Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Developmental Biology

Immunomagnetisk Separasjon av Fat Depot spesifikke Sca1 Published: August 11, 2016 doi: 10.3791/53890

Introduction

Stamcelle antigen 1 (Sca1, eller Ly6A / E) ble først identifisert som en celleoverflaten markør uttrykt av blodkreft og mesenchymale stamceller 5,6. Den stromal vaskulære fraksjon (SVF) av fettvev erholdt fra mus fettdepoter er en heterogen populasjon av celler omfatter fibroblaster, makrofager, vaskulære endoteliale celler, nerveceller, og adipocyttdifferensiering forløperceller 7. Adipocyte stamceller, eller adipose-avledet stamceller (ASCs) er ikke-lipid-laden celler som bor i kollagenrike perivaskulær ekstracellulære matriks (ECM) 8. Omtrent 50% av SVF består av ASCs, som er karakterisert som avstamning-negative (Lin -) og CD29 +: CD34 +: Sca1 + 9. De fleste av disse cellene er Sca1 +: CD24 - adipocyttuttrykte forløpere, som er i stand til adipocyttdifferensiering in vitro; imidlertid bare en brøkdel av celler (0,08% av SVF) utgjør Sca1 + celler som er fullt ut i stand til prolifererende og differensiere til adipocytter i in vivo-betingelser 9. Til tross for potensialet forbeholdet om å bruke Sca1 + SVF uten å diskriminere CD24 + celler fra CD24 - celler, isolere Sca1 + ASCer fra fettdepoter ved hjelp immunomagnetisk celleseparasjon er en effektiv og praktisk metode for å bestemme celle-autonome fenotype av primær adipocyttuttrykte progenitorceller.

I feltet av fedme og diabetes, vev fibrose og inflammasjon spiller en avgjørende rolle i utviklingen og opprettholdelsen av type-2 diabetes 3. Nylig, Tokunaga et al. viste at Sca1 høye celler isolert fra lyske (eller subkutan, SQ) og perigonadal (eller visceral, VIS) C57BL6 / J fettdepoter viser ulike gen signaturer og ECM ombygging in vitro 10. MMP14 (MT1-MMP), en prototypiske medlemmer av den membran-type matriks-metalloproteinase (MMP) familie medierer utviklingen av hvite fettvev (WAT) gjennom sin kollagenolytisk aktivitet en.

Eksempler på forsøk som kan utføres med celler isolert og beriket gjennom den følgende protokoll omfatte tredimensjonal kultur, differensiering studier, kollagen degradering analyser, og RNA-sekvensering 10,11. Nedbrytnings analyser bør utføres med syre-ekstrahert kollagen for å sikre bevaring av telopeptid 11,12. Følgende protokoll vil demonstrere fremgangsmåter for å isolere primære vaskulære stromale celler fra forskjellige fettdepoter og berike adipocyttuttrykte progenitorceller ved å bruke immunomagnetisk celleseparasjon. Gyldigheten av cellen sortering vil bli vurdert med flowcytometri og gjennom å bruke Sca1-GFP mus som uttrykker GFP i Sca1 + celler, drevet av en Sca1 promoter 13.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Etikk Statement: The University of Michigan komité for bruk og vedlikehold av dyr (UCUCA) har godkjent alle metoder og protokoller i samsvar med Guide for omsorg og bruk av forsøksdyr (Institutt for Forsøksdyr Research, National Research Council). Mus er opprettholdt i en University of Michigan vivarium og får fri tilgang til mat og vann og holdt på en 12 timers mørke / lys syklus.

1. Forberedelser

  1. Forbered primære dyrkingsmedier med DMEM, 10% FBS, 1x P / S / G, og 1x antibiotika / soppmidler. Dette vil bli brukt til å holde vevet i før fordøyelse. Plasser lager og delmengde i 37 ºC vannbad.
  2. Fremstille fem milliliter type III kollagenaseoppløsning ved 5 mg / ml oppløst i HBSS (Ca +, Mg +) for hver type av fettpute å være isolert, opptil fem mus. For eksempel, når isolering SQ og VIS fra en enkelt genotype, gjør 10 ml, dersom villtype og mutant SQ og VIS, lage 20 ml. Juster pH til 7,4 og sterile filter. Delmengde i 50 ml rør. Sett til side vekk fra lys.
  3. Bruk 70% etanol for å desinfisere operasjonsområdet. Tørk ned og dekk til med en blå pad. Spray litt etanol på blå pad.
  4. Bruk 22 g nåler til å peke ut en absorberende pute til styrofoam styret og trim med saks. Spray puten med etanol og deretter satt i styret på den blå puten og dekk med en annen blå pad til begynnelsen disseksjon.
  5. Fylle to 50 ml rør med etanol og plasseres i et stativ ved siden av det kirurgiske felt. Plasser saks og pinsett i etanol.
  6. Fyll en annen 50 ml tube med PBS pluss 1x anti-anti for skylling etanol av kirurgiske verktøy.
  7. I panseret, etikett 60 mm retter for hver vevstype og fyll med kultur media varmet til 37 ºC. Plasserer platene ved siden av det kirurgiske området.

2. Isolering av subkutan (SQ) Fat Pads

  1. Avlive mus med en overdose av isofluran og pneumothorax.
  2. Skånsomtspray mus med 70% etanol og lå liggende. Pin potene til skum bord med 22 G kanyler.
  3. Lag et lite snitt i huden på nedre del av magen. Hold toppen av kuttet med pinsett, ta saksen og skille huden fra bukhinnen.
  4. Når huden er adskilt fra peritoneum fra magen til brystkassen, reflektere huden bort fra peritoneum mot hodet ved å gjøre tverrgående snitt i huden langs siden av kroppen.
  5. Reflektere den gjenværende huden holder lyske fettet bort fra kroppen og pin ned til styret med 22 g nåler.
  6. Bytt til fine saks og pinsett. Grab lyske fett puten med pinsett i origo nær bukhule og klipp bort mellom huden og lyske fett framover mot lysken unngå forurensende SQ med huden.
  7. Plasser insolated lyske fett puten i den merkede 60 mm parabolen.

3. Isolering av Visceral (VIS) Fat Pads

  1. På en lignende måte til trinn 2.5, kuttet peritoneum åpen for å eksponere den viscerale fettputer og tarm.
  2. Flytt tarmen borte mot brystkassen.
  3. Grab VIS fett puten på den distale enden og dra forsiktig opp. Dissekere ut VIS fett puten samtidig være forsiktig med å utelukke epididymal (eller livmor, hvis du bruker hunnmus) vev.
  4. Plasser i merket parabol og gjenta steg 3,3 for de resterende VIS pad.

4. Collage Fordøyelse av Fat Pads

  1. Flytt 60 mm retter til vevskultur panseret og aspirer av media.
  2. Finhakk fettputer med buede saks deretter legge til collagenase løsning. Sørg for å skylle saks og pinsett i mellom vevstyper med etanol og PBS.
  3. Rist på 300 rpm og 37 ºC i 10-20 min før vev er fordøyd. Det er akseptabelt hvis noen biter av SQ er fortsatt synlige. Dette vil bli behandlet i et senere trinn.
  4. Legge til 25 ml kulturmedium til kollagenase løsning for å stoppe den collagenase behandling, og pipette opp og ned 10 ganger med en 10 ml serologisk pipette for å spre fordøyd vev.
  5. Strain celler ved hjelp av en 100 mikrometer celle sil. Sentrifuger i 10 minutter ved 300 x g.
  6. Nøye dekanter media for ikke å forstyrre pelleten og tilsett 5 ml sterilt vann til pelleten og forsiktig pipette for å suspendere cellene. Vent 2 min å lysere erytrocytter.
  7. Tilsett 25 ml av media med 10% FBS og strekk cellene gjennom en ny 100 mikrometer celle sil.
  8. Sentrifuger i 10 minutter ved 300 x g. Dekanter media og resuspender pellet i 1 ml dyrkningsmedier.
  9. Tell cellene med et hemocytometer ved anvendelse av 1: 1 trypanblått.
  10. Plate 1 x 10 6 celler i en brønn på en seks-brønns plate.

5. Magnetisk celleseparasjon

  1. Etter ca 4-6 timer av celle adhesjon, skyll celler to ganger med HBSS (-CA, Mg). Distansere tilhenger celler ved hjelp av 0,05% trypsin. Fortynnet trypsin cellesuspensjon i 1 ml separasjon buffer og spinn for5 minutter ved 300 x g.
  2. Aspirer supernatant. Resuspender celler i 500 mL buffer. Fjern en 10 pl prøve og telle celler ved hjelp av en hemocytometer.
  3. Spinn-celler i 5 min ved 300 x g.
  4. Aspirer supernatanten helt. Resuspender celler i 90 mL buffer. Tilsett 10 mL anti-Sca1-FITC primært antistoff. Bland godt og inkuber i 10 min ved 4 ° C i mørket.
  5. Vask cellene med 1 ml buffer og sentrifugeres cellene i 5 min ved 300 x g. Fjern supernatanten helt.
  6. Resuspender celler i 80 mL buffer. Tilsett 20 mL anti-FITC mikroperler. Bland godt og inkuber i 15 min ved 4 ° C i mørket.
  7. Vask cellene med 1 ml buffer og sentrifugeres cellene i 5 min ved 300 x g.
  8. Fjern supernatanten og resuspender pellet i 500 mL buffer.
  9. Plasser kolonne i den magnetiske holderen og skylle kolonnen med 500 pl buffer.
  10. Legg cellesuspensjon til kolonnen. Unngå bobler mens pipettering.
  11. Samle umerkede Sca1 - </ Sup> celler og vaske kolonne 3 ganger med 500 mL buffer. Bare legg til ny buffer når reservoaret er tomt. Unngå bobler mens pipettering.
  12. Fjern kolonne fra den magnetiske holderen og plasser i en 15 ml konisk tube.
  13. Tilsett 1 ml buffer til kolonnen og elueres Sca1 + ved å trykke leveres stempelet gjennom kolonnen reservoaret den.
  14. Spinn ned cellefraksjoner i 5 min ved 300 x g. Resuspender celler i 1 ml kulturmedium.
  15. Fjern en 10 mL delmengde fra de merkede og umerkede fraksjoner og telle celler ved hjelp av en hemocytometer.
  16. Plate hver cellefraksjon i en brønn i en 6-brønns plate.

6. Verifikasjon av Immunomagnetisk Separation of Sca1 høy ACSS med flowcytometrisystemer

  1. Skyll cellene to ganger med HBSS (-CA, Mg) og distansere celler ved hjelp av 0,05% trypsin.
  2. Sentrifuger cellene ved 300 xg i 5 min. Resuspender celler i 1 ml kulturmedier og telle ved hjelp av et hemocytometer.
  3. Skaff> 10 6
  4. Fjern supernatanten og gjenta trinn 6,3 to ganger.
  5. Resuspender celler med 1 ml 2% geiteserum + 2% BSA og blokk i 30 minutter ved RT.
  6. Sentrifuger cellene ved 300 xg i 5 min.
  7. Fjern blokkering løsning.
  8. Legg rotte IgG2a Alexa Fluor 647 (0,25 ug, 1: 400) eller anti-Sca1 Alexa Fluor 647 (0,25 ug, 1: 400), i 100 ul PBS med 2% geiteserum og 2% BSA + PBS ved 4 ° C i 30 min i mørket.
  9. Tilsett 1 ml kald PBS til cellene. Sentrifuger 300 xg i 5 min ved 4 ° C.
  10. Fjern supernatanten og gjenta trinn 6,9 to ganger.
  11. Resuspender celler i 1 ml PBS. Passere cellesuspensjoner gjennom en 100 mikrometer celle sil i forberedelse for flowcytometrisk analyse.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Anriking av Sca1 høye ASCs fra forskjellig fett Pads.

De vaskulære stromale celler isolert fra SQ fett skjerm fibroblast-lignende, strekkes celleform uavhengig av Sca1 uttrykksnivå (figur 1A). På den annen side, VIS (EWAT-avledet) Sca1 høye og lave Sca1 celler demonstrerer tydelig forskjell i deres celleform. Som SQ (iWAT-avledet) Sca1 høye celler, vis (EWAT-avledet) Sca1 høye celler DISPLAY strukket, fibroblast-lignende cellen form, mens VIS Sca1 lave celler demonstrere epithelioid form. Sca1 høy-celler isolert fra Sca1-GFP mus er lett identifiseres som GFP-positive celler i vevskultur (figur 1B). Når disse cellene ble vurdert med flowcytometri, ble de fleste av de GFP-positive celler bekreftet å uttrykke Sca1 proteiner på celleoverflaten som detektert med Anti-Sca1 antistoff (figur 1C). Sca1 høy-celler avledet fra lyskefettpute opprettholde økt kapasitet for adipocyttdifferensiering, mens EWAT-avledede Sca1 høy-celler er mer vanskelig å skille inn i adipocytt med konvensjonell adipogenic blanding 10.

Fat Depot avhengig Gene Expression of Sca1 høye ASCs (figur 2).

Genome-wide transkriptomet analyser med RNA sekvense demonstrert anriking av gener relatert til ekstracellulære matrix proteiner og modifikatorer (GO: 0031012, GO: 0005578) i de Sca1 høye ASCs 10. Sammen med real-time PCR-analyser, var vi i stand til å demonstrere differensial uttrykk for kollagenolytisk MMP (MMP2, MMP8, MMP13, MMP14) mellom iWAT- og EWAT-avledet Sca1 høye ASCs. Når fluorescein-merkede type I kollagen geler ble anvendt t o vurdere pericellulær nedbrytningsaktivitet, observerte vi markant økt kollagen ombygging aktivitet mediert av VIS Sca1 høye ASCs 10.

Figur 1
Figur 1: Immunomagnetisk Separasjon av Murine Sca1 høye ASCs fra forskjellig fettdepoter (A) Sca1 høye og Sca1 lave ASCs isolert fra SQ (iWAT) og VIS (EWAT).. Scale = 100 mikrometer. (B) Sca1-GFP celler isolert fra iWAT av Sca-GFP mus. Scale = 100 mikrometer. (C) Celleoverflate-ekspresjon av Sca1 i Sca1-GFP-positive celler vurderes med flowcytometri. (Venstre) kontroll rotte IgG (høyre) anti-Sca1 antistoff. X-aksen, GFP intensitet. Y-aksen, Alexa-Fluor 647. Panel A vist tidligere i Tokunaga, M. et al., (2014).ig1large.jpg "target =" _ blank "> Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 2
Figur 2:. Fat Depot-Dependent Expression of kollagenolytisk MMP, TIMPs, og kollagen (A) Differential genuttrykk av ECM og ECM modifikatorer i Sca1 høye ASCs isolert fra ulike fettdepoter. (B) Økt nedbrytning av kollagen aktivitet VIS (EWAT-avledet) Sca1 høye ASCs. Nedbrytning av kollagen er vist som forsvinningen av fluorescerende signaler (piler og pilspisser). Innfelt er et forstørret bilde av fokusert kollagen degradering formidlet av enkelte celle i SQ ASCs. Celler ble dyrket i 72 timer. Data som vises tidligere i Tokunaga, M. et al., (2014). Klikk her for å vIEW en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Heri vi viser til isolering og immunomagnetisk celleseparasjon av murine ASC fra forskjellige fettputer og deres anvendelse for in vitro eksperimenter. Den presenterte fremgangsmåten er effektiv for rask isolering av et stort antall Sca1-positive ASCer, noe som er fordelaktig i den teknisk komplisert og kostbar FACS-mediert isolering av ASCer 9,14. I motsetning til FACS, betyr immunomagnetisk celleseparasjon ikke tillate bruk av multippel antigen for identifikasjon av et mål-cellepopulasjon. Likevel, hvis den overflateantigenet er godt karakterisert, ved bruk av immunomagnetisk atskillelse øker antallet celler som skal analyseres uten å stole på bruk av FACS-utstyr 15, som fortsatt ikke er lett tilgjengelig for mange biologiske forskere ved liten institutter uten kjernefasiliteter .

Det er noen viktige aspekter av prosedyren som må følges for å sikre et vellykket resultat. Anskaffelsen av ADIPose-avledet stamceller krever kirurgisk isolering av mus adipose tissue depoter. Derfor er hastigheten og nøyaktigheten av vev henting er viktig for å gi et høyt antall levedyktige celler. I tillegg, vedlikehold av rene kirurgiske felt og virkemidler er avgjørende for utfallet av prosedyren ved å hindre mikrobiell kontaminering av celle og vevsprøver. Dissekert adipose vev må være enzymatisk dissosiert i en type II kollagenaseoppløsning. ECM sammensetning varierer mellom SQ og VIS-fett pads 10,16, hvor VIS inneholder mindre kollagen enn SQ. Derfor er varigheten av VIS-fettpute fordøyelse krever omtrent halvparten av tiden som SQ. Det er akseptabelt å stoppe vevsfordøyelse etter den angitte inkubasjonstid, selv om små partikler av vev er fortsatt til stede i den kollagenaseoppløsning. Disse brikkene kan være mekanisk dissosiert med pipettering gang dyrkningsmedier er lagt til hemme collagenase aktivitet. Selv om det er mulig å fortsettedirekte til Immunomagnetisk sortering etter SVF isolasjon, våre gruppe frø 1 x 10 6 usorterte celler på plast plater for ca 4-6 timer før du fortsetter med cellesortering. Til tross for flere filtreringstrinn under SVF isolasjon, vil rusk fortsatt være til stede i cellesuspensjonen. Plating cellene før du fortsetter å Immunomagnetisk celle separasjon gir en mulighet til å vaske rusk og fristilt celler bort, og dermed gir magnetisk sortering å kun bli brukt til heftende celler som inneholder adipogenic stamceller.

Mens Sca1 ikke er funnet i menneskelige genom, identifisering og validering av alternative celleoverflateantigener uttrykt på fett depot-avhengig human adipose stamceller 17, når kombinert med denne cellen separasjonsteknikk, kan hjelpe oss å definere biologi menneskelige adipose stamceller.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noe å avsløre.

Acknowledgments

Dette arbeidet støttes av NIH DK095137 (THC). Vi takker de nåværende og tidligere lab medlemmer som har bidratt til utvikling og raffinement av de beskrevne metoder.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Type 3 Collagenase Worthington Biochemical LS004182 Tissue digestion
DMEM Gibco 11965-092 High-glucose culture medium
Pen/Strep/Glutamine (100x) Gibco 10378-016 Media antibiotic
Anti-anti (100x) Gibco 15240-062 Media antifungal
FBS Gibco 16000-044
PBS (1x, pH 7.4) Gibco 10010-023
Trypsin (0.05%) Gibco 25300-054
Cell strainer BD Bioscience 352360 100-μm cell strainer
60 mm plates BD Falcon 353004
Scissors FST 14001-12 Large
Scissors FST 14091-11 Fine, curved tip
Large Forceps FST 11000-12
Fine Forceps Any vendor
25G 5/8” needles BD 305122
22G 1.5” needles BD 305159
15 ml conical tubes BD Falcon 352097
50 ml conical tubes BD Falcon 352098
MACS separation columns Miltenyi Biotec 130-042-201
Anti-Sca1 microbead kit (FITC) Miltenyi Biotec 130-092-529 FITC-anti-Sca1 1ºAb and anti-FITC microbeads 2ºAb
AutoMACS running buffer Miltenyi Biotec 130-091-221
MiniMACS separator Miltenyi Biotec 130-042-102
MACS MultiStand Miltenyi Biotec 130-042-303
Blue chux pads Fisher 276-12424
Absorbent pads Fisher 19-165-621
Styrofoam board Use from 50 ml tubes
70% ethanol
Isoflurane Any vendor
Rat IgG2a Alexa Fluor 647 Invitrogen R2a21
Rat IgG2a anti-mouse Sca1 Alexa Fluor 647 Invitrogen MSCA21
Rat IgG2a R-PE Invitrogen R2a04
Rat IgG2a anti-mouse F4/80 R-PE Invitrogen MF48004
Round-bottom tube BD Falcon 352058
HBSS (–Ca, –Mg) Gibco 14175-095
HBSS (+Ca, +Mg) Gibco 14025-092 For collagenase solution
Type I collagen (2.7 mg/ml in 37mm acetic acid Prepare in house12
10x MEM Gibco 11430-030
1 M HEPES Gibco 15630-080
0.34 N NaOH Prepare in house
Cover slips Corning 2870-22
Alexa Fluor 594 carboxylic acid, succinimidyl ester, mixed isomers Invitrogen A-20004
0.89 M NaHCO Gibco 25080-094

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Chun, T. H., et al. A pericellular collagenase directs the 3-dimensional development of white adipose tissue. Cell. 125 (3), 577-591 (2006).
  2. Chun, T. H., et al. Genetic link between obesity and MMP14-dependent adipogenic collagen turnover. Diabetes. 59 (10), 2484-2494 (2010).
  3. Chun, T. H. Peri-adipocyte ECM remodeling in obesity and adipose tissue fibrosis. Adipocyte. 1 (2), 89-95 (2012).
  4. Sun, K., Tordjman, J., Clement, K., Scherer, P. E. Fibrosis and adipose tissue dysfunction. Cell Metab. 18 (4), 470-477 (2013).
  5. Spangrude, G., Heimfeld, S., Weissman, I. Purification and Characterization of Mouse Hematopoietic Stem Cells. Science. 241, 58-62 (1988).
  6. Welm, B. E., et al. Sca-1(pos) cells in the mouse mammary gland represent an enriched progenitor cell population. Dev Biol. 245 (1), 42-56 (2002).
  7. Gesta, S., Tseng, Y. H., Kahn, C. R. Developmental origin of fat: tracking obesity to its source. Cell. 131 (2), 242-256 (2007).
  8. Tang, W., Zeve, D., Suh, J. M., Bosnakovski, D., Kyba, M., Hammer, R. E., Tallquist, M. D., Graff, J. M. White fat progenitor cells reside in the adipose vasculature. Science. 322, 583-586 (2008).
  9. Rodeheffer, M. S., Birsoy, K., Friedman, J. M. Identification of white adipocyte progenitor cells in vivo. Cell. 135 (2), 240-249 (2008).
  10. Tokunaga, M., et al. Fat depot-specific gene signature and ECM remodeling of Sca1(high) adipose-derived stem cells. Matrix Biol. 36, 28-38 (2014).
  11. Chun, T. H., Inoue, M. 3-D adipocyte differentiation and peri-adipocyte collagen turnover. Methods Enzymol. 538, 15-34 (2014).
  12. Rajan, N., Habermehl, J., Cote, M. F., Doillon, C. J., Mantovani, D. Preparation of ready-to-use, storable and reconstituted type I collagen from rat tail tendon for tissue engineering applications. Nat Protoc. 1 (6), 2753-2758 (2006).
  13. Ma, X., Robin, C., Ottersbach, K., Dzierzak, E. The Ly-6A (Sca-1) GFP Transgene is Expressed in all Adult Mouse Hematopoietic Stem Cells. Stem Cells. 20 (6), 514-521 (2002).
  14. Berry, R., Rodeheffer, M. S. Characterization of the adipocyte cellular lineage in vivo. Nat Cell Biol. 15 (3), 302-308 (2013).
  15. Jeffery, E., Church, C. D., Holtrup, B., Colman, L., Rodeheffer, M. S. Rapid depot-specific activation of adipocyte precursor cells at the onset of obesity. Nat Cell Biol. 17 (4), 376-385 (2015).
  16. Mori, S., Kiuchi, S., Ouchi, A., Hase, T., Murase, T. Characteristic Expression of Extracellular Matrix in Subcutaneous Adipose Tissue Development and Adipogenesis; Comparison with Visceral Adipose Tissue. Int J Biol Sci. 10 (8), 825-833 (2014).
  17. Ong, W. K., et al. Identification of Specific Cell-Surface Markers of Adipose-Derived Stem Cells from Subcutaneous and Visceral Fat Depots. Stem Cell Reports. 2 (2), 171-179 (2014).

Tags

Developmental Biology adipogenesen adipose stamceller ASC ECM kollagen magnetisk celleseparasjon MMP preadipocyte Sca1 SVF
Immunomagnetisk Separasjon av Fat Depot spesifikke Sca1<sup&gt; høy</sup&gt; adipose-avledet stamceller (ASC)
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Barnes II, R. H., Chun, T. H.More

Barnes II, R. H., Chun, T. H. Immunomagnetic Separation of Fat Depot-specific Sca1high Adipose-derived Stem Cells (ASCs). J. Vis. Exp. (114), e53890, doi:10.3791/53890 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter