联评估编制完整性收缩 。在60毫米氯化钾存在30% - 功率放大器应15之间收缩。 B)U46619诱导功率放大器的收缩;如在追踪观察,U46619导致浓度依赖性功率放大器的收缩,观察到在每个浓度孵育后的管腔直径减少。 请点击此处查看该图的放大版本。

图6
图6:PA的肌反应在腔内压力增加逐步使功放在1.8毫米的细胞外钙离子 (下跟踪)的存在分级收缩。这个压力引起的收缩是阻力动脉的特征。与脑脊液相同的PA的孵 ​​化无1.8毫米的Ca 2+和补充有10μM的地尔硫卓+ 2mM的EGTA废除生肌音产生,并根据腔内压力(上跟踪),它是无源腔的PA的增大的内腔直径个直径Ë动脉。 请点击此处查看该图的放大版本。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

脑实质动脉是高抗动脉与灌注不同神经元的人口数吻合和分支。这些专门的血管是通过星形胶质细胞介导的血管扩张1脑血管自动调节和神经血管耦合中央的球员 ​​。这些专业血管脑血管疾病的重要性已经知道了约50年的时候米勒费希尔博士的开创性工作,在高血压患者验尸 16的大脑描述结构变化的实质动脉腔隙性梗死的领土内。这些改变,耦合到功能障碍,可引起的深脑白质灌注不足,对于血管相关痴呆17的发展的一个主要危险因素。实质动脉是从大的颅内和软脑膜血管以及表面动脉,从而积累ð功能不同的使用脑血管树的这些部件ATA可能不容易外推到实质改善微循环。尽管在保持适当的脑稳态其明确的重要性,研究重点是生理和这些小动脉的功能反应一直稀少直到近年来,主要是由于与隔离和操作相关的技术困难。

在本手稿我们描述了隔离和实质动脉插管用于压力肌动描记研究,分子分析,或天然平滑肌或内皮细胞的制备简单,重现性的技术。此外,我们目前就采用了这种技术的数据调查生肌调节,大蟒,并在实质小动脉拖延机制。我们观察到,这些血管是myogenically活性,产生自发生肌音时腔内压力保持在一个恒定的水平,以及改变其面对腔内压力改变生肌状态,一个现象名为肌源性反应 18阻力动脉很好的描述。生肌反应是在调节灌注压大脑内,保持恒定面波动全身动脉压力,从而防止了在更高的压力18在低压下灌注的损失,或血管性水肿的关键因素。此外,我们显示,这些小动脉响应血管活性物质,如内皮素-1,内皮细胞产生的一种重要的内源性血管收缩剂。这里描述的制备的一个主要限制是,通过分离的实质动脉的神经血管单元的重要组成部分丢失和功能充血响应不能进行研究。其它制剂,如脑切片,保持完好的神经血管单元的结构,并且更适合于研究脑动脉直径19的星形细胞控制。何wever,在大脑切片制备,实质动脉未加压并需要受体依赖性血管收缩剂的外源性给药模仿基底色调,以研究血管舒张反应。压力肌动描记和脑切片准备,应考虑脑微循环的研究补充。

这里描述的方案改编自第一由达西和杜陵于1982年20记载的制剂,并通过柯尼等人 21改变。主要的区别在于所用的插管技术而达西和杜陵和柯尼等人使用两套不同的移液器,控股的外部吸管和管腔内插管吸,我们只使用腔内吸管和手动滑动PA进入吸管。这项技术已被最近使用过的脑缺血后进行大鼠功率放大器的研究-再灌注损伤22,从代上功率放大器ically高血压大鼠5,等等。在小鼠中,我们利用这种技术来评估 Ca 2+信号在生理条件和酸中毒下加压PA平滑肌细胞由PA插管耦合到激光扫描共聚焦显微镜来评估 Ca 2+波和火花在平滑肌细胞13。我们也测试了几种神经血管偶联剂3和证明的,在与膜电位记录结合使用的药理学工具,该cerebrospecific上调电压-门控钾通道K个V 1引起小血管疾病的遗传模型7一个离子通道状的缺陷。这些实施例说明本制剂的可行性回答不同的研究的问题。

它突出脑PA的从脑组织中分离是最关键的步骤,因为便于插管将取决于数和功率放大器伊索拉的长度是很重要的特德。这可能需要一些试验,以优化隔离。此外,插管的学习曲线可以是长期的,令人沮丧,最初的成功率可能低至50%。然而,一旦掌握了,该技术的重复性和吞吐量高,许多实验可以在一天内完成。

综上所述,本手稿描述了用于脑实质动脉隔离和插管的技术。这种制备中分离的神经血管部的血管成分,保持加压动脉完整响应。使用隔离功率放大器的研究将提供宝贵的洞察到脑实质循环,在生理和病理状态。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Artificial Cerebrospinal Fluid
NaCl Fisher Scientific S-640
KCl Fisher Scientific P217
MgCl Anhydrous Sigma-Aldrich M-8266
NaHCO3 Fisher Scientific S233
NaH2PO4 Sigma-Aldrich S9638
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G2870
CaCl2 Sigma-Aldrich C4901
Bovine Serum Albumin Sigma-Aldrich A9647
Isolation/Cannulation
Stereo Microscope Olympus SZX7
Super Fine Forceps Fine Science Tools 11252-00
Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 15000-00
Wiretrol 50 μl VWR Scientific 5-000-1050
0.2 μm Sterile Syringe Filter VWR Scientific 28145-477
Micropipette Puller Sutter Instruments P-97
Borosilicate Glass O.D.: 1.2 mm, I.D.: 0.68 mm Sutter Instruments B120-69-10
Dark Green Nylon Thread Living Systems Instrumentation THR-G
Linear Alignment Single Vessel Chamber Living Systems Instrumentation CH-1-LIN
Pressure Servo Controller with Peristaltic Pump Living Systems Instrumentation PS-200
Video Dimension Analyzer Living Systems Instrumentation VDA-10
Four Channel Recorder with LabScribe 3 Recording and Analysis Software Living Systems Instrumentation DAQ-IWORX-404
Heating Unit Warner Instruments 64-0102
Automatic Temperature Controller Warner Instruments TC-324B

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Dunn, K. M., Nelson, M. T. Neurovascular signaling in the brain and the pathological consequences of hypertension. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 306, H1-H14 (2014).
  2. Iadecola, C. Neurovascular regulation in the normal brain and in Alzheimer's disease. Nat Rev Neurosci. 5, 347-360 (2004).
  3. Dabertrand, F., et al. Prostaglandin E2, a postulated astrocyte-derived neurovascular coupling agent, constricts rather than dilates parenchymal arterioles. J Cereb Blood Flow Metab. 33, 479-482 (2013).
  4. Nishimura, N., Schaffer, C. B., Friedman, B., Lyden, P. D., Kleinfeld, D. Penetrating arterioles are a bottleneck in the perfusion of neocortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 365-370 (2007).
  5. Pires, P. W., Jackson, W. F., Dorrance, A. M. Regulation of myogenic tone and structure of parenchymal arterioles by hypertension and the mineralocorticoid receptor. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 309, H127-H136 (2015).
  6. Longden, T. A., Dabertrand, F., Hill-Eubanks, D. C., Hammack, S. E., Nelson, M. T. Stress-induced glucocorticoid signaling remodels neurovascular coupling through impairment of cerebrovascular inwardly rectifying K+ channel function. Proc Natl Acad Sci U S A. 111, 7462-7467 (2014).
  7. Dabertrand, F., et al. Potassium channelopathy-like defect underlies early-stage cerebrovascular dysfunction in a genetic model of small vessel disease. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, E796-E805 (2015).
  8. Shih, A. Y., et al. The smallest stroke: occlusion of one penetrating vessel leads to infarction and a cognitive deficit. Nature neuroscience. 16, 55-63 (2013).
  9. Cipolla, M. J., et al. Increased pressure-induced tone in rat parenchymal arterioles vs. middle cerebral arteries: role of ion channels and calcium sensitivity. Journal of applied physiology. 117, 53-59 (2014).
  10. Hamel, E. Perivascular nerves and the regulation of cerebrovascular tone. Journal of applied physiology. 100, 1059-1064 (2006).
  11. Brayden, J. E., Li, Y., Tavares, M. J. Purinergic receptors regulate myogenic tone in cerebral parenchymal arterioles. J Cereb Blood Flow Metab. 33, 293-299 (2013).
  12. Dabertrand, F., Nelson, M. T., Brayden, J. E. Ryanodine receptors, calcium signaling, and regulation of vascular tone in the cerebral parenchymal microcirculation. Microcirculation. 20, 307-316 (2013).
  13. Dabertrand, F., Nelson, M. T., Brayden, J. E. Acidosis dilates brain parenchymal arterioles by conversion of calcium waves to sparks to activate BK channels. Circ Res. 110, 285-294 (2012).
  14. You, J., Johnson, T. D., Marrelli, S. P., Bryan, R. M. Jr Functional heterogeneity of endothelial P2 purinoceptors in the cerebrovascular tree of the rat. Am J Physiol. 277, H893-H900 (1999).
  15. Nagase, K., Iida, H., Dohi, S. Effects of ketamine on isoflurane- and sevoflurane-induced cerebral vasodilation in rabbits. J Neurosurg Anesthesiol. 15, 98-103 (2003).
  16. Fisher, C. M. The arterial lesions underlying lacunes. Acta Neuropathol. 12, 1-15 (1968).
  17. Brown, W. R., Moody, D. M., Thore, C. R., Anstrom, J. A., Challa, V. R. Microvascular changes in the white mater in dementia. J Neurol Sci. 283, 28-31 (2009).
  18. Pires, P. W., Dams Ramos, C. M., Matin, N., Dorrance, A. M. The effects of hypertension on the cerebral circulation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304, H1598-H1614 (2013).
  19. Filosa, J. A., Bonev, A. D., Nelson, M. T. Calcium dynamics in cortical astrocytes and arterioles during neurovascular coupling. Circ Res. 95, e73-e81 (2004).
  20. Dacey, R. G. Jr, Duling, B. R. A study of rat intracerebral arterioles: methods, morphology, and reactivity. Am J Physiol. 243, H598-H606 (1982).
  21. Coyne, E. F., Ngai, A. C., Meno, J. R., Winn, H. R. Methods for isolation and characterization of intracerebral arterioles in the C57/BL6 wild-type mouse. J Neurosci Methods. 120, 145-153 (2002).
  22. Cipolla, M. J., Smith, J., Kohlmeyer, M. M., Godfrey, J. A. SKCa and IKCa Channels, myogenic tone, and vasodilator responses in middle cerebral arteries and parenchymal arterioles: effect of ischemia and reperfusion. Stroke. 40, 1451-1457 (2009).
分离及脑实质小动脉插管
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Pires, P. W., Dabertrand, F., Earley, S. Isolation and Cannulation of Cerebral Parenchymal Arterioles. J. Vis. Exp. (111), e53835, doi:10.3791/53835 (2016).More

Pires, P. W., Dabertrand, F., Earley, S. Isolation and Cannulation of Cerebral Parenchymal Arterioles. J. Vis. Exp. (111), e53835, doi:10.3791/53835 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter