Abstract
Fünf verschiedene Wasserpassivsammler wurden unter Laborbedingungen kalibriert für die Messung von 124 Legacy- und aktuell verwendete Pestizide. Diese Studie liefert ein Protokoll für die passive Probenvorbereitung, Kalibrierung, Extraktionsverfahren und Instrumentalanalysen. Abtastraten (R S) und Passivsammler-Wasser - Verteilungskoeffizienten (K PW) wurden für Silikonkautschuk berechnet, polaren organischen chemischen integrative Sampler POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS und 18 C - Laufwerks. Die Aufnahme der ausgewählten Verbindungen auf ihre physikalisch - chemischen Eigenschaften abhängig, das heißt, Silikonkautschuk zeigte eine bessere Aufnahme für mehrere hydrophobe Verbindungen, während POCIS-A (Octanol-Wasser - Verteilungskoeffizient (K OW)> 5,3 log), POCIS-B und SDB- RPS Scheibe waren besser geeignet für die hydrophilen Verbindungen (log K OW <0,70).
Introduction
Pestizide werden kontinuierlich in die Gewässer eingeleitet und kann ein Risiko für Wasserorganismen 1 darstellen. Die Überwachung von Pestiziden in der wässrigen Umgebung wird in der Regel greifen Probenahme unter Verwendung von , jedoch geht diese Sampling - Technik nicht in vollem Umfang für die zeitlichen Veränderungen berücksichtigen aufgrund von Schwankungen der Strömung oder episodisch Eingänge in Konzentrationen (zB Niederschlag, Mischwassereinleitungen, Abwasser Lagune release) 2 , 3. So müssen Überwachungsverfahren für eine bessere Abschätzung von Umweltrisiken mit Pestiziden verbessert werden. Passive Abtastung ermöglicht eine kontinuierliche Überwachung über einen längeren Zeitraum mit minimaler Infrastruktur und niedrige Schadstoffkonzentrationen 4,5.
Passivsammler wurden im Grundwasser 6, Frischwasser 7-10, Abwasser 11 und Meeresgewässer 12 ein wertvolles Werkzeug für die Überwachung erwiesen. Neben Überwachungszwecke
Die detaillierte Video soll zeigen, wie zu kalibrieren und Passivsammler für Pestizide in Wasser gelten. Die spezifischen Ziele enthalten i) Vorbereitung, Extraktion und instrumentelle Analytik für 124 einzelne Pestizide unter Verwendung von fünf verschiedenen Arten von passiven sampl auszuführenERS, einschließlich Silikongummi, polares organisch - chemisches integrative sampler (POCIS) -A, POCIS-B, SDB-RPS und C 18 Disk, ii) zu beurteilen , R S und K PW für die Pestizide in einer Laborstudie Aufnahme und iii) zu zeigen, wie die entsprechende Passivsammler der Zielverbindung von Interesse auszuwählen und wie TWA-Konzentrationen für den jeweiligen Passivsammlers zu berechnen.
Referenzstandards und passive Sampler Geräte
Zielverbindungen enthalten 124 Erbe und derzeit verwendeten Pestizide einschließlich Herbizide, Insektizide und Fungizide (Tabelle 1). Interne Standardmischung (IS - Gemisch) enthalten fenoprop (2,4,5-TP), Clothianidin-D 3, ethion und Terbuthylazin-D 5. Andere Chemikalien enthalten Methanol (MeOH), Acetonitril (ACN), Aceton (ACE), Dichlormethan (DCM), Cyclohexan (CH), Ethylacetat (EA), Petroleum ether (PE), 2-Propanol, 25% ige Ammoniaklösung, Essigsäure (HAc) und Ameisensäure (FA). Fünf verschiedene passive Probenahme - Geräte wurden charakterisiert, einschließlich Silikonkautschuk, POCIS-A und POCIS-B, SDB-RPS und C 18 Scheibe 1,21.
Tabelle 1. Passive Sampler Abtastrate (R 'S, L Tag -1), Sampler-Wasser - Verteilungskoeffizienten (K' PW, L kg -1) und Gleichungen (Gl.) Für die Berechnung der Konzentrationen in Feldproben verwendet für einzelne Pestizide ein. (Nachdruck aus Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Charakterisierung von fünf passive Probenahmegeräte zur Überwachung von Pestiziden in Wasser, 1-11, Copyright (2015), mit Genehmigung von Elsevier 22.) Bitte hier klicken , um diese Datei herunterzuladen.
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Protocol
1. Passive Sampler Planung und Vorbereitung
- Silikon - Gummiplatten
- Schneiden Sie die Silikongummiplatten (600 mm x 600 mm, 0,5 mm dick) in Streifen von 2,5 mm x 600 mm und 2,5 mm x 314 mm ein Edelstahl-Cutter und verbinden sie ein Edelstahl-Blindniete mit (3,2 mm x 10 mm ) mit einer Nietmaschine insgesamt sampler Streifengröße von 2,5 mm x 914 mm (Oberfläche = 457 cm 2, Sorbensmasse = 15,6 g, Volumen = 22,9 cm 3) zu erhalten.
- Legen Sie die Silikonkautschuke in einer Extraktionskammer einer Soxhletapparat. 50 ml EA in der Extraktionskammer und 250 ml EA und drei Siedesteine in einem 500-ml-Rundkolben, Flasche.
- Verbinden Sie die Extraktionskammer mit der Flasche Kolben und einem Kondensator. Reinigen Sie die Siliconkautschuke durch Soxhlet-Extraktion für 96 Stunden bei etwa 80 ° C, und trocknen Sie sie danach unter leichtem Stickstoffgas.
- Bringen Sie die Silikonkautschuk striPE auf eine Edelstahl spider Probenhalter durch die Silikongummistreifen Umwickeln um die Stäbe auf dem Halter (Abbildung 1). Befestigen jedes Ende des Silikongummistreifen an einer Stange auf dem Halter unter Verwendung von Kabelbindern.
Abbildung 1. Schematische aus Silikonkautschuk. Passive Sampler Schema für Silikonkautschuk , welche die Befestigung des Silikonkautschuk - Streifen auf eine Edelstahl Spinne Probenhalter A) von oben und B) der Seitenansicht. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version zu sehen diese Figur.
- POCIS-A und POCIS-B
- Für POCIS-A Platzieren 220 mg HLB bulk Sorptionsmittel (Oberfläche = 1,78 x 10 6 cm 2) zwischen zwei 9,0 cm mal 9,0 cm square Polyethersulfon (PES) Membranen (Abbildung 2).
- Für POCIS-B Platzieren 220 mg eines Sorptionsmittel - Mischung (dh hydroxyliertes Polystyrol-Divinylbenzol - Harz (80%) und ein kohlenstoffhaltiges Adsorptionsmittel auf einem Styrol - Divinylbenzol - Copolymer dispergiert ist (20%)) (Oberfläche = 2,82 x 10 6 cm 2) zwischen zwei PES - Membranen (Abbildung 2).
- Komprimiert das Sorbens und zwei PES zwischen zwei Edelstahlringe manuell (Innen - Ø = 5,4 cm) und befestigen Sie ihn auf einem Edelstahl - Probenhalter (Abbildung 2).
Abbildung 2. Schematische Darstellung der zur passiven Probenplatten. Passive Sampler Schema für POCIS A, POCIS B, SDB-RPS Scheibe und 18 C - Platte zeigt A) den Zusammenbau des Passivsammlers Edelstahlringe mit Polyethersulfon (PES) membranes, und die Empfangsphase und B) die Montage auf einem Edelstahl - Probenhalter. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
- SDB-RPS Platte und C 18 Scheibe
- Legen Sie die SDB-RPS (Oberfläche = 35 cm 2, Sorbens Masse = 0,34 g, Volumen = 1,7 cm 3) und C 18 Scheiben (Oberfläche = 35 cm 2, Sorbens Masse = 0,58 g, Volumen = 1,7 cm 3) zwischen zwei PES - Membranen (Abbildung 2). Komprimieren Sie die Scheiben und zwei PES zwischen zwei Edelstahlringe manuell (Innen - Ø = 5,4 cm) und befestigen Sie ihn auf einem Edelstahl - Probenhalter (Abbildung 2).
2. Labor Uptake Experimente
HINWEIS: Die Aufnahme Laborexperimente wurden durchgeführt, um quantitativ die Aufnahme k charakterisiereninetics für 124 einzelne Pestizide für fünf verschiedene passive Sampler Geräte unter kontrollierten Bedingungen.
- Führen Sie die Aufnahme Studie in rechteckigen Glasbehältern (jeweils ~ 95 L): Tank 1) Silikonkautschuk (n = 16), Tank 2) POCIS-A (n = 16), POCIS-B (n = 16) und Tank 3 ) SDB-RPS Platte (n = 16), 18 Platte C (n = 16). Füllen Sie natürliche Wasser in die drei Tanks.
- Führen alle Versuche bei einer konstanten Wassertemperatur (~ 20 ° C) und unter turbulenten Wasserbedingungen (~ 10 cm sec -1) unter Verwendung von zwei Elektropumpen an der Wand auf jeder Seite angebracht. Führen Sie die Experimente im Dunkeln die Wirkung der photochemischen Abbau zu minimieren.
- Spike jedes Glasbehälter mit einem Pestizid Standardmischung , die 124 Pestizide eine Glasspritze (c ≈ 400 ng L -1 für einzelne Pestizide im Wassertank). Nehmen Sie die Passivsammler manuell aus den Tanks, in Zeitintervallen von 5, 11, 20, und 26 days, die Abtastraten der Pestizide zu bestimmen.
- Überwachen Sie die Konzentrationen der Pestizide in jedem Tank durch das Sammeln von 100 ml Wasserproben am Tag 0, 5, 11, 20 und 26. Die Analyse der Wasserproben durchgeführt wird, wie an anderer Stelle 21 beschrieben.
- Für die Qualitätskontrolle aussetzen Leerproben auf Raumluft für 1 Stunde am Tag 0 und dann speichern und sie als reale Proben zu behandeln. Speichern Sie alle Extrakte sowie die 100 ml Wasserproben aus den Tanks bei -18 ° C bis zur weiteren Analyse gesammelt.
3. Probenextraktion
- Silikon-Gummi
- Vor der Extraktion, Trocknen des Silikongummistreifen unter einem Strom von hochreinem Stickstoffgas.
- Für die Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS) Analyse, Durchführung der Fest-Flüssig - Extraktion Soxhlet - Extraktion 22 verwendet wird .
- Legen Sie das Silikongummi in den Soxhlet-Extraktor. In 250 ml PE / ACE (50/50, v / v) und 3 boiling Steine in die runde Flasche Kolben.
- Spike der Silikonkautschuk mit 100 ul einer IS - Mischung (c = 5 ng ml -1) unter Verwendung einer Glasspritze. 50 ml PE / ACE (50/50, v / v) in den Soxhlet-Extraktor. Schalten Sie die Heizung und führen Sie die Soxhlet-Extraktion für 19 h und dann schalten Sie die Heizung ab.
- Konzentrieren der Extrakte durch Rotationsverdampfung, gefolgt von leichten Stickstoffblasen bis zu 1 ml. Tauschen Sie das Lösungsmittel CH / ACE (90/10, v / v) durch Zugabe von dreimal 1 ml CH / ACE (90/10, v / v) während der Stickstoffblasen bis zu 1 ml.
- Für Flüssigchromatographie-Tandem - Massenspektrometrie (LC-MS / MS - Analyse), führen die Extraktion Soxhlet - Extraktion 22 verwendet wird .
- Legen Sie das Silikongummi in den Soxhlet-Extraktor. In 250 ml Methanol und 3 Siedesteinen in die runde Flasche Kolben und 50 ml Methanol in den Soxhlet-Extraktor. Spike der Silikonkautschuk mit 100 ul einer IS - Mischung (c = 5 ng ml -1) unter Verwendung eines Glas SYRinge.
- Schalten Sie die Heizung und führen Sie die Soxhlet-Extraktion für 19 h und dann schalten Sie die Heizung ab. Konzentrieren der Extrakte durch Rotationsverdampfung, gefolgt von leichten Stickstoffblasen bis zu 1 ml. Tauschen Sie das Lösungsmittel zu ACN durch Zugabe von 1 ml ACN während der Stickstoffblasen bis zu 1 ml.
- POCIS-A und POCIS-B
- Öffnen Sie die POCIS Sampler sorgfältig und übertragen das Sorbens mit Reinstwasser einen Trichter in eine vorgereinigte leer Polypropylen Festphasenextraktion (SPE) Patrone (6 ml), die zwei Polyethylen (PE) Fritten. Trocknen Sie das Sorbens durch Vakuum Wasser zu entfernen. Das Gewicht des leeren und verpackt SPE-Kartusche, das Gewicht des Sorptionsmittel zu steuern. Bitte beachten Sie, dass verschiedene Patronen verwendet werden, für die GC-MS und LC-MS / MS-Analyse.
- Vor der Elution, Spike das Sorbens mit 100 ul einer IS - Gemisch (c = 5 ng ml -1) mit einer Glasspritze. Eluieren POCIS-A und POCIS-B Sorptionsmittel 5 unter Verwendung vonml EA für GC-MS - 22.
- Konzentrieren der Extrakte auf 1 ml durch leichten Stickstoffblasen nach unten. Tauschen Sie das Lösungsmittel CH / ACE (90/10, v / v) durch Zugabe von dreimal 1 ml CH / ACE (90/10, v / v) während der Stickstoffblasen bis zu 1 ml.
- Elute POCIS-A und B-POCIS Kartuschen unter Verwendung von 1,5 ml MeOH , gefolgt von 8 ml DCM / MeOH (80/20, v / v) für die LC-MS / MS - Analyse 22. Konzentrieren der Extrakte auf 1 ml durch leichten Stickstoffblasen nach unten. Tauschen Sie das Lösungsmittel zu ACN durch Zugabe von 1 ml ACN während der Stickstoffblasen bis zu 1 ml.
- SDB-RPS und C 18 Scheibe
- Übertragen Sie einzelne Platten von SDB-RPS und C 18 Scheibe in ein Becherglas und trocknen Sie sie unter Stickstoffgas. Spike der Platten mit 100 ul einer IS - Mischung (c = 5 ng ml -1) unter Verwendung einer Glasspritze und beschallen sie zweimal in einem Becherglas bei Raumtemperatur, zuerst mit 5 ml EE für 10 min und dann mit 3 ml von 10 min EA.
- Transfer boten Extrakte in ein Glasrohr, konzentrieren sie auf 2 ml durch leichten Stickstoff Schlag nach unten, und teilen sie in zwei Fraktionen von 1 ml (für GC-MS und LC-MS / MS-Analyse, beziehungsweise).
- Konzentrieren der Extrakte auf 0,5 ml durch leichten Stickstoffblasen nach unten und tauschen das Lösungsmittel CH / ACE (90/10, v / v) für die GC-MS - Analyse 22. Konzentrieren der Extrakte auf 0,5 ml durch leichten Stickstoffblasen nach unten und tauschen das Lösungsmittel zu ACN für LC-MS / MS - Analyse 22.
4. Wasserproben
- Spike 20 ml Wasserprobe mit 100 ul einer IS - Mischung (c = 5 ng ml -1) mit einer Glasspritze, 3 ml DCM, Wirbel für 3 min, und dekantieren in einem Phasentrenner für die GC-MS - Analyse 22.
- Nachdem die beiden Phasen werden getrennt, die DCM-Phase in ein Glasrohr Perkolat. Die Extraktion mit 3 ml DCM, und spülen Sie das Röhrchen mit 2 ml DCM. Schließlich konzentrieren, die Extrakte auf 0,5 ml durch leichten Stickstoff blow-down und Excge das Lösungsmittel CH / ACE (90/10, v / v).
- Analysieren die Wasserproben unter Verwendung großvolumiger Injektion, ähnlich dem Verfahren , beschrieben an anderer Stelle durch LC-MS / MS 21.
5. instrumentelle Analytik
- GC-MS-Analyse
- Führen der instrumentellen Analysen der CH / ACE Extrakte GC-MS - Systeme in Elektronenionisation (EI) und negative chemische Ionisierung (NCI) Modus, bzw. 22.
- Für die GC-MS-Methode EI Verwendung injizieren Aliquots von 1 & mgr; l mit splitless Injektionsverfahren auf einer HP-5 MS UI-Säule (30 m, 0,25 mm Innendurchmesser, 0,25 & mgr; m-Film).
- Für die GC-MS-Methode unter Verwendung von CI, injizieren Teilmengen von 3 ul auf einer HP-5 MS UI-Säule (30 m, 0,25 mm Innendurchmesser, 0,25 & mgr; m-Film).
- HPLC-MS / MS-Analyse
- Führen Sie die instrumentellen Analysen der ACN-Extrakte mittels HPLC-MS / MS-Schnittstelle mit einem Elektrospray-Ionisations-Quelle in negativer ((-) ESI) und positiv-Ionen-mOde ((+) ESI) 22.
- Für (+) ESI, verdünnen 100 ul der ACN extrahiert mit 900 & mgr; l Reinstwasser auf pH 5 FA mit.
- Für (-) ESI, verdünne 100 ul des ACN extrahiert mit 900 & mgr; l Lösung von 1% FA in Reinstwasser.
- Für (+) ESI Verwenden eines binären Gradienten , bestehend aus 2-Propanol / Methanol / 10 mM Ammoniumformiat (6/2/92, v / v / v) und MeOH bei einer Fließgeschwindigkeit von 0,3 ml min -1.
- Für (-) ESI für eine binäre Gradient aus ACN / Reinstwasser 0,1% HAc und ACN + 0,1% HAc bei einer Fließgeschwindigkeit von 0,3 ml min -1.
- Injizieren alle Proben eine großvolumige Injektion von 500 & mgr; l unter Verwendung von mit zwei Online - SPE - Säulen (jeweils 20 x 2 mm id und 20-25 & mgr; m Teilchengrße) und einer analytischen Säule (C 18, 100 x 3 mm, 3,5 & mgr; m) 21.
6. Theorie auf Passive Sampling
HINWEIS: Die Aufnahme Profil der Chemikalie auf die Passivsammler medium (PSM) ist in drei Abschnitte unterteilt: Linear, krummlinigen und Gleichgewicht (Abbildung 3).
Abbildung 3. Passive Probenaufnahmekurve. A) und C) Aufnahmekurve für die akkumulierte Menge an Acetamiprid und Dimethoat, jeweils in den Passivsammler (N t) in ng absolute und B) und D) Wassertank Konzentration von Acetamiprid und Dimethoat jeweils in ng L - 1. Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
- Berechnen Sie den äquivalenten Wasservolumen (V eq L) für einen Passivsammler durch die akkumulierte Menge an Zielverbindungen in der Passivsammler nach t Tagen nach der Exposition Dividieren (N 't (c w, ng L -1).
(1) - Leiten Sie die Abtastrate (R S, L Tag -1) von der linearen Aufnahmephase der Aufnahmeprofil, durch die Steigung von V eq gegen Stationierung Zeit.
- Berechnen Sie die K PW (L kg -1) für einzelne Pestizide mit Gl. 2.
(2)
wobei m p das Sorbens Masse pro Sampler ist (ng). - In der linearen Aufnahmephase, die Berechnung der TWA - Konzentration des Analyten in Wasser durch das Passivsammler abgeleitet (c TWA, ng L -1) unter Verwendung von Gl. 3.
(3)
wobei R S die sampling Rate (L Tag -1) und t ist die Bereitstellungszeit (Tage). - In der gekrümmten Phase berechnen c TWA Gl. 4.
(4) - In der Gleichgewichtsphase, berechnen c TWA Gl. 5.
(5)
(1) 
(2) 
(3) 
(4) 
(5) 7. Statistische Datenanalyse
- Testen nicht-normalen Verteilung der Daten einen Shapiro-Wilk - Test 23 verwendet wird . Verwenden Sie nicht-parametrischer Spearman-Rangkorrelation für K PW und R S vs physikalisch - chemischen Eigenschaften der getesteten Pestizide (Spearman-rho im Bereich von -1 bis 1) 24.
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Representative Results
Fünf verschiedene passive Probentechniken wurden für die Aufnahme von 124 Vermächtnis verglichen und aktuell verwendete Pestizide einschließlich Silikonkautschuk (Abbildung 1), und POCIS A, POCIS B, SDB-RPS und C 18 Scheibe (Abbildung 2). Die Leistung des Extraktionsverfahrens und die instrumentelle Analytik wurde optimiert. Die Ergebnisse der Experimente zur Aufnahme Labor verwendet werden , um die "S und log K 'R berechnen PW - Werte (Tabelle 1) auf der Grundlage der Aufnahmeprofil für einzelne Pestizide (Abbildung 3). Die Ergebnisse zeigten , dass Silikonkautschuk besser geeignet für hydrophobe Verbindungen ist (Octanol-Wasser - Verteilungskoeffizienten (K log 'OW)> 5,3), während mehr polare Verbindungen (log K' OW <0,70) wurden besser durch POCIS A, POCIS B aufgenommen und SDB-RPS Scheibe (Abbildung 4). R 'S -1), K 'PW (L kg -1) und Gleichungen (Eq.) Kann für die Berechnung der Konzentrationen in Feldproben für einzelne Pestizide (Tabelle 1) 22 verwendet werden.
Abbildung 4. K OW vs Passivsammlers Art. Box-Whisker-Plots für einzelne Pestizide durch Silikonkautschuk (n = 86), polare organische chemische integrative Sampler (POCIS) -A (n = 106), POCIS-B (n aufgenommen = 110), SDB-RPS Platte (n = 65) und C 18 Scheibe (n = 54) in Bezug auf ihre Octanol-Wasser - Verteilungskoeffizient (K OW). Hinweis: Die Pestizide wurden nur enthalten, wenn die Pestizid-Konzentration in der Passivsammlers bedeuten wurde von mehr als 0,1% auf den Mittelwert pe im Vergleichsticide Konzentration im Wasser. (Geändert von Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Charakterisierung von fünf passive Probenahmegeräte zur Überwachung von Pestiziden in Wasser, 1-11, Copyright (2015), mit Genehmigung von Elsevier .) 22 Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
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Discussion
Für die Qualitätskontrolle als Standardverfahren, Labor Rohlingen, Nachweisgrenzen (LOD), Einziehungen und die Wiederholbarkeit wurden 23 untersucht. Einige Pestizide wurden in den Leerproben bei niedrigen Konzentrationen nachgewiesen. LOD wurden als der Wert des tiefsten Punktes der Eichkurve eingestellt, die die Kriterien eines Signal-Rausch-Verhältnis von 3. Die durchschnittlichen LOD absolute auf Spalte für Silikonkautschuk injiziert wurden 8,0 pg trifft, 1,7 pg absolut für POCIS-A, 1,6 pg absolut für POCIS-B, 3,0 pg absolut für SDB-RPS - Disk, und 1,6 pg absolut für C 18 Platte. Alle Konzentrationen wurden durch die Stachel korrigiert Mischung. Durchschnittliche Methode Einziehungen basierend auf Stachel passiven Proben der nativen Pestizide (n = 3) waren 68%, 110%, 92%, 89% und 70% für Silikonkautschuk, POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS Platte und C 18 Scheibe, respectively. Die durchschnittliche Wiederholbarkeit für einzelne Pestizide (n = 10) waren 19%, 20%, 16%, 33% und 36% für Silikon rubber, POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS Scheibe und C 18 Scheibe sind.
Die meisten Pestizide hatte eine kurze lineare Aufnahmekurve (5 bis 10 Tage) und nach 26 Tagen ins Gleichgewicht gebracht, das heißt, 89 des 124 für Silikonkautschuk, 97 von 124 für POCIS-A, 99 124 für POCIS-B, 32 von 124 für SDB-RPS Platte und 36 124 für C 18 Platte. Daher ist für die meisten Pestizide könnte ein log K 'PW berechnet werden (Tabelle 1). Wenn ein Pestizid nicht äquilibrieren, einem log K 'wurde PW angenommen, daß er höher als der berechnete log K' PW für die Äquilibrierung Phase. Der Median R 'S (L Tag -1) waren 0,86 für Silikonkautschuk, 0,22 für POCIS-B, 0,18 für POCIS-A, 0,05 für SDB-RPS Scheibe und 0,02 für C 18 Platte. Die hohe R 'S für Silikonkautschuk kann durch die höhere Sorbens Masse (m p) aus Silikonkautschuk (m p erklärt werden (m p = 0,22-0,58 g). Das mittlere log K PW (L kg -1) waren 4,78 für POCIS-B, 4,56 für POCIS-A, 3,17 für SDB-RPS - Disk, 3,14 für Silikonkautschuk und 2,71 für C 18 Platte. Unterschiede können durch verschiedene Oberflächenbereiche erläutert (a p) , die für POCIS-A höher waren und POCIS-B (a p = 1,78 × 10 6 cm 2 und 2,82 × 10 6 cm 2, jeweils) im Vergleich zu Silikonkautschuk (a p = 457 cm 2), SDB-RPS Platte und C 18 Disk (a p = 35 cm 2 für beide). Es ist wichtig zu beachten , dass die R' - S zwischen verschiedenen Kalibrierungsverfahren und der Art der passive sampler variieren kann, so besteht ein Bedarf standardisierte Protokolle für Kalibrierverfahren 25 zu definieren.
Diese Studie wurde unter Verwendung von statischen depl ausgeführtEtion was den Vorteil hat, eine einfache Set-up mit vielen Wiederholungen zu haben, aber Konzentration Erschöpfung im Laufe der Zeit in Betracht gezogen werden muss. Zukünftige Aufnahmestudien sollten Durchfluss mit Belichtungs Tanks mit konstanter Expositionskonzentrationen oder in-situ unter realistischen Feldeinsatzbedingungen 19 durchgeführt werden. Natürliches Wasser in die Laborkalibrierungsexperimente verwendet wurde, jedoch kann der DOC haben einen Einfluss auf die Bestimmung der Abtastraten. 19 ferner die Verwendung von Leistung und Referenzverbindungen (PRCs), die den Passivsammler vor der Bereitstellung versetzt werden kann verwendet werden , in-situ - Aufnahmeraten zu berechnen und für genauere Schätzungen von TWA Konzentrationen ermöglichen. 26
Das Protokoll K PW aus Silikonkautschuk und 18 C - Platte zeigte eine signifikante positive Korrelation mit log K OW (Spearman-rho = 0,53 und 0,48, p <0,0001).Für die log R S - Werte wurde eine signifikante positive Korrelation nur zwischen log R S und log K OW aus Silikonkautschuk (Spearman-rho = 0,56, p <0,0001). Im allgemeinen hat der K OW für spezifische Zielverbindungen 14,27 ein guter Parameter zur Vorhersage der Eignung des passiven sampler erwiesen. Eine Vielzahl verschiedener Pestizide wurden in dieser Studie mit einem log K OW im Bereich von -2,6 bis 7,0 untersucht. Im Allgemeinen sind die fünf getesteten Passivsammler der Lage waren, Pestizide mit einer breiten Palette von verschiedenen K OW für Silikonkautschuk (K OW = 0,70 - 7,0) zu akkumulieren, POCIS A (-1,9 - 5,3), POCIS B (-1,9 - 5,2) , SDB-RPS Platte (-1,2 - 4,7) und 18 C Scheibe (1,3-5,3) (Abbildung 4). Unsere Ergebnisse zeigten , dass Silikonkautschuk besser geeignet für hydrophobe Verbindungen (log K OW> 5.3), währendmehr polare Verbindungen (log K OW <0,70) besser wurden von POCIS A, B und POCIS SDB-RPS Scheibe (4) aufgenommen.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Methanol | Merck Millipore | 1.06035.2500 | |
| Acetonitrile | Merck Millipore | 1.00029.2500 | |
| Acetone | Merck Millipore | 1.00012.2500 | |
| 2-propanol | Merck Millipore | 1.00272.2500 | |
| Dichloromethane | Merck Millipore | 1.06054.2500 | |
| Ammoniak | Merck Millipore | 1.05428.1000 | Purity 25% |
| Formic acid | Sigma-Aldrich | 94318-50ML-F | Purity ~98% |
| Ethyl acetate | Sigma-Aldrich | 31063-2.5L | for pesticide residue analysis |
| Petroleum ether | Sigma-Aldrich | 34491-4X2.5L | for pesticide residue analysis |
| Acetic acid | Sigma-Aldrich | 320099-500ML | Purity ≥99.7% |
| Cyclohexane | Fisher Chemicals | C/8933/17 | for residue analysis |
| Empty polypropylene SPE Tube with PE frits, 20 μm porosity, volume 6 ml | Supelco | 57026 | |
| Empore SPE Disks, C18, diam. 47 mm | Supelco | 66883-U | Passive sampler |
| Empore SPE Disks, SDB-RPS (Reversed-Phase Sulfonate), diam. 47 mm | Supelco | 66886-U | Passive sampler |
| POCIS-A | EST | POCIS-HLB | Passive sampler |
| POCIS-B | EST | POCIS-Pesticide | Passive sampler |
| Polyethersulfone (PES) membranes | EST | PES | |
| Silicone rubber sheet | Altec | 03-65-4516 | Passive sampler |
| Agilent 5975C | Agilent Technologies | 5975C | GC-MS |
| HP-5MS UI | J&W Scientific | HP-5MS | Analytical column for GC-MS |
| Agilent 6460 | Agilent Technologies | 6460 | HPLC-MS/MS |
| Strata C18–E, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size | Phenomenex | Strata C18–E | Online SPE column for LC-MS/MS |
| Strata X, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle size | Phenomenex | Strata X | Online SPE column for LC-MS/MS |
| Zorbax Eclipse Plus C18 | Agilent Technologies | Zorbax Eclipse Plus C18 | Analytical column for LC-MS/MS |
| Isolute phase separator, 25 ml | Biotage | 120-1907-E | |
| Stainless steel blind rivet, 3.2x10 mm | Ejot & Avdel | 951222 |
References
- Rodney, S. I., Teed, R. S., Moore, D. R. J. Estimating the toxicity of pesticide mixtures to aquatic organisms: A review. Hum. Ecol. Risk Assess. 19 (6), 1557-1575 (2013).
- Kreuger, J. Pesticides in stream water within an agricultural catchment in southern Sweden, 1990-1996. Sci. Total Environ. 216 (3), 227-251 (1998).
- Carlson, J. C., Challis, J. K., Hanson, M. L., Wong, C. S. Stability of pharmaceuticals and other polar organic compounds stored on polar organic chemical integrative samplers and solid-phase extraction cartridges. Environ. Toxicol. Chem. 32 (2), 337-344 (2013).
- Alvarez, D. A., et al. Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic environments. Environ. Toxicol. Chem. 23 (7), 1640-1648 (2004).
- Vrana, B., et al. Passive sampling: An effective method for monitoring seasonal and spatial variability of dissolved hydrophobic organic contaminants and metals in the Danube river. Environ. Pollut. 184, 101-112 (2014).
- Dougherty, J. A., Swarzenski, P. W., Dinicola, R. S., Reinhard, M. Occurrence of herbicides and pharmaceutical and personal care products in surface water and groundwater around Liberty Bay, Puget Sound, Washington. J. Environ. Qual. 39 (4), 1173-1180 (2010).
- Muñoz, I., Martìnez Bueno, M. J., Agüera, A., Fernández-Alba, A. R. Environmental and human health risk assessment of organic micro-pollutants occurring in a Spanish marine fish farm. Environ. Pollut. 158 (5), 1809-1816 (2010).
- Wille, K., et al. Rapid quantification of pharmaceuticals and pesticides in passive samplers using ultra high performance liquid chromatography coupled to high resolution mass spectrometry. J. Chromatogr. A. 1218 (51), 9162-9173 (2011).
- Poulier, G., et al. Estimates of pesticide concentrations and fluxes in two rivers of an extensive French multi-agricultural watershed: application of the passive sampling strategy. Environ. Sci. Pollut. Res. 22 (11), 8044-8057 (2015).
- Moschet, C., Vermeirssen, E. L. M., Singer, H., Stamm, C., Hollender, J. Evaluation of in-situ calibration of chemcatcher passive samplers for 322 micropollutants in agricultural and urban affected rivers. Water Res. 71, 306-317 (2015).
- Petty, J. D., et al. An approach for assessment of water quality using semipermeable membrane devices (SPMDs) and bioindicator tests. Chemosphere. 41 (3), 311-321 (2000).
- Metcalfe, C. D., et al. Contaminants in the coastal karst aquifer system along the Caribbean coast of the Yucatan Peninsula, Mexico. Environ. Pollut. 159 (4), 991-997 (2011).
- Allan, I. J., et al. Field performance of seven passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances. Environ. Sci. Technol. 43 (14), 5383-5390 (2009).
- Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC - Trend. Anal. Chem. 24 (10), 845-868 (2005).
- Allan, I. J., Harman, C., Ranneklev, S. B., Thomas, K. V., Grung, M. Passive sampling for target and nontarget analyses of moderately polar and nonpolar substances in water. Environ. Toxicol. Chem. 32 (8), 1718-1726 (2013).
- Escher, B. I., et al. Evaluation of contaminant removal of reverse osmosis and advanced oxidation in full-scale operation by combining passive sampling with chemical analysis and bioanalytical tools. Environ. Sci. Technol. 45, 5387-5394 (2011).
- Pesce, S., Morin, S., Lissalde, S., Montuelle, B., Mazzella, N. Combining polar organic chemical integrative samplers (POCIS) with toxicity testing to evaluate pesticide mixture effects on natural phototrophic biofilms. Environ. Pollut. 159 (3), 735-741 (2011).
- Booij, K., Smedes, F., Van Weerlee, E. M., Honkoop, P. J. C. Environmental monitoring of hydrophobic organic contaminants: The case of mussels versus semipermeable membrane devices. Environ. Sci. Technol. 40 (12), 3893-3900 (2006).
- Harman, C., Allan, I. J., Vermeirssen, E. L. M. Calibration and use of the polar organic chemical integrative sampler-a critical review. Environ. Toxicol. Chem. 31 (12), 2724-2738 (2012).
- Jonker, M. T. O., Der Heijden, S. A. V. an, Kotte, M., Smedes, F. Quantifying the effects of temperature and salinity on partitioning of hydrophobic organic chemicals to silicone rubber passive samplers. Environ. Sci. Technol. 49 (11), 6791-6799 (2015).
- Jansson, C., Kreuger, J. Multiresidue analysis of 95 pesticides at low nanogram/liter levels in surface waters using online preconcentration and high performance liquid chromatography/tandem mass spectrometry. J. AOAC Int. 93 (6), 1732-1747 (2010).
- Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization of five passive sampling devices for monitoring of pesticides in water. J. Chromatogr. A. 1405, 1-11 (2015).
- Royston, P. Approximating the Shapiro-Wilk W-test for non-normality. Stat. Comput. 2 (3), 117-119 (1992).
- Gauthier, T. D. Detecting trends using Spearman's rank correlation coefficient. Environ. Forensics. 2 (4), 359-362 (2001).
- Morin, N., Miège, C., Coquery, M., Randon, J. Chemical calibration, performance, validation and applications of the polar organic chemical integrative sampler (POCIS) in aquatic environments. TrAC - Trend. Anal. Chem. 36, 144-175 (2012).
- Water Quality - Sampling - Part 23: Guidance on Passive Sampling in Surface Waters. ISO 5667-23:2011. , (2011).
- Morin, N., Camilleri, J., Cren-Olivé, C., Coquery, M., Miège, C. Determination of uptake kinetics and sampling rates for 56 organic micropollutants using "pharmaceutical" POCIS. Talanta. 109, 61-73 (2013).
