Summary
Un modelo de tumor primario de cáncer de mama ortotópico y la extirpación quirúrgica del tumor primario para extender la vida del ratón para generar metástasis espontánea se describen. El crecimiento del tumor y la progresión se supervisan y se cuantificaron por imágenes de fluorescencia de la luciferasa.
Abstract
La metástasis es la causa principal de mortalidad de los pacientes de cáncer de mama. El mecanismo que subyace a la metástasis de células de cáncer, incluyendo la metástasis del cáncer de mama, es en gran parte desconocida y es un foco en la investigación del cáncer. Se han establecido varios modelos de cáncer de mama espontáneos metástasis del ratón. Aquí, se presenta un procedimiento simplificado para establecer tumor primario del cáncer de mama y trasplantado ortotópico resultante metástasis espontánea que imitan la metástasis del cáncer de mama humano. En combinación con la formación de imágenes del tumor en vivo bioluminiscencia, este modelo de ratón permite el crecimiento del tumor y la cinética de progresión a controlar y cuantificados. En este modelo, se inyectó una dosis baja (1 x 10 4 células) de las células de cáncer de mama 4T1-Luc en / c de mama de ratón BALB almohadilla de grasa usando una jeringa de tuberculina. Los ratones fueron inyectados con luciferina y la imagen en varios puntos de tiempo utilizando un sistema de imagen bioluminiscente. Cuando los tumores primarios crecieron hasta el límite de tamaño como en el protocolo aprobado por el IACUC (aproximately 30 días), los ratones fueron anestesiados bajo flujo constante de 2% de isoflurano y oxígeno. El área del tumor fue esterilizada con 70% de etanol. La piel del ratón alrededor del tumor se extirpó para exponer el tumor que se retiró con un par de tijeras estériles. La eliminación del tumor primario se extiende la supervivencia de los ratones portadores de tumor 4T-1 durante un mes. Los ratones fueron entonces repetidamente con imagen formada por tumor metastásico propagación a órganos distantes. Los agentes terapéuticos pueden ser administrados para suprimir la metástasis tumoral en este punto. Este modelo es simple y, sin embargo sensible para cuantificar el crecimiento de células de cáncer de mama en el sitio primario y la cinética de la progresión a órganos distantes, y por lo tanto es un excelente modelo para estudiar el crecimiento del cáncer de mama y la progresión, y para el ensayo de agentes anti-metástasis terapéuticos y inmunoterapéuticos in vivo .
Introduction
Según la Sociedad Americana del Cáncer, el cáncer de mama es la forma más frecuentemente diagnosticado de cáncer en mujeres en los Estados Unidos. La detección temprana en combinación con terapias dirigidas se han desarrollado recientemente ha reducido significativamente la mortalidad de cáncer de mama en las dos últimas décadas. Sin embargo, el cáncer de mama sigue siendo la segunda causa principal de muerte por cáncer en mujeres en los Estados Unidos 1. La mayoría de las muertes de pacientes con cáncer de mama se deben a metástasis de células tumorales. Desafortunadamente, la mayoría de cáncer de mama es invasivo y frecuentemente metástasis en el ganglio linfático y, posteriormente, a órganos distantes, incluyendo el hueso, pulmón, hígado y cerebro. 1,2 no hay actualmente ningún tratamiento eficaz para el cáncer de mama metastásico. Por lo tanto, el desarrollo de agentes quimioterapéuticos y inmunoterapéuticos para suprimir el cáncer de mama metastásico es de gran importancia.
cáncer de mama Varios modelos de metástasis espontánea de ratón han been desarrollado para estudiar los mecanismos moleculares que subyacen a la progresión de las células tumorales de mama y metástasis y para ser utilizados como modelos para el desarrollo de agentes terapéuticos. 1,3-5 Sin embargo, la mayoría de estos modelos de ratón son modelos de tumores genéticos que, mientras excelentes modelos para mecanicista estudios, no son adecuados para el ensayo de agentes terapéuticos desde la metástasis toma meses para desarrollar en estos modelos genéticos, requiriendo por lo tanto la administración costosa a largo plazo de los agentes anti-cáncer. progresión tumoral 6,7 Monitoring en ratones vivos también es técnicamente difícil. Por el contrario, un modelo de metástasis de cáncer de mama trasplantado tiene las ventajas de la progresión del tumor a corto plazo y fácil de seguimiento de la progresión tumoral en ratones vivos. El modelo de ratón de metástasis espontánea 4T1 ortotópico de cáncer de mama es un modelo de tumor trasplantado tales. 8 En este modelo, las células de tumor de mama se trasplantan en la almohadilla de grasa mamaria de establecer nódulos tumorales primarios. El tumor primarioa continuación, se pueden extirpar quirúrgicamente como en pacientes con cáncer de mama humano. 4T1 células tumorales son altamente invasivos. 8,9, 3,10 Casi todos los portadores de tumores desarrollan metástasis en ratones 30 días después del trasplante del tumor en la almohadilla de grasa mamaria. Sin embargo, los tumores 4T1 crecer agresivamente en los sitios primarios y los tamaños de los tumores a menudo exceden los límites que se permiten en la mayoría de los animales protocolos. En esta etapa, las metástasis son a menudo micrometástasis. Por lo tanto, es esencial para eliminar los tumores primarios para permitir el progreso metástasis para el ensayo de agentes terapéuticos. Aquí, se presenta el establecimiento de un procedimiento simple y sin embargo sensible de trasplante de tumor primario, la extirpación quirúrgica del tumor primario y la bioluminiscencia cuantificación basada en imágenes del crecimiento tumoral y la progresión 4T1 in vivo.
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Protocol
Todos los procedimientos siguen las pautas y protocolos aprobados por la Universidad de Georgia Regents Uso de Animales y el Comité de Cuidado.
1. Establecimiento de un tumor ortotópico de cáncer de mama
- Un día antes del experimento, la cultura de aproximadamente 2 x 10 6 células tumorales 4T1-Luc en una placa de cultivo de 10 cm en 10 ml de medio RPMI que contiene 10% de FBS. Incubar la placa de cultivo en un incubador de CO2 a 37 ° C y 5% de CO2.
- En el día de la inyección de células tumorales, eliminar medio de cultivo de la placa de cultivo con vacío, añadir 5 ml de fosfato estéril (PBS), pH 7,4 a la placa de cultivo, y agitar suavemente el plato para lavar la superficie de cultivo, eliminar el PBS por el vacío.
- Añadir 2 ml de tripsina-EDTA (0,05% de tripsina y EDTA 0,53 mM) a la placa de cultivo, se incuba en el incubador de CO2 a 37 ° C durante aproximadamente 5 min. Consultar las células en un microscopio invertido para asegurarse de que todas las células se separan de la parte inferior de la placa de cultivo. </ Li>
- Se inactiva la tripsina mediante la adición de 8 ml de medio que contiene suero, las células de transferencia a un tubo cónico de 15 ml y centrifugar las células a aproximadamente 450 xg durante 3 min a TA.
- Eliminar el sobrenadante por las células de vacío y volver a suspender en 10 ml de PBS. centrifugar las células a aproximadamente 450 xg durante 3 min. Eliminar el sobrenadante por vacío, y volver a suspender las células en 10 ml de PBS.
- Pipeta de 10 l de la suspensión celular en un hemocitómetro bajo la cubierta de vidrio. Contar las células para determinar la concentración de células. Resuspender las células en PBS a una densidad de 2 x 10 5 células / ml de HBSS. Transferir las células a un tubo de microcentrífuga de 1,5 ml estéril y mantener las células en hielo hasta su uso.
- Utilice hembra BALB / c ratones de 6 a 8 semanas para inyección de células tumorales.
- Afeitarse el vello cerca que rodea el pezón # 3 usando un cortador de pelo electrónico. La inyección de células 4T1 en la almohadilla de grasa mamaria glándula 3 genera de forma reproducible la metástasis de pulmón. Limpiar la zona afeitada utilizando el bastoncillo de algodón humedecido en un 70% etanol. Resuspender las células invirtiendo el tubo de microcentrífuga de 2 - 3 veces. Suavemente aspirado de 50 l de suspensión de células en un CC ½ 27 G 1/2 jeringa de tuberculina.
- Inyectar las células tumorales en la almohadilla de grasa mamaria bajo el # 3 de la glándula mamaria de un ratón BALB / c. Coloque el ratón en una jaula limpia y volver a la jaula para instalación de alojamiento de los animales. Espere aproximadamente 21 - 30 días para el desarrollo del tumor. El crecimiento del tumor se debe supervisar de forma regular de acuerdo con las políticas de la institución para estudios de tumores.
2. vivo Ratón La bioluminiscencia de imágenes del crecimiento tumoral
- ratones imagen cada 3 días después de la inyección de los ratones de transferencia del tumor a la facilidad de formación de imágenes. Inyectar 100 luciferina l (30 mg / ml en PBS) por vía intraperitoneal (ip) a ratones antes de la imagen. Después de aproximadamente 10 min, anestesiar los ratones en una cámara de inducción con 2% O flujo de isoflurano / 2. Utilice las pinzas para tocar la pierna del ratón. No hay respuesta al tacto confirma that el ratón es totalmente inconsciente.
- Coloque los ratones en la cámara de formación de imágenes con continua isoflurano 2% y O 2 a un caudal de 2 L / min. Coloque el ratón de tal manera que el área de interés (es decir, la almohadilla mamaria de la inyección inicial del tumor) se enfrenta a la cámara del sistema de imagen. Asegúrese de que la nariz y la boca del ratón se fijan firmemente dentro del tubo de anestesia. Los animales deben ser anestesiados por las normas veterinarias en la institución.
- Adquirir imágenes de bioluminiscencia con una variedad de diferentes tiempos de exposición. Por ejemplo, ajustar la exposición a 30, campo de visión (FOV) de 25, altura del objeto a 1,5 cm, y obtener imágenes fotográficas luminiscentes con bajo poder de rayos X. Establecer las unidades de medida de "luminosidad".
- Utilice una gama de color lineal automática con un máximo de aproximadamente 10 unidades de 2,4 x 7 resplandor. Después de la adquisición de las imágenes iniciales, ajustar la configuración y obtener una imagen optimizada (Figuras 3 y 4).
- Devolver los ratones para limpiar las jaulas y garanticen los ratones a recuperar la consciencia con la deambulación antes de devolver los animales a las instalaciones de la vivienda.
- Analizar los datos con el software de imagen de estar asociado con el instrumento de imagen. El uso de un programa de imágenes, trazar una línea cerrada alrededor de la región de interés (ROI). Utilice el software de imagen para determinar la intensidad de la radiación de la ROI. Registrar las intensidades relativas de cada ROI para cada ratón.
NOTA: radiancia intensidades más altas indican mayores niveles de células luminiscentes, y por lo tanto un mayor crecimiento tumoral. - examinar visualmente el ratón cada 3 días para los efectos adversos.
NOTA: Los ratones se pesaron una vez por semana. Una pérdida de peso de peso corporal 15% se considera efecto adverso y los ratones portadores de tumores se practicó la eutanasia como se describe en el paso también se sometieron a eutanasia 5. Los ratones con tumores ulcerados.
3. extirpación quirúrgica de tumores primarios
NOTE: tijeras, pinzas de autoclave y los clips de la herida y la herida de aplicación de grapas (Figura 1).
- Realizar la cirugía en una campana estéril para mantener una condición estéril para reducir el riesgo de infección. Un día antes de la cirugía, se afeita el área que rodea los tumores de los ratones portadores de tumores con un cortador de pelo eléctrico.
- Aproximadamente de 2 - 4 horas antes de la cirugía, a alimentar a los ratones tabletas masticables formuladas carprofeno para los ratones a una dosis de 5 mg / kg peso corporal.
- Poner los ratones en una cámara que contiene 2% de isoflurano en oxígeno de aproximadamente el 30 seg. Continuamente anestesiar el ratón utilizando un aparato de anestesia durante todo el período quirúrgico.
- Utilice un palillo de algodón estéril para aplicar el ungüento veterinario para los ojos del ratón para evitar la sequedad, mientras que bajo anestesia. Utilice las pinzas para tocar la pierna del ratón. No hay respuesta al tacto confirma que el ratón es totalmente inconsciente.
- Desinfectar el área de la piel alrededor del sitio del tumor con tres alternatoallitas de un exfoliante jabón desinfectante. Limpie el área quirúrgica con un 70% de alcohol limpie.
- Utilice un bisturí esterilizado (Figura 1) para cortar una pequeña incisión cerca del tumor.
- Inserte la punta de un par de tijeras esterilizadas a la incisión para cortar la piel alrededor del tumor para exponer el nódulo tumoral (Figura 2A). Mantenga el tumor con pinzas estériles y utilizar las tijeras para separar el tumor de la piel (figura 2B). Guardar la muestra de tumor por congelación en un congelador a -80ºC o mediante la fijación en solución de formalina al 10% para uso futuro.
- Cerrar el sitio quirúrgico con 9 mm clips de la herida utilizando el aplicador de auto-clip (Figura 1). Devolver el ratón a una jaula limpia con ropa de cama en autoclave. Los animales deben ser controlados por las directrices institucionales.
NOTA: El ratón usualmente recupera la conciencia suficiente y comienza a moverse en la jaula de aproximadamente el 10 - 30 minutos después de la cirugía. - Administrar carprofeno alos ratones de nuevo 24 horas después de la cirugía. El carprofeno es para la analgesia post-cirugía y la prescripción de la analgesia post-cirugía debe ser verificada mediante la consulta directa con el personal veterinario de la institución. Retire los clips de la herida después de la herida se cura (por lo general dentro de los 5 - 7 días después de la cirugía). Retire los clips de la herida utilizando el removedor de auto-clip.
4. vivo Ratón La bioluminiscencia de imágenes de la metástasis tumoral
- ratones imagen cada 3 días después de la cirugía tal como se describe en el paso 2.
5. Validación de metástasis pulmonares con tinta china La inflación de los pulmones portadores del tumor
NOTA: Para validar los resultados de las imágenes en vivo de tumores luciferasa, realice la India la inflación de la tinta de los pulmones del ratón portador de un tumor para cuantificar los nódulos tumorales. Células 4T1 también metástasis a otros órganos y tejidos (Figura 5) y por lo tanto, el examen histológico de estos órganos para validar la metástasis del tumor debe realizarse si es necesario. Este uso del protocolo LUNg metástasis como un ejemplo.
- Mantener los ratones en sus jaulas existentes para la eutanasia. Cuando alojados con otros animales, reubicar los ratones no ser sacrificados a una jaula diferente.
- Retire la tapa del filtro y vuelva a colocar la jaula con la parte superior del filtro de CO2. Encienda el cilindro comprimido CO 2 de gas (100%) que está conectado a la parte superior del filtro CO 2. Ajuste el caudal a 2 l / min y mantener CO 2 durante al menos 10 minutos. Si los ratones siguen respirando al final de 10 minutos, dejar el CO 2 de hasta por lo menos 1 minuto después de los ratones dejan de respirar. Desactivar el control de cilindros de CO2 y el medidor de flujo. Esperar 3 minutos más y retirar la tapa del filtro.
- Coloque el ratón sacrificado en su parte posterior en una placa de poliestireno. Fijar las piernas para garantizar el acceso sin obstáculos a la tráquea. Rociar los ratones con 70% de etanol.
- Con un par de tijeras, corte a lo largo de la línea media de la mitad del abdomen del ratón a través de la caja torácica y arriba hacia la salivariar glándulas. Observar la tráquea. El uso de fórceps para retirar tejidos que rodean la tráquea para exponer la tráquea.
- Enhebrar una punta de la pipeta por debajo de la tráquea. Sujetando la punta con una mano, levante suavemente la tráquea hacia arriba y lejos del cuerpo.
- Girar la plataforma que sostiene el ratón 180 °. Utilice un CC ½ 27 G 1/2 jeringa de tuberculina para inyectar tinta de la India (10% tinta china y 0,1% hidróxido de amonio) a los pulmones a través de la tráquea. Completamente inflar los pulmones con tinta hasta que se sintió una fuerte resistencia.
- Use un par de tijeras para cortar la tráquea. El uso de fórceps para sostener el ratón e insertar otro juego de pinzas debajo de los pulmones y tirar de los lóbulos del pulmón de ratón. Enjuague el breve pulmones en un vaso que contiene agua.
- En una campana de humos química, la transferencia de los pulmones a un vial de centelleo de vidrio que contiene 3 ml de solución de Fekete (50% de etanol, 6% de formaldehído y ácido acético glacial 3%). Se tapa el vial para evitar que la solución se evapore.
NOTA: Los tejidos se pueden almacenar en la solución de Fekete indefinidamente. - Después de unos minutos, observar nódulos tumorales como puntos blancos en los pulmones negros (Figura 5). El nódulo tumoral blanco es visible por los ojos. La transferencia de los pulmones a un plato en una campana de humos y contar el número de manchas blancas. Cada mancha blanca representa un solo nódulo tumoral metastásico.
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Representative Results
Establecimiento de mama Cáncer de ratón modelo ortotópico
4T1 es una línea celular de carcinoma de mama agresivo. La inyección de tan poco como 1 x 10 4 células en la almohadilla de grasa mamaria puede conducir a la creación de un solo nódulo tumoral en el sitio de la inyección (Figura 2A). Por lo tanto, el tumor imita carcinoma de mama primario humano. Casi el 100% ratones desarrollan el tumor ortotópico. El tamaño del tumor se puede cuantificar usando un calibrador digital o mediante formación de imágenes en vivo del tumor (Figura 3). Los tumores son detectables aproximadamente 3 días después de la inyección del tumor usando un sistema de imágenes de bioluminiscencia, y la intensidad de luminiscencia aumenta a medida que aumenta el tamaño del tumor (Figura 3). Por lo tanto, este modelo es un modelo ortotópico de cáncer de mama ideal para probar la eficacia de la quimioterapia y agentes inmunoterapéuticos contra todos los estadios del carcinoma mamario.
Metástasis Espontánea
En pacientes con cáncer de mama humano, los tumores primarios se extirpan quirúrgicamente después del diagnóstico. Sin embargo, un gran número de pacientes que ya tiene LN o metástasis a distancia en el momento del diagnóstico. En el procedimiento, la mayoría de los ratones han desarrollado LN y metástasis a distancia después de 30 días de trasplante de tumor. El procedimiento quirúrgico descrito elimina por completo el tumor primario (Figura 2B). No hay tumores primarios residuales se detectan en los sitios tumorales primarias 10 - 30 días después de la cirugía (Figura 2B). La extirpación quirúrgica del tumor primario se extiende la vida útil de los ratones portadores de tumores, pero no impide la metástasis de tumores a varias partes de los ratones. Estas metástasis pueden ser detectados por el método de formación de imágenes en vivo (Figura 4). Por tanto, este modelo es un modelo de cáncer de mama metástasis espontánea que imita los pacientes de cáncer de mama humano. Este modelo es útil para: 1) el estudio de BRE espontáneametástasis del cáncer ast (por ejemplo, células 4T1 se puede transfectar con un gen de interés para poner a prueba las funciones de estos genes en el cáncer de mama metástasis espontánea); y 2) probar la eficacia de los agentes quimioterapéuticos y inmunoterapéuticos contra la metástasis de mama espontáneos en un huésped inmune competente. Los sitios de y los grados de la metástasis pueden ser detectados por imágenes en vivo (Figura 4) y validar con un segundo enfoque (Figura 5). de imágenes de luminiscencia puede cuantificar la carga tumoral del pulmón completo. Inflación de la tinta de los pulmones portadores de tumores permite recuento preciso de los nódulos tumorales reales de cada pulmón (Figura 5), de este modo, lo que representa un método de cuantificación de cortesía de la metástasis tumoral.
Figura 1. Herramientas de la cirugía. 1.Stainless bisturí, 2. fórceps. 3. Tijeras inoxidables. 4. Autoclabio aplicador de grapas de heridas. 5. Autoclip clip de la herida removedor. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. El Modelo de tumor ortotópico 4T1. Se inyectaron células. A 4T1 tumorales (1 x 10 4 células en 100 l de PBS), las células en la almohadilla de grasa mamaria. Treinta días después de la inyección del tumor, se sacrificó el ratón y se examinó para el crecimiento del tumor. Se muestra la ratones portadores de tumores con un solo nódulo tumoral en el sitio de inyección (flecha amarilla). B. El tumor como se muestra en A se extirpa quirúrgicamente. Se muestra el 4T1 ratones portadores de tumores 10 días después de la extirpación quirúrgica del tumor primario. Por favor, haga clic aquí para ver una mayorversión de esta figura.
Figura 3. imágenes de tumores en vivo por imágenes de tumores en vivo basado en la luciferasa. 4T1 células tumorales (1 x 10 4 células en 100 l de PBS), las células se inyectaron en la almohadilla de grasa mamaria. El ratón fue fotografiada en los días 7, 14 y 28. Se muestra es la intensidad de la luminiscencia del tumor primario. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4. Visualización de la progresión tumoral por imágenes de tumores en vivo basado en la luciferasa. 4T1 células tumorales (1 x 10 4 células en 100 l de PBS), las células se inyectaron en la almohadilla de grasa mamaria. El tumor primario se extirpó quirúrgicamente como shpropia en la Figura 3. El ratón fue entonces Imaged 17 días después de la extirpación quirúrgica del tumor primario. Se muestra la imagen de la metástasis. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5. La visualización de nódulos pulmonares tumorales por inflación tinta de la India. El pulmón del ratón portador del tumor fue inflado con tinta china y se fija en la solución de Fekete. Los puntos blancos son las metástasis pulmonares. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Se han desarrollado muchos tipos de modelos de ratones transgénicos de la metástasis del cáncer de mama. 1 Estos ratones transgénicos tienen alta incidencia de tumor que van desde 60 a 100%. Sin embargo, la incidencia de metástasis de estos ratones transgénicos es mucho menor que la incidencia de tumores (14-100%). Las células tumorales metastatizan a LN y los pulmones en la mayoría de estos modelos de ratones transgénicos de la metástasis del cáncer de mama. La latencia metástasis varía de un modelo a otro y varía de 2 a 8 meses. 6,11-16 Estos modelos de ratones transgénicos de la metástasis del cáncer de mama son excelentes sistemas para el estudio de los mecanismos genéticos y moleculares que subyacen a la metástasis del cáncer de mama. Sin embargo, la baja incidencia de metástasis y la latencia de la metástasis largo limitan la utilidad de estos modelos en la prueba de los agentes anti-cáncer.
La implantación ortotópica de células 4T1 en la almohadilla de grasa mamaria, con la formación de tumores primarios y el crecimiento metastásico posterior, resemblit múltiples etapas de cáncer de mama malignos, incluyendo la formación de tumores primarios, metástasis de ganglios linfáticos y metástasis órgano distante. Por otra parte, el trasplante singénico evita reacción inmunológica del huésped contra injerto que permite el estudio de la contribución de microambiente tumoral, incluyendo el sistema inmunológico, a la progresión del tumor maligno. Este modelo también es útil para estudiar la respuesta inmune del huésped contra el tumor. Por lo tanto, la inyección de células 4T1 en la almohadilla de grasa mamaria representa un método rápido y cuantitativo para estudiar la metástasis del cáncer de mama.
El modelo ortotópico tumor 4T1 trasplante tiene una incidencia de tumores del 100% en menos de 30 días y 100% de incidencia de metástasis en menos de 60 días (Figura 2-4). Además, a diferencia de la mayoría de los modelos de ratones transgénicos de la metástasis del cáncer de mama, las células tumorales 4T1 también metastatizan al hueso (Figura 4), de este modo, se asemeja a la metástasis del cáncer de mama humano.
expressi establesen de la luciferasa de codificación de cDNA en células 4T1 tumorales permite la monitorización del crecimiento del tumor y la progresión en ratones vivos con el tiempo (Figura 3). La carga tumoral y la cinética de la metástasis pueden ser cuantificados en base a la intensidad de la luminiscencia. Además, los sitios de metástasis también se pueden identificar por la formación de imágenes de la luciferasa (Figura 4) y validados con un enfoque complementario (Figura 5). Por lo tanto, este modelo de metástasis espontánea cáncer de mama es un excelente modelo para determinar la eficacia de los agentes anti-metástasis in vivo.
La mayor parte de la cirugía implica el cierre de cortes con suturas. A continuación, se observó que los clips de la herida inoxidable funcionan bien (Figura 1). El clip de la herida puede ser fácilmente esterilizado y fácilmente aplicada con el aplicador de autoclip (Figura 1). Las grapas para heridas se pueden eliminar fácilmente con el removedor de pinza (Figura 1) después de que la herida ha sido curada. Hemos observido ninguna infección con esta técnica quirúrgica en más de 20 cirugías.
Una limitación de este modelo es la tasa de crecimiento del tumor rápido. La mayoría de los ratones que portan metástasis muere en 1 - 2 meses después de la cirugía debido a la amplia carga de la metástasis. Otra limitación es que 4T1 es una línea celular de ratón y su respuesta a los fármacos experimentales podría diferir de la respuesta de las células humanas. Esto debe ser considerado en el diseño del estudio para las pruebas de droga experimental.
En resumen, hemos optimizado un procedimiento simple y sin embargo sensible de cáncer de mama ortotópico modelo de metástasis espontánea. Este modelo imita la metástasis del cáncer de mama humano. La cinética de progresión del tumor pueden ser monitorizados y se cuantificaron con el tiempo. Este modelo es un ideal no sólo para el estudio de crecimiento del cáncer de mama y metástasis, sino también para probar la eficacia de los agentes quimioterapéuticos y inmunoterapéuticos 17 en la supresión de la metástasis del cáncer de mama espontánea.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ami-X Imaging System | Spectral Instruments Imaging Inc. Tucson, AZ | ||
| IsoTec SurgiVet | Anesthesia Service & Equipment , Inc., Atlanta, GA | ||
| AutoClip Physicians Kit | Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD | 427638 | |
| 9 mm AutoClip Applier | Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD | 427630 | |
| 9 mm AutoClip Remover | Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD | 427637 | |
| 9 mm AutoClip Wound Clip | Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD | 427631 | |
| Sharp-Pointed Dissecting Scissors | Fisher | 8940 | |
| Dissecting Fine-Pointed Forceps | Fisher | 8875 | |
| 1/2 CC 27 G 1/2 tuberculin syringe | Becton Dickinson and Co. NJ | 305620 | |
| RPMI 1640 medium | Mediatech Inc | 10-040-CV | |
| PBS | Mediatech Inc | 21-040-CV | |
| 70% Ethanol | Ultrapure-usa.com | ||
| Trypsin-EDTA | Mediatech Inc | 25-040-CI |
References
- Fantozzi, A., Christofori, G. Mouse models of breast cancer metastasis. Breast Cancer Res. 8, 212 (2006).
- Weigelt, B., Peterse, J. L., van 't Veer, L. J. Breast cancer metastasis: markers and models. Nat Rev Cancer. 5, 591-602 (2005).
- Kocaturk, B., Versteeg, H. H. Orthotopic injection of breast cancer cells into the mammary fat pad of mice to study tumor growth. J Vis Exp. , (2015).
- Stewart, T. J., Abrams, S. I. How tumours escape mass destruction. Oncogene. 27, 5894-5903 (2008).
- Lopez, J. I., et al. CD44 attenuates metastatic invasion during breast cancer progression. Cancer Res. 65, 6755-6763 (2005).
- Khanna, C., Hunter, K. Modeling metastasis in vivo. Carcinogenesis. 26, 513-523 (2005).
- Cuevas, B. D., Winter-Vann, A. M., Johnson, N. L., Johnson, G. L. MEKK1 controls matrix degradation and tumor cell dissemination during metastasis of polyoma middle-T driven mammary cancer. Oncogene. 25, 4998-5010 (2006).
- Danna, E. A., et al. Surgical removal of primary tumor reverses tumor-induced immunosuppression despite the presence of metastatic disease. Cancer Res. 64, 2205-2211 (2004).
- Tao, K., Fang, M., Alroy, J., Sahagian, G. G. Imagable 4T1 model for the study of late stage breast cancer. BMC Cancer. 8, 228 (2008).
- Hu, X., et al. Deregulation of apoptotic factors Bcl-xL and Bax confers apoptotic resistance to myeloid-derived suppressor cells and contributes to their persistence in cancer. J Biol Chem. 288, 19103-19115 (2013).
- Kwan, H., et al. Transgenes expressing the Wnt-1 and int-2 proto-oncogenes cooperate during mammary carcinogenesis in doubly transgenic mice. Mol Cell Biol. 12, 147-154 (1992).
- Guy, C. T., Cardiff, R. D., Muller, W. J. Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease. Mol Cell Biol. 12, 954-961 (1992).
- Almholt, K., et al. Reduced metastasis of transgenic mammary cancer in urokinase-deficient mice. Int J Cancer. 113, 525-532 (2005).
- Gallego, M. I., Bierie, B., Hennighausen, L. Targeted expression of HGF/SF in mouse mammary epithelium leads to metastatic adenosquamous carcinomas through the activation of multiple signal transduction pathways. Oncogene. 22, 8498-8508 (2003).
- Lin, S. C., et al. Somatic mutation of p53 leads to estrogen receptor alpha-positive and -negative mouse mammary tumors with high frequency of metastasis. Cancer Res. 64, 3525-3532 (2004).
- Ridgeway, A. G., McMenamin, J., Leder, P. P53 levels determine outcome during beta-catenin tumor initiation and metastasis in the mammary gland and male germ cells. Oncogene. 25, 3518-3527 (2006).
- Zimmerman, M., Hu, X., Liu, K. Experimental metastasis and CTL adoptive transfer immunotherapy mouse model. J Vis Exp. , (2010).
