Abstract
Le mécanisme de translation, à savoir le polysomes ou polyribosome, est l' un des plus grands et les plus complexes machineries cytoplasmiques dans les cellules. Polysomes, formés par les ribosomes, les ARNm, plusieurs protéines et les ARN non-codants, représentent les plates-formes où les contrôles ont lieu traductionnelles intégrés. Cependant, alors que le ribosome a été largement étudiée, l'organisation de polysomes fait encore défaut compréhension globale. beaucoup d'efforts sont donc nécessaires afin d'élucider l'organisation polysomes et tout nouveau mécanisme de contrôle de la traduction qui peut être intégré. La microscopie à force atomique (AFM) est un type de sonde à balayage microscopie qui permet l'acquisition d'images 3D à résolution nanométrique. Par rapport à la microscopie électronique (EM) techniques, l'un des principaux avantages de l'AFM est qu'il peut acquérir des milliers d'images à la fois dans l'air et en solution, ce qui permet de l'échantillon à être maintenu dans des conditions proches physiologiques sans qu'il soit nécessaire pour la coloration et la fixation procédures. Ici, un protocole détaillé pour la purification précise de polysomes de cerveau de souris et leur dépôt sur des substrats de mica est décrite. Ce protocole permet l'imagerie polysomes dans l'air et aux liquides avec l'AFM et leur reconstitution sous forme d'objets en trois dimensions. En complément de cryo-microscopie électronique (cryo-EM), la méthode proposée peut être commodément utilisé pour analyser systématiquement polysomes et l'étude de leur organisation.
Introduction
La synthèse des protéines est le processus consommant de l' énergie plus dans les cellules 1,2. Par conséquent, il est pas surprenant que les abondances de protéines sont principalement contrôlées à la translation plutôt que la transcription 3,4,5 niveau. Le polysomes est le composant macromoléculaire fondamental qui convertit les informations ARNm en lectures protéiniques fonctionnels. Polysomes sont jusqu'ici considérées comme des complexes macromoléculaires , où plusieurs commandes de translation convergeant 13/06. Malgré des centaines d'études sur la structure du ribosome 14- 16, les connaissances moléculaires détaillées sur la dynamique de la traduction et la topologie de polysomes a rencontré un intérêt limité. En conséquence, l'organisation du complexe polysomal ribonucléoprotéinique natif et son effet potentiel sur la traduction sont encore des questions plutôt obscures. Polysomes peuvent se cacher encore des organisations ordonnées et fonctionnelles inconnues, potentiellement en miroir ce que nucléosomes et contro épigénétiquels ont représenté pour le champ de transcription. En effet, l'enquête de cette hypothèse intrigante nécessite des études supplémentaires et de nouvelles approches techniques. Dans cette ligne, les techniques structurelles et microscopie à force atomique peuvent fructueusement collaborer pour percer de nouveaux mécanismes pour contrôler l' expression des gènes, de façon similaire à ce qui a été réalisé pour le nucléosome 17,18.
Depuis la découverte du ribosome 14-16, sa structure a été caractérisée en détail dans les procaryotes, les levures 19,20 21 et , plus récemment , chez l' homme 22, fournissant la description des mécanismes moléculaires à la base de la synthèse protéique. Polysomes ont été comptabilisés initialement sur la membrane du réticulum endoplasmique, formant des organisations géométriques 2D typiques 14. Comme mentionné précédemment, polysomes ensemble n'a pas fait l'objet d'un intérêt constant que la structure du ribosome. Dans le passé, les polysomes ont été étudiés essentiellement en transmission EM-fondé des techniques. Seulement récemment, des techniques de cryo-EM ont permis à la reconstruction 3D de polysomes purifiés à partir de systèmes de traduction in vitro 23-26, des lysats cellulaires humaines 27 ou 28 dans les cellules. Ces techniques offrent des informations plus fine sur l'organisation ribosome ribosomes dans les polysomes 23, 26-28 et la description moléculaire préalable des surfaces adjacentes de ribosomes dans les polysomes de germe de blé 24 de contact. Ainsi, cryo-EM tomographie permet la divulgation des interactions ribosomes ribosome avec détail moléculaire, mais il est grevé par une vaste post-traitement et analyse la reconstruction qui nécessitent des ressources informatiques lourds pour le traitement des données. De plus, pour obtenir le détail moléculaire des interactions ribosome-ribosome, une carte à haute résolution du ribosome est nécessaire, et ce genre de ribosome de référence est disponible seulement pour quelques espèces. Surtout, cryo-EM tomographie ne parvient pas à détecter l'ARN libre. Therefminerai, de nouvelles techniques sont nécessaires pour comprendre l'organisation de la machinerie de traduction.
A côté de cryo-EM, l' AFM a également été utilisé comme un outil utile pour l' imagerie directe de polysomes dans les eucaryotes inférieurs 29-33 et les humains 27. Par rapport à EM, l'AFM ne nécessite aucun échantillon de fixation ou de l'étiquetage. En outre, les mesures peuvent être effectuées dans des conditions physiologiques proches et avec la possibilité unique d'identifier clairement les ribosomes et les brins d'ARN nus 27. L'imagerie de polysomes simples peut être effectuée relativement rapidement, en obtenant des milliers d'images à nano-résolution avec peu d'effort post-traitement par rapport au post-traitement vaste et lourd et de reconstruction analyses requises par microscopie cryo-EM. Par conséquent, l'AFM de la manipulation et l'analyse des données n'a pas besoin de postes de travail coûteux et grande puissance de calcul. En tant que telle, cette technique recueille des informations sur la forme des polysomal, les caractéristiques morphologiques (par exemple,hauteur, longueur et largeur), les densités ribosome, la présence d'ARN libre et le nombre de ribosomes par polysomes 27 avec un débit plus élevé que cryo-EM. De telle manière, AFM représente une approche puissante et complémentaire aux techniques EM pour représenter polysomes 27.
Nous présentons ici un pipeline complet de la purification à l'analyse de données où AFM est appliqué à l'image et l'analyse polysomes du cerveau de souris. Le protocole proposé se concentre sur les problèmes de purification et le dépôt précis de polysomes sur des substrats de mica qui sont utilisés pour l'imagerie AFM. En plus de l' analyse des particules classiques qui peuvent être facilement réalisée avec un logiciel commun utilisé par la communauté de l' AFM, un plugin ImageJ 34, appelé RiboPick, est présenté pour compter le nombre de ribosomes par polysomes 27, 35.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Les pratiques utilisées pour obtenir les tissus de la souris ont été approuvées par l'Organe pour la protection des animaux (LRRO) de l'Université de Trento (Italie), pas de protocole. 04-2015, décret selon art.31 législatif n. 26/2014. Toutes les souris ont été maintenues à l'installation Modèle Organism du Centre de biologie intégrative (CIBIO), Université de Trento, en Italie.
Attention: Pour éviter toute dégradation de l'ARN des échantillons, préparer tous les tampons à l'aide de l'eau traitée par DEPC pour minimiser la contamination RNase.
1. Préparation de polysomes de Brains entiers
- La collecte de tissus cérébraux (15 min)
- Euthanasier type sauvage souche de souris C57BL / 6 avec CO 2 asphyxie pendant 5 min 36. Disséquer soigneusement le cerveau hors du crâne 36, placer le tissu dans un tube de 1,5 ml et placer immédiatement dans de l' azote liquide. Conserver à -80 ° C jusqu'à utilisation.
- Préparation de lysat (30 minutes)
- Pulvériser l'ensemble du tissu cérébral en utilisantun mortier et un pilon sous azote liquide.
- Transfert environ 25 mg de poudre dans un tube à centrifuger froid et immédiatement (pour éviter la décongélation du tissu pulvérisé) ajouter 0,8 ml de tampon de lyse (voir le tableau 1) et de perturber la cellule par pipetage de haut en bas 25 fois rapidement.
- Centrifuger le tube à 12 000 x g pendant 1 min à 4 ° C pour sédimenter les débris cellulaires.
- Transférer le surnageant dans un nouveau tube et maintenir le tube sur la glace pendant 15 min.
- Centrifuger le tube à 12 000 x g pendant 5 min à 4 ° C pour sédimenter les noyaux et les mitochondries.
- Transférer le surnageant dans un nouveau tube de microcentrifugeuse.
- Stocker le surnageant à -80 ° C pour un maximum de 6 mois ou l'utiliser immédiatement.
- préparation du gradient de sucrose et de centrifugation (2 h et 30 min)
- ultracentrifugation tubes Laver abondamment de l'eau sans RNase (eau traitée de diéthyle (DEPC-eau) ou commerciale) und 3% de H 2 O 2 / H 2 O DEPC solution.
- Placer les tubes dans la glace et ajoute 5,5 ml d' une solution froide de saccharose à 50% au fond de chaque tube (voir le tableau 1 pour les solutions de saccharose). ajouter délicatement le sucrose goutte de solution à 15% en baisse, en restant proche de l'interphase afin de préserver une interphase forte, jusqu'à ce que le tube est complètement rempli. Lorsque le tube est complètement rempli, fermer avec un bouchon en caoutchouc pour éviter la formation de bulles d'air.
- Dans une chambre froide doucement fixer les tubes horizontalement et le maintenir dans cette position pendant 2 heures. Après ce temps, redresser lentement les tubes dans la position verticale et les mettre sur la glace. Les gradients sont maintenant prêts à être utilisés. Alternativement, préparer le gradient de saccharose 15-50% en utilisant un gradient classique ancien.
- Dans une chambre froide retirer soigneusement 1,0 ml à partir du haut de la pente et de superposer la chute du saccharose à goutte avec le lysat cytosolique (ie, le surnageant obtenu à step 1.2).
- Abaisser avec précaution les tubes dans les seaux de balancement seau rotor. Centrifuger les gradients pour 100 min à 180.000 xg à 4 ° C en utilisant une ultracentrifugeuse.
- Après la centrifugation, laisser les tubes dans leurs seaux pendant 20 min à 4 ° C pour laisser les gradients se stabilisent.
- gradient de sucrose de fractionnement (2 h)
- Retirez délicatement un tube d'ultracentrifugation du rotor d'ultracentrifugation et le monter sur le dispositif de collecteur d'un gradient de densité Système Fractionnement. Prélever 1 ml fractions de surveillance de l'absorbance à 260 nm avec un détecteur UV VIS / (Voir Figure 1 panneau supérieur). Gardez les fractions recueillies sur la glace.
- Préparer des aliquotes de 30-40 ul des fractions d'intérêt, gardez-les sur de la glace avant de les stocker à -80 ° C jusqu'à utilisation. Ne pas utiliser des aliquotes ou des fractions de saccharose qui ont subi plus de deux cycles de congélation-décongélation (voir Figure 1 panneau inférieur).
2. Préparation d'échantillons pour microscopie à force atomique (3 h)
- Avec du ruban, retirez les feuilles de mica.
- Laver les feuilles de mica 3-4 fois avec DEPC-eau et le placer dans une petite boîte de Pétri. Puis sécher la surface avec de l'air.
- Couvrir le mica avec 200 ul de 1 mM de NiSO 4 et incuber pendant 3 minutes à température ambiante.
- Retirer la solution de nickel et ensuite sécher la surface avec de l'air. Effectuer toutes les étapes futures à 4 ° C en plaçant la boîte de Pétri avec le mica sur la glace.
- Décongeler une aliquote obtenue dans de la glace et 1.4.2 ajouter doucement l'ensemble de la goutte d'échantillon à goutte sur le mica. En utilisant une pointe de pi 100-200, étaler l'échantillon sur toute la surface du mica. Incuber l'échantillon sur la glace pendant 3 min.
- Couvrir la chute de la feuille de mica à goutte avec 200 pi de tampon froid-AFM (voir le tableau 1) et incuber pendant 1 heure sur la glace.
- Imagerie en liquide
- Retirez soigneusement le tampon-AFM et laver les feuilles de mica 3-4 foiss avec 200 pi de tampon froid-AFM pour éliminer l'excès de saccharose. Ensuite , laver les feuilles de mica 3 fois avec la solution de lavage à froid (voir le tableau 1), en laissant la surface de mica recouvert par quelques microlitres de solution.
- Aller au point 3 (acquisition d'images).
- Imagerie dans l'air
- Retirez délicatement le tampon-AFM et laver le mica 3-4 fois avec 200 pi de tampon froid-AFM pour éliminer l'excès de saccharose. Ensuite, laver le mica 3 fois avec la solution de lavage à froid (voir tableau 1) et drainer l'excès d' eau en utilisant du papier.
- Laisser l'échantillon à sécher sous la hotte chimique avec la partie supérieure de la boîte de Petri partiellement ouverte. Après 2 heures, fermez la boîte de Pétri et conserver à la température ambiante. Mesurer l'échantillon après 2-3 heures comme ils sont stables pendant des années.
3. Acquisition d'image (15 min par image après stabilisation thermique)
Note: polysomes immobilisés sur le mica peuvent être visualisés dans l'air ou dans un liquide, en utilisant le mode AC.
- Fixer le mica sur le porte-échantillon à l'aide de ruban adhésif double face.
- Insérez le porte-échantillon dans la phase de l'AFM en suivant les instructions du fabricant. Lorsque l'imagerie dans le liquide, si possible, essayer de maintenir l'échantillon à une température inférieure à 25 ° C pour augmenter polysomes stabilité dans le temps.
- Sélectionnez un cantilever approprié pour l'imagerie AC et le monter sur le support de pointe en suivant les instructions du fabricant. Ici, l'utilisation cantilevers avec force constante entre 2-20 N / m pour l'imagerie de l'air et environ 0,1 N / m pour l'imagerie liquide.
- Régler la tache laser sur le cantilever et zéro les signaux de détection de quadrant.
- Sélectionnez une fréquence de conduite opportune et conduire le cantilever avec une amplitude de 10 à 20 nm.
- Approchez l'échantillon jusqu'à ce que la pointe engage la surface.
- Sélectionnez une zone de balayage de 2x2 um, acquérir au moins 512x512 images de pixels (largeur de pixel <4 nm), sélectionner un mode de soustraction de fond en direct et une échelle Z de 20-25 nm.
- Inspecter til l'image à la recherche de la présence d'objets ronds, caractérisé par la hauteur comprise entre 10 et 15 nm lors de l'acquisition dans l'air et 25 et 30 nm lorsqu'elle est sous forme liquide et la largeur dans la plage de 25 à 30 nm. Réglez les paramètres de consigne et de retour jusqu'à ce que les objets tranchants sont visualisés. Le fond doit apparaître relativement plat dans les bons échantillons, avec quelques objets de hauteur 2-4 nm (voir figure 2A et B).
- Si l'image semble bon (comme indiqué au point 3.8), acquérir plusieurs (au moins dix) scans 2x2 microns à des zones d'échantillonnage différentes.
- (optionnel). Si nécessaire, acquérir des images à haute résolution de polysomes sélectionnés (voir figure 2C).
- Appliquer des corrections de logiciels (plan de soustraction et des algorithmes ligne par ligne) correction pour corriger les images AFM suppression d'inclinaison arbitraire et les effets à la dérive.
4. Analyse des données (30 min par image)
- Exporter des images dans ImageJ (en option: appliquer un facteur d'échelle) preferentially en utilisant un format de compression sans perte, par exemple, le format TIFF (voir la figure 3A).
- Utilisez la macro RiboPick.ijm d'outils ImageJ (à copier dans le sous - répertoire macro / outils ImageJ) pour compter ribosomes en polysomes (voir la figure 3B) et calculer les propriétés statistiques de l'échantillon (voir la figure 3C).
- Lancer le chargement d'une image en utilisant le <Lire l'image> outil qui initialise le programme.
- Choisissez les centres de ribosomes avec le <sélection Point> ImageJ norme outil (shift + clic gauche permet la multi-sélection de ribosomes). Marquez les ribosomes sélectionnés avec le <Mark ribosomes> outil. coordonnées ribosome apparaîtront dans une fenêtre de texte personnalisé.
- Ajouter plus ribosomes à la même polysomes répéter la procédure indiquée au point 4.2.2.
- Retirer ribosomes tort marqués à l'aide de la touche <Annuler la dernière sélection> outil (commence la suppression de la dernière ribosome ajoutée à la première212; dans le courant polysomes seulement).
- Lorsque le polysomes est terminé, utilisez le <New polysomes> outil. Comme le nombre de polysomes est ajouté sous forme d'une superposition sur l'image, la fenêtre de texte mis à jour.
- Utilisez le <Enregistrer les résultats et à proximité> pour écrire le ribosome fichier de coordonnées (les unités de l'image par défaut sont utilisés) et une image PNG qui résume ribosomes et polysomes l'élite. L'image originale est fermé sans être enregistré.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Gradient de saccharose polysomal profilage de l' ensemble du cerveau de la souris
Il est possible de purifier polysomes à partir d'un lysat cellulaire par profilage polysomal, qui sépare les macromolécules en fonction de leur poids et leur taille. Profilage polysomal, des lysats cytoplasmiques obtenus à partir de cellules ou de tissus cultivés, comme dans cet exemple, sont chargés sur un gradient de saccharose linéaire et traités par ultracentrifugation pour séparer l'ARN exempt de 40S et 60S sous-unités 80S des ribosomes et des polysomes en fonction de leurs coefficients de sédimentation ( Figure 1 panneau supérieur). L'absorbance de l'échantillon à 254 nm, et la collecte de fractions permettent l'isolement de la fraction enrichie en saccharose des ribosomes ou des polysomes avec un nombre différent de ribosomes par transcription. Les fractions peuvent être collectées aliquotés pour l' imagerie AFM et stockés à -80 ° C (figure 1panneau inférieur).
Polysomes autochtones de cerveau de souris observée par l' AFM dans l' air révèlent les interactions ribosome serrés
L'acquisition des images est effectuée en utilisant le mode AC (également connu sous le mode tapping). Cette modalité est particulièrement adapté pour l'imagerie des échantillons mous (tels que les polysomes) parce que l'interaction pointe-échantillon et les forces de cisaillement correspondantes sont considérablement réduits. De cette façon, à la fois la pointe et l'échantillon sont conservés. imagerie AFM permet l'acquisition de données à haute résolution, avec des valeurs exactes qui dépendent de divers facteurs, tels que les conditions de mesure, le genre de la pointe, et les propriétés de l'échantillon. Dans les conditions décrites dans le présent document une résolution latérale d'environ 4-6 nm et une résolution verticale de 0,1-0,2 nm sont réalisables. Après le dépôt d'aliquotes de saccharose sur le mica, l'AFM fournit une description des polysomes isolés quiapparaître comme des grappes de ribosomes serrées (Figure 2A, C et C). En croisant l' analyse de la section (figure 2D), la hauteur des pics ribosomal est d' environ 14 nm, conformément à ce qui a été observé précédemment pour les ribosomes humains dans polysomes après séchage à l' air 27. Le centre de la distance centre de ribosomes identifiés par le profil de la ligne est de 23 nm, ce qui est en accord avec la dimension de ribosomes en solution 37, 38.
Le nombre de ribosomes par polysomes à partir d' une seule fraction montre une distribution mono-dispersée
La figure 3A rapporte une image typique de l' AFM obtenue par l' acquisition d' un échantillon absorbé sur du mica d'une fraction du gradient de saccharose. L'encart montre un zoom numérique d'un seul polysomes, avec un facteur de grossissement approprié pour l'identification de ribosomes dans le polysomes. Le panneau B montre la même image après l'identification du ribosome avec la macro RiboPick. Les cercles rouges (voir l'encadré) marquent les ribosomes, et un nombre progressif (cyan) est utilisé pour aider l'association du ribosome coordonne avec un polysomes spécifique. La distribution de fréquence du nombre de ribosomes par polysomes a été analysé pour la fraction n ° 10 (Voir Figure1, panneau inférieur, correspondant au moyen de poids moléculaire polysomes (MMW)), ce qui montre clairement un seul pic (Panel C, barres grises). La distribution expérimentale a été équipé d'une courbe de Gauss (ligne noire) qui a été centré à 5,8 ribosomes / polysomes, avec un écart type de 1,3 ribosomes / polysomes.
Figure 1. Profil d'absorbance représentant pour gradient de saccharose sédimentation du cerveau entier de souris. (P supérieureanel) Un polysomal lysat cytoplasmique a été obtenu à partir du cerveau de souris P27 et chargé sur un gradient de saccharose linéaire (15-50% de saccharose [p / v]). Il est possible d'observer des pics clairs correspondant à l'absorbance à 254 nm de RiboNucleoParticles (RNP), des sous-unités ribosomiques (40S et 60S), ribosomes (80S) et polysomes. Pour éviter le gel et de dégel répété cycles d'échantillons avant le dépôt AFM sur le mica, il est commode de se scinder en deux aliquotes fraction ribosome et des fractions polysomal (panneau inférieur) avec un nombre différent de ribosomes par transcription (ie, faible, moyen et élevé polysomes -molecular poids (LMW, MMW et HPM, respectivement)). Les aliquotes peuvent être stockées à -80 ° C pendant jusqu'à deux ans.
Figure 2. Images de polysomes du cerveau par tapotement-Mode microscopie à force atomique. (A) Exemple de l' image AFM de MMW cerveau polysomes après absorption de mica en utilisant une échelle de couleur grise linéaire. (B) La même image affichée dans (A) est représenté en utilisant un autre Z-gammes pour l'échelle de couleurs: 0-0,5 nm gris pour l'arrière - plan, 0,5-2 nm et 2-10 nm jaune pour ribosomes. Dans ce cas, un meilleur contraste visuel est obtenu pour les deux objets basse et haute Z portée. (C) Grossissement d'un polysomes typique MMW avec section transversale profil (ligne blanche en pointillés). Profil (D) Hauteur de deux ribosomes définies par section transversale profil (C) montre la hauteur ribosome de 14 nm. Cette valeur est compatible avec ce que précédemment observé dans AFM pour ribosomes humains dans polysomes 27.
Figure 3. Exemple de comptage du nombre de ribosomes par polysomes dans les polysomes MMW du cerveau. (A) de l' image AFM qui repréSENTS l'entrée de la macro ImageJ, RiboPick. (B) Après avoir ramassé manuellement chaque ribosomes par polysomes, marques RiboPick dans l'image de la position de chaque ribosome (cercles rouges). (C) Le nombre obtenu de ribosomes par polysomes peuvent être tracés comme une distribution qui peut être équipé d'une courbe de Gauss. Le nombre de polysomes pris en compte dans cet exemple est de 164, obtenue à partir de 9 images indépendantes. Le raccord avec la courbe de Gauss renvoie la valeur moyenne de la population de polysomes dans la fraction MMW (# / ribosomes polysomes 5,8 ± 1,3, R 2 = 0,99).
| Tampon | Composition | Application |
| tampon de lyse | 10 mM de Tris-HCl, pH 7,5 | Préparation de lysat (1.1) |
| 10 mM de NaCl | ||
| 10 mM de MgCl2 | ||
| 1% de Triton-X100 | ||
| 1% de Na-désoxycholate | ||
| 0,4 U / ml RNase Inhibitor | ||
| 1 mM de DTT | ||
| 0,2 mg / ml de cycloheximide | ||
| 5 U / ml de DNase I | ||
| 50% de la solution de saccharose | 50% (p / v) de saccharose | préparation de gradient de saccharose (1,2) |
| 100 mM de NaCl | ||
| 10 mM de MgCl2 | ||
| 10 mM de Tris / HCl pH 7,5 | ||
| 15% de solution de saccharose | 15% (p / v) de saccharose | préparation de gradient de saccharose (1,2) |
| 100 mM de NaCl | ||
| 10 mM de MgCl2 | ||
| 10 mM de Tris / HCl pH 7,5 | ||
| Solution de nickel | 1 mM NiSO4 | Préparation des échantillons pour l'AFM (2) |
| Buffer-AFM | 100 mM de NaCl | Préparation des échantillons pour l'AFM (2) |
| 10 mM de MgCl2 | ||
| 100 pg / ml cycloheximide | ||
| 10 mM de Hepes | ||
| 3% (p / v) de saccharose, pH = 7,4 | ||
| Solution de lavage | L'eau DEPC | Préparation des échantillons pour l'AFM (2) |
| 100 pg / ml cycloheximide | ||
Tableau 1. buffers.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Comme la structure de l'ADN a été prouvé être d'une importance capitale pour décrire le processus de transcription et que l'organisation de la chromatine a avancé notre compréhension du contrôle transcriptionnel de l'expression génique, il est essentiel d'analyser l'organisation et la structure des polysomes pour améliorer la compréhension véridique de la traduction et de son règlement.
Avec le protocole décrit, une densité optimale de polysomes doucement immobilisées sur une surface plane, adapté à l'imagerie AFM est obtenue. L'utilisation de ces conditions avec des échantillons commodément préparés, près de 50 polysomes par heure peuvent être acquises, prêt pour d'autres analyses et de caractérisation. En outre, des échantillons secs stockés à la température ambiante se sont révélés être appropriés pour l'imagerie après plus d'un an.
Pour obtenir avec succès les images polysomes avec notre protocole, il y a quelques étapes cruciales: d'utiliser des tissus qui a été correctement clignotera-congelés immédiatement après dissection et stocké à -80 ° C pour minimiser la dégradation de l'ARN; utiliser le tampon de lyse contenant des inhibiteurs de cycloheximide et la ribonucléase pour éviter la dissociation des ribosomes à partir d'ARNm; pour effectuer toutes les incubations sur la glace lors du dépôt de l'échantillon de mica; et lors de la préparation de l'échantillon pour l'imagerie AFM sur l'air, laver abondamment l'échantillon sur le mica avec des tampons et RNase eau libre en présence de cycloheximide. Le dernier point est particulièrement important. Si l'image semble contenir des surfaces lisses approximativement à la bonne hauteur, mais 100-1000 nm de large, cela est une indication claire d'un échantillon mal lavés (souvent ribosomes / polysomes peuvent être encore observés comme faibles, les objets incorporés). Une méthode pour résoudre ce problème est de répéter la procédure de lavage, mais cela ne réduit généralement pas la question sur un échantillon déjà séché. Dans ce cas, il vaut la peine de recommencer avec une nouvelle aliquote.
Compte tenu de la résolution de l'AFM, cette méthode pour polysomes étudiant ne peut pas résoudre le strucdétails relles des interfaces ribosomique en polysomes. En fait, l'AFM est une approche complémentaire et plus simple à cryo-EM, ce qui représente une technique efficace et robuste, pour acquérir et analyser des milliers de polysomes, et de mieux comprendre l'organisation générale de ribosome en polysomes. Surtout, ce protocole a l'avantage unique d'identifier des filaments compatibles avec l' ARN 27. Cette même procédure peut être utilisée pour tout échantillon obtenu à partir polysomal tout tissu biologique ou une lignée cellulaire. Plus important encore, il peut également être utilisé avec succès pour obtenir des informations spécifiques à la transcription en utilisant des systèmes de traduction in vitro, comme l'a récemment démontré par Lauria et ses collègues 35. Cette méthodologie ouvrira la voie à plusieurs expériences, pour mieux comprendre la cinétique de polysomes formation ou des changements dans l'organisation du polysomes dans différentes conditions cellulaires ou de tissus.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cycloheximide | Sigma | 01810 | Prepararation of lysate |
| DNAseI | Thermo Scientific | 89836 | Prepararation of lysate |
| RiboLock RNAse Inhibitor | Life technologies | EO-0381 | Prepararation of lysate |
| DEPC | Sigma | 40718 | Prepararation of lysate |
| Triton X100 | Sigma | T8532 | Prepararation of lysate |
| DTT | Sigma | 43815 | Prepararation of lysate |
| Sodium Deoxycholate | Sigma | D6750 | Prepararation of lysate |
| Microcentrifuge | Eppendorf | 5417R | Prepararation of lysate |
| Sucrose | Sigma | S5016 | Sucrose gradient preparation |
| Ultracentrifuge | Beckman Coulter | Optima LE-80K | Sucrose gradient centrifugation |
| Ultracentrifuge Rotor | Beckman Coulter | SW 41 Ti | Sucrose gradient centrifugation |
| Polyallomer tube | Beckman Coulter | 331372 | Sucrose gradient centrifugation |
| Density Gradient Fractionation System | Teledyne Isco | 67-9000-176 | Sucrose gradient fractionation |
| AFM | Asylum Research | Cypher | Polysome visualization |
References
- Buttgereit, F., Brand, M. D. A hierarchy of ATP-consuming processes in mammalian cells. Biochem J. 312, 163-167 (1995).
- Russell, J. B., Cook, G. M. Energetics of bacterial growth: balance of anabolic and catabolic reactions. Microbiol Rev. 59 (1), 48-62 (1995).
- Vogel, C., et al. Sequence signatures and mRNA concentration can explain two-thirds of protein abundance variation in a human cell line. Mol Syst Biol. 6, 400 (2010).
- Schwanhäusser, B., et al. Global quantification of mammalian gene expression control. Nature. 473, 337-342 (2011).
- Tebaldi, T., et al. Widespread uncoupling between transcriptome and translatome variations after a stimulus in mammalian cells. BMC Genomics. 13, 220 (2012).
- Kondrashov, N., et al. Ribosome-mediated specificity in Hox mRNA translation and vertebrate tissue patterning. Cell. 145 (3), 383-397 (2011).
- Topisirovic, I., Svitkin, Y. V., Sonenberg, N., Shatkin, A. J. Cap and cap-binding proteins in the control of gene expression. Wiley Interdiscip Rev RNA. 2, 277-298 (2011).
- Darnell, J. C., et al. FMRP stalls ribosomal translocation on mRNAs linked to synaptic function and autism. Cell. 146 (2), 247-261 (2011).
- Pircher, A., et al. An mRNA-derived noncoding RNA targets and regulates the ribosome. Mol Cell. 54 (1), 147-155 (2014).
- Simms, C. L., et al. An active role for the ribosome in determining the fate of oxidized mRNA. Cell Rep. 9 (4), 1256-1264 (2014).
- Kraushar, M. L., et al. Temporally defined neocortical translation and polysome assembly are determined by the RNA-binding protein Hu antigen R. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (36), E3815-E3824 (2014).
- van Heesch, S., et al. Extensive localization of long noncoding RNAs to the cytosol and mono- and polyribosomal complexes. Genome Biol. 15 (1), R6 (2014).
- Preissler, S., et al. Not4-dependent translational repression is important for cellular protein homeostasis in yeast. EMBO J. 34 (14), 1905-1924 (2015).
- Palade, G. E. A small particulate component of the cytoplasm. J Biophys Biochem Cytol. 1 (1), 59-68 (1955).
- McQuillen, K., Roberts, R. B., Britten, R. J. Synthesis of nascent protein by ribosomes in Escherichia coli. Proc Natl Acad Sci U S A. 45 (9), 1437-1447 (1959).
- Wettstein, F. O., Staehelin, T., Noll, H. Ribosomal aggregate engaged in protein synthesis: characterization of the ergosome. Nature. 2 (197), 430-435 (1963).
- Dimitriadis, E. K., et al. Tetrameric organization of vertebrate centromeric nucleosomes. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (47), 20317-20322 (2010).
- Allen, M. J., et al. Atomic force microscope measurements of nucleosome cores assembled along defined DNA sequences. Biochemistry. 32 (33), 8390-8396 (1993).
- Ban, N., Nissen, P., Hansen, J., Moore, P., Steitz, T. The complete atomic structure of the large ribosomal subunit at 2.4 Å resolution. Science. 289 (5481), 905-920 (2000).
- Schluenzen, F., et al. Structure of functionally activated small ribosomal subunit at 3.3 Å resolution. Cell. 102 (5), 615-623 (2000).
- Ben-Shem, A., et al. The structure of the eukaryotic ribosome at 3.0 Å resolution. Science. 334 (6062), 1524-1529 (2011).
- Anger, A. M., et al. Structures of the human and Drosophila 80S ribosome. Nature. 497 (7447), 80-85 (2013).
- Brandt, F., et al. The native 3D organization of bacterial polysomes. Cell. 136, 261-271 (2009).
- Myasnikov, A. G., et al. The molecular structure of the left-handed supra-molecular helix of eukaryotic polyribosomes. Nat. Commun. 5, 5294 (2014).
- Afonina, Z. A., Myasnikov, A. G., Shirokov, V. A., Klaholz, B. P., Spirin, A. S. Formation of circular polyribosomes on eukaryotic mRNA without cap-structure and poly(A)-tail: a cryo electron tomography study. Nucleic Acids Res. 42 (14), 9461-9469 (2014).
- Afonina, Z. A., Myasnikov, A. G., Shirokov, V. A., Klaholz, B. P., Spirin, A. S. Conformation transitions of eukaryotic polyribosomes during multi-round translation. Nucleic Acids Res. 43 (1), 618-628 (2015).
- Viero, G., et al. Three distinct ribosome assemblies modulated by translation are the building blocks of polysomes. J Cell Biol. 208 (5), 581-596 (2015).
- Brandt, F., Carlson, L. -A., Hartl, F. U., Baumeister, W., Grünewald, K. The three-dimensional organization of polyribosomes in intact human cells. Mol. Cell. 39, 560-569 (2010).
- Wu, X., Liu, W. Y., Xu, L., Li, M. Topography of ribosomes and initiation complexes from rat liver as revealed by atomic force microscopy. Biol Chem. 378 (5), 363-372 (1997).
- Yoshida, T., Wakiyama, M., Yazaki, K., Miura, K. Transmission electron and atomic force microscopic observation of polysomes on carbon-coated grids prepared by surface spreading. J. Electron Microsc (Tokyo). 46 (6), 503-506 (1997).
- Mikamo, E. C., et al. Native polysomes of Saccharomyces cerevisiae in liquid solution observed by atomic force microscopy. J. Struct. Biol. 151, 106-110 (2005).
- Mikamo-Satoh, E. A., et al. Profiling of gene-dependent translational progress in cellfree protein synthesis by real-space imaging. Anal. Biochem. 394, 275-280 (2009).
- Bernabò, P., et al. Studying translational control in non-model stressed organisms by polysomal profiling. J. Insect Physiol. 76, 30-35 (2015).
- Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. IH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat. Methods. 9, 671-675 (2012).
- Lauria, F., et al. RiboAbacus: a model trained on polyribosome images predicts ribosome density and translational efficiency from mammalian transcriptomes. Nucleic Acids Res. , (2015).
- Al Omran, A. J., et al. Live Imaging of the Ependymal Cilia in the Lateral Ventricles of the Mouse Brain. J Vis Exp. (100), e52853 (2015).
- Warner, J. R., Rich, A., Hall, C. E. Electron microscope studies of ribosomal clusters synthesizing hemoglobin. Science. 138, 1399-1403 (1962).
- Yazaki, K., Yoshida, T., Wakiyama, M., Miura, K. Polysomes of eukaryotic cells observed by electron microscopy. J. Electron Microsc (Tokyo). 49, 663-668 (2000).
