Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

Dissection och Platt-montering av storspigg branchial skelett

Published: May 7, 2016 doi: 10.3791/54056

Introduction

En otrolig mängd mångfald finns i huvudet skelett bland ryggradsdjur, särskilt bland fiskar. I många fall denna mångfald underlättar olika strategier utfodrings 1-4, och kan innebära stora förändringar för både externa och interna kraniofaciala mönstring. Den branchial skelettet ligger internt i halsen av en fisk och omger större delen av munhålan. Den branchial skelett består av 5 serie homologa segment, den främre fyra som stöder gälarna. Tillsammans utgör dessa fem segment fungerar som ett gränssnitt mellan fisk och deras mat 5. Variation i en mängd egenskaper, inklusive Gälräfständer, svalg tänder, och branchial ben bidrar till en effektiv föda på olika typer av mat.

Spigg har genomgått en adaptiv strålning efter förfäders havs former koloniserade sötvattensjöar och bäckar i hela norra halvklotet. Förskjutningen i dietenfrån små djurplankton i havet till större byten i sötvatten har resulterat i dramatisk trofisk variation i flera kraniofaciala drag sex. Även om många studier har fokuserat på externa kraniofaciala skillnader i spigg 7 - 13 viktiga kraniofaciala förändringar utvecklas upprepade gånger i den interna brankiala skelett. Möjligheten att skapa bördiga hybrider mellan morfologiskt distinkta Pigg populationer ger ett utmärkt tillfälle att kartlägga den genetiska grunden för utvecklade förändringar i branchial skelettet.

En trofisk drag av ekologiska betydelse är mönstring av Gälräfständer, periodiska dermal ben som kantar de främre och bakre ytorna hos branchial ben och används för att filtrera byten. Fisk som vanligtvis äter små byten tenderar att ha längre och tätare fördelade Gälräfständer jämfört med fisk som livnär sig på större byten 14,15. Variation i Gälräfständer har rapporterats både wnom och mellan arter 14-19, och aspekter av gill raker mönstring bidra till närings nischer och fitness 16. Årtionden av forskning har väldokumenterade gill raker antal och längd variation i threespine spigg 17 - 21; emellertid dessa studier fokuserar typiskt på den första raden i Gälräfständer. Senaste arbete har visat modularitet i den genetiska kontrollen av gill ställningsnummer över branchial skelett 22,23 och över en enda rad i gill raker avstånd 23 och längd 24 betonar vikten av att studera mer än raden en eller ett enda gill raker att förstå utvecklings genetiska grunden för gill ställnings minskning.

En andra trofiska drag av både ekologiska och biomedicinsk betydelse är mönstring av svalget tänder. Tänder i fiskar kan placeras i både den orala käken och i brankiala skelett, känd som faryngeala tänder. Orala tänder används främst för prey fånga medan svalg tänder används för tugg och byte manipulation 25-27. Båda uppsättningarna bildar via gemensamma utvecklingsmekanismer och anses utvecklings homolog 28. Intressant modularitet sker där vissa arter, såsom zebrafisk, brist oral och rygg svalget tänder 29, medan andra arter har flera tandade ceratobranchials, pharyngobranchials, och ibland tandade basihyal och hypobranchials 30. I sticklebacks är svalg tänder hittas ventralt på femte ceratobranchial och dorsalt på den främre och bakre pharyngobranchials 31. Kinematik på Pigg utfodring visar den orala käken används främst för byte infångning och underlätta sug utfodring 9 lämnar tugg till svalg käken. I ciklider varierar lägre svalget käken morfologi dramatiskt 32,33 och har visat sig vara adaptiv och korreleras med trofiska nisch 34. MångPLE sötvatten Pigg populationer har utvecklats dramatiska ökningar i ventrala svalg tand nummer 23,35,36. Senaste arbete har visat att utvecklings genetiska grunden för detta utvecklats tand vinst är i hög grad skiljer sig i två oberoende härledda populationer av sötvatten spigg 36. Till skillnad från däggdjurs tänder, fisk regenerera sina tänder kontinuerligt under vuxenlivet 37. Båda dessa tidigare beskrivna höga tandade sötvattenspopulationer har utvecklats en accelererad tandersättningsgrad, vilket ger en sällsynt ryggradsdjur för att studera den genetiska grunden för regenerering 36.

En tredje trofisk drag som har utvecklats flera gånger i sötvatten sticklebacks är längre epibranchial och ceratobranchial ben, de brankiala bågen segmenthomologer av den övre och undre käken, respektive 38. Längre branchial ben ger en större munhålan och sannolikt är adaptiv för att tillåta större byten att vara consumed. Vidare i andra fiskar, epibranchial ben är viktiga för depression av rygg faryngeala tandplattorna 25. Liksom Gälräfständer och svalg tänder, de branchial ben är interna och därmed svårt att enkelt visualisera eller kvantifiera.

Här presenterar vi ett detaljerat protokoll för att dissekera och platt-montera branchial skelettet, vilket gör det enkelt visualisering och kvantifiering av en rad viktiga kraniofaciala drag. Även om detta protokoll beskriver en spigg dissektion, fungerar denna samma metod på en variation av andra fiskar.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

All fisk arbete godkändes av Institutional Animal Care och användning kommittén vid University of California-Berkeley (protokollnummer R330). Eutanasi utfördes med användning av nedsänkning i 0,025% tricaine-S buffrade med 0,1% natriumbikarbonat 39. Alla steg utförs vid rumstemperatur.

1. Beredning

Obs: Utför steg 1,1-1,5 i koniska rör eller scintillationsfläskor som kan försegla tätt och läggas horisontellt. Fisk behöver inte ständigt skakas, men försök att blanda lösningen så ofta som möjligt genom att försiktigt vända eller skaka racket av rör eller flaskor för att exponera alla sidor av fisken till färglösningen och låt fläcken att penetrera vävnaden jämnt. Placera inte en stor sats av fisk på en plattform shaker, som den tunga vikten av vätskan kommer att bryta shaker.

  1. Fäst antingen nyligen avlivas fisk eller fisk som lagras i etanol med 10% neutral buffrad formalin (NBF) över natten. Alternativt kan du använda 4% paraaldehyd i 1 x PBS-lösning i stället för 10% NBF.
    Obs: Om utvinna DNA, klippa en liten del av stjärtfenan eller bröstfenor före fixering och förvara i etanol.
  2. Avyttra fix ordentligt i en kemisk huv och ersätta med kranvatten (dvs ~ pH 7,0) under 2 h. Undvika att använda avjonat vatten eftersom det ofta kan vara sura och kan avkalka benet.
  3. Ta bort vatten och fläck fisk med 0,008% Alizarin Red S i 1% KOH i vatten under 24 timmar. För fisk mindre än 20 mm standardlängd, använda 0,004% Alizarin Red S. (Lägg till en 100x (0,8%) stamlösning av Alizarin Red S som sedan kan spädas).
  4. Ta bort fläcken (sätta i lämplig avfallsbehållare i huva) och plats fisk i kranvatten för några timmar. Byt vatten efter behov tills vattensköljning är mestadels klart.
  5. Ta bort vatten och plats fisken i 50% glycerol, 0,25% KOH för mild clearing och efterföljande dissekering.
    OBS: Denna färgningsprotokollet modifieras från tidigare beskrivna metoder 40,41.

Obs: Se figur 1 för en översyn av relevant huvud skelettmorfologi.

Figur 1
Figur 1:. Pigg huvud skelettmorfologi Alizarin Red färgade storspigg huvudet avbildas med fluorescens under ett rodamin B-filter set. Användbar morfologi är märkt: Op = opercle, Subop = subopercle, BSRs = branchiostegal strålar, preop = preopercle, Infraorb 1-3 = infraorbital 1-3 (även kallade circumorbitals eller suborbitals), Dent = underkäke, Premax = premaxilla, Max = käke , Nas = nasal, Lat. ethm = sido SILBEN, Psph = parasphenoid, Fron = pannben. För en mer detaljerad beskrivning av spigg huvudet skelett, se Anker (1974) 31. Klicka här för att se en större version avdenna siffra.

  1. Lägga fisk platta (Figur 2A) och sätt skarp # 5 urmakare pincett in i sidan av ögat vid en ~ 45 ° vinkel för att punktera membranet som täcker ögat.
  2. Skala av membranet bort från ögat, liknande peeling en yoghurt lock (Figur 2B).
  3. Sätt öppna pincett bakom ögat, gripa tag i synnerven bakom ögat, och avlägsna ögat (figur 2C). Inte punktera ögat som det kommer att läcka melanin. Om punkterad, kan melanin tvättas bort under senare steg.
  4. Upprepa på andra sidan.
  5. Med utgångspunkt från den bakre, placera en liten dissekera saxbladet under opercle fliken, dra saxbladet dorsalt ovanför opercle, skär sedan mjukvävnad genom att ögonhålan (figur 2D). Skär dorsala till opercle benet.
  6. Skär pannben (rygg till ögonhålan) (Figur 2E).
  7. Skär mittlinjen parasphenoid benet runt than mitten av ögonhålorna (Figur 2F).
  8. Upprepa opercle snitt på den motsatta sidan.
  9. Sätt pincett under opercle och dra långsamt ansiktet bort från kroppen, trimning någon mjukvävnad fortfarande fäst (Figur 2G - H). Se till att inte störa den första raden av Gälräfständer.
    1. Med pincett, lossa ceratohyals på båda sidor från mittlinjen basihyal medan skalar bort och ta bort den främre kraniofaciala skelettet (hela käken, inklusive underkäke, premaxilla och överkäke, hela tung skelett inklusive yttre huden opercle, preopercle, subopercle, och branchiostegal strålar och den underliggande rygg och ventrala endokondral element, och den främre delen av skallen inklusive nasal, lateral SILBEN och infraorbital ben, se figur 1 och 2I).
    2. Bäcken ryggar kan fällas ut från kroppen, och kan fungera som ett handtag för pincett att greppa of när de förekommer. Ryggar låses på plats. För att låsa upp, försiktigt dra ryggrad med pincett direkt från fiskkroppen, sedan försiktigt böja posteriort trycka ryggen platt mot fisk.
  10. Sätt slutna pincett bakre och ventrala till branchial skelettet (strax under tarmen rör) och dra pincett anteriort, retas isär resterande muskler och ligament knutna till branchial skelettet (Figur 2J - K).
  11. Med hjälp av tips av slutna pincett, skrapa bort musklerna fäster rygg branchial skelettet till den ventrala braincase i en bakre till främre riktning (figur 2L).
  12. Upprepa 2,9 och 2,10 på den motsatta sidan.
  13. Ta tag i basen av tarmröret och dra anteriort för att avlägsna brankiala skelettet och tarmröret (fig 2M - N).
  14. Separera tarmen röret genom att göra en vinkelrät skuren posteriort om slutet av det femte ceratobranchial (Figur 2O
  15. Efter avlägsnande av eventuella kvarvarande benfragment från braincase på ryggsidan av branchial skelett, sätta saxen i den branchial korgen för att göra en rygg snitt (skär främre till bakre) mellan de bilaterala uppsättningar av ryggtandplattor (Figur 3A - D). Se till att klippa är centrerad att undvika skador på rygg tandplattorna.
  16. Gör två grunda sido nedskärningar i gummitarmlumen vid den bakre änden av den branchial skelettet (främre änden av tarmen rör) för att hjälpa till med att öppna branchial skelettet (Figur 3E).
  17. Placera fisk och alla vävnadsbitar i en burk och placera brankiala skelettet in i ett mikrocentrifugrör med 50% glycerol, 0,25% KOH för att fortsätta varsam clearing, eller 100% glycerol, om ingen ytterligare clearing krävs. Etikett burkar och tuber med en unik identifierare så de kan spåras. Mängden clearing krävs är till stor del en funktion av storleken på fisken, stor vuxen fisk (över 40 mm standardlängd) kräver normalt ytterligare clearing.

figur 2
Figur 2:. Pigg branchial skelett dissektion Alizarin Red färgade storspigg fisk redo för dissektion. Ögat är depigmented från omfattande röjning. Blå pilar indikerar riktningen för rörelse. (A) Lateral vy av Pigg huvudet, är anterior till höger. (B) Avlägsnande av membran som täcker ögat. (C) Avlägsnande av ögat. (D) Rygg klippa ovanför opercle. (E) pannben snitt. (F) Parasphenoid klippa. (G - I) Borttagning av ansiktsskelettet. (J) Borttagning av ventrala branchial skelett mjukdels anslutningar. (K - L) Borttagning av rygg branchial skelett anslutningar. (<strong> M - N) Borttagning av branchial skelettet. (O) Separera tarmen röret från branchial skelettet. Se steg 2.1 till 2.16 för mer information. Skalstreck = 5 mm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

3. branchial skelett Re-färgning (vid behov)

  1. Att färga brankiala skelettet mörkare eller klar vävnad mer, ta bort 50% glycerol, 0,25% KOH-lösning och tvätta med 1% KOH två gånger (en fem minuters tvätt följt av en andra 24 hr wash under skakning horisontellt på en plattform shaker).
  2. Ta bort 1% KOH och åter fläcken med 0,008% Alizarin Red S i 1% KOH under 24 timmar.
  3. Ta bort fläcken och ersätta med 1% KOH under 24 timmar.
  4. Ta KOH-lösning och ersätta med 50% glycerol, 0,25% KOH.

4. Montering branchial skelett

  1. Avlägsna branchial skelettfrån 50% glycerol, 0,25% KOH eller 100% glycerol och ställe nära botten av en 22 mm x 60 mm glastäckglas med ryggsidan vänd uppåt (fig 3F). Tillsätt några droppar 50% glycerol, 0,25% KOH eller 100% glycerol ovanpå branchial skelett. Om övergången från 50% glycerol, 0,25% KOH till 100% glycerol, förändring lösning i ett mikrocentrifugrör och skaka för> 5 min före montering till jämvikt vävnad.
  2. Kavla ut två små bollar av modellera och placera på endera änden av täckglaset för att fungera som distansorgan.
  3. Löst placera en andra täck på topp med tillräckligt tryck för att platta till främre branchial skelettet (Figur 3G).
  4. Peel öppna vänster ryggfliken inklusive dorsala tandplattor, platta, och skjut mellan täck (figur 3H).
  5. Upprepa teknik med rätt rygg lock och driva hela branchial skelett bort från kanten av täck (Figur 3I).
    1. Ändranative, hålla båda rygg flikar öppna med pincett och försiktigt placera täckglas på, plattas den branchial skelett i en jämn rörelse.
    2. Alternativt, montera branchial skelett upp och ner på ett täckglas, splaying varje ryggsidan ut i sidled så gravitationen inte låta branchial skelettet för att stänga upp igen. Sedan täcka med andra 22 mm x 60 mm täckglas och invertera prep.
      Obs: Olika monterings tekniker tenderar att fungera bättre eller sämre för varje individ. Prova varje och se vad som känns mest bekväm.
  6. Tryck lätt ovanpå täck att platta lera bollar tillräckligt för att hålla branchial skelettet monterad platt, men se till att inte krossa provet.
    1. Under monteringsprocessen kan ceratobranchials rotera och dölja en rad rakers. Råda bot på detta genom att skjuta pincett mellan täck och omorientera ceratobranchials eller hela branchial skelett.
  7. Store preps lägenhet i glidbrickor vid roabout temperatur. Monterade i 100% glycerol, kan preps lagras mellan bryggtäck minst ett decennium. Rengör pincett och sax med isopropanol eller etanol och täck tips.

Figur 3
Figur 3:. Flat montera branchial skelett manipulation och montering av branchial skelettet visas. Blå pilar indikerar riktningen för rörelse. (A) branchial skelett ryggsidan uppåt. (B - D) Rotation och snitt mellan ryggtandplattorna. (E) Lateral skuren i mjuk vävnad för att ytterligare öppna basen i tarmröret. (F) brankiala skelett placeras på botten av ett täckglas redo för montering. (G) Andra täck placerad på den främre halvan av branchial skelettet (ovan rygg tandplattor). (H - I)Platt montering av branchial skelettet genom att öppna ryggtandplattan klaffar och glider mellan två täckglas. Se steg 4,1 genom 4,6 för mer information. Skalstreck = 5 mm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Detta protokoll resulterar i en dissekeras och platt monterad branchial skelett (Figur 4) där en mängd viktiga trofiska egenskaper kan kvantifieras. Från en rygg vy kan alla rader av Gälräfständer alla svalget tandplattor, och nästan alla branchial ben enkelt visualiseras och kvantifieras 22 - 24,35,36,38,42. Alizarin Rött S fluorescerar också på ett rhodamin eller liknande rött filter tillåter dubbel märkning med andra markörer (t.ex. transgena GFP 42) och en alternativ metod för visualisering. Fluorescens bleknar snabbt i ljuset, så lagra preps i mörker om fluorescerande avbildning eller fenotypning planeras. Från en ventral vy, kan gälarna visualiseras och deras pigmente kvantifieras 43. Preps kan lagras i 100% glycerol i åratal.

4.jpg "/>

Figur 4:. Representant pigg branchial skelett Två exempel på färgade och röjda branchial skelett visas. (A) Brightfield bild som visar ben märkt rött. (B) Lysrör bilden under en rodamin B-filter set. Exempel på rakers, tänder och ben är märkta med taktecknen, pilspetsar, och asterisker, respektive. Skalstrecken = 2 mm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Potassium Hydroxide (KOH) EMD PX1480-1
Glycerol Sigma-Aldrich G7893-4L
10% Neutral Buffered Formalin (NBF) Azer Scientific NBF-4-G
Alizarin Red S EMD AX0485-3
Microscope Cover Glasses 22 mm x 60 mm VWR 16004-350
100 mm x 10 mm Glass Petri Dish Kimble Chase 23064-10010 To dissect samples on
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG Can be poured into glass or plastic Petri dishes to make dissecting plates
Modeling Clay Sargent Art 22-4000 1 lb cream
Scintillation Vials (case of 500) Wheaton 986586 Borosilicate Glass with Screw Cap
Forceps-Dumont #5 Inox (Biologie tip) FST 11252-20 Dumostars are an alternative
Dissecting Scissors  FST 15003-08 Alternate sizes are available depending on size of sample
Dissecting Microscope Leica S6E with KL300 LED Many other models work nicely, having a flat base helps
Microcentrifuge Tubes 1.7 ml Denville C2170
Cardboard slide tray Fisher 12-587-10

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cooper, W. J., Westneat, M. W. Form and function of damselfish skulls: rapid and repeated evolution into a limited number of trophic niches. BMC Evol. Biol. 9 (24), (2009).
  2. Albertson, R. C., Kocher, T. D. Genetic and developmental basis of cichlid trophic diversity. Heredity. 97 (3), 211-221 (2006).
  3. Martin, C. H., Wainwright, P. C. Trophic novelty is linked to exceptional rates of morphological diversification in two adaptive radiations of cyprinodon pupfish. Evolution. 65 (8), 2197-2212 (2011).
  4. Wainwright, P. C., et al. The evolution of pharyngognathy: A phylogenetic and functional appraisal of the pharyngeal jaw key innovation in labroid fishes and beyond. Syst. Biol. 61 (6), 1001-1027 (2012).
  5. Sibbing, F. Food capture and oral processing. Cyprinid Fishes. , 377-412 (1991).
  6. Bell, M., Foster, S. The Evolutionary Biology of the Threespine Stickleback. , Oxford University Press. New York. (1994).
  7. Kimmel, C. B., et al. Evolution and development of facial bone morphology in threespine sticklebacks. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (16), 5791-5796 (2005).
  8. Mcgee, M. D., Wainwright, P. C. Convergent evolution as a generator of phenotypic diversity in threespine stickleback. Evolution. 67 (4), 1204-1208 (2013).
  9. McGee, M. D., Schluter, D., Wainwright, P. C. Functional basis of ecological divergence in sympatric stickleback. BMC Evol. Biol. 13, 277 (2013).
  10. McGuigan, K., Nishimura, N., Currey, M., Hurwit, D., Cresko, W. A. Quantitative genetic variation in static allometry in the threespine stickleback. Integr. Comp. Biol. 50 (6), 1067-1080 (2010).
  11. Caldecutt, W. J., Bell, M. A., Buckland-Nicks, J. A. Sexual dimorphism and geographic variation in dentition of threespine stickleback, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 2001 (4), 936-944 (2001).
  12. Berner, D., Moser, D., Roesti, M., Buescher, H., Salzburger, W. Genetic architecture of skeletal evolution in european lake and stream stickleback. Evolution. 68 (6), 1792-1805 (2014).
  13. Jamniczky, H. a, Barry, T. N., Rogers, S. M. Eco-evo-devo in the study of adaptive divergence: examples from threespine stickleback (Gasterosteus aculeatus). Integr. Comp. Biol. 55 (1), 166-178 (2015).
  14. Magnuson, J., Heitz, J. Gill raker apparatus and food selectivity among mackerels, tunas, and dolphins. Fish. Bull. 69 (2), 361-370 (1971).
  15. Kahilainen, K. K., et al. The role of gill raker number variability in adaptive radiation of coregonid fish. Evol. Ecol. 25 (3), 573-588 (2011).
  16. Arnegard, M. E., et al. Genetics of ecological divergence during speciation. Nature. 511 (7509), 307-311 (2014).
  17. Gross, H. P., Anderson, J. M., Gross, H. P., Anderson, J. Geographic variation in the gillrakers and diet of European threespine sticklebacks, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 1984 (1), 87-97 (1984).
  18. Hagen, D., Gilbertson, L. Geographic variation and environmental selection in Gasterosteus aculeatus L in the Pacific Northwest, America. Evolution. 26 (1), 32-51 (1972).
  19. McPhail, J. D. Ecology and evolution of sympatric sticklebacks (Gasterosteus): morphological and genetic evidence for a species pair in Enos Lake, British Columbia. Can. J. Zool. 62 (7), 1402-1408 (1984).
  20. Schluter, D., McPhail, J. D. Ecological character displacement and speciation in sticklebacks. Am. Nat. 140 (1), 85-108 (1992).
  21. Robinson, B. Trade offs in Habitat-specific foraging efficiency and the nascent adaptive divergence of sticklebacks in lakes. Behaviour. 137 (7), 865-888 (2000).
  22. Glazer, A. M., Cleves, P. A., Erickson, P. A., Lam, A. Y., Miller, C. T. Parallel developmental genetic features underlie stickleback gill raker evolution. Evodevo. 5 (1), (2014).
  23. Miller, C. T., Glazer, A. M., et al. Modular skeletal evolution in sticklebacks is controlled by additive and clustered quantitative trait loci. Genetics. 197 (1), 405-420 (2014).
  24. Glazer, A. M., Killingbeck, E. E., Mitros, T., Rokhsar, D. S., Miller, C. T. Genome assembly improvement and mapping convergently evolved skeletal traits in sticklebacks with Genotyping-by-Sequencing. G3. 5, 1463-1472 (2015).
  25. Wainwright, P. Functional morphology of the pharyngeal jaw apparatus. Fish Physiol. Fish Biomech. , 77-102 (2006).
  26. Hulsey, C. D., Fraser, G. J., Streelman, J. T. Evolution and development of complex biomechanical systems: 300 million years of fish jaws. Zebrafish. 2 (4), 243-257 (2005).
  27. Lauder, G. Functional design and evolution of the pharyngeal jaw apparatus in euteleostean fishes. Zool. J. Linn. Soc. 77, 1-38 (1983).
  28. Fraser, G. J., et al. An ancient gene network is co-opted for teeth on old and new jaws. PLoS Biol. 7 (2), e1000031 (2009).
  29. Stock, D. Zebrafish dentition in comparative context. J. Exp. Zool. B. Mol. Dev. Evol. 308, 523-549 (2007).
  30. Liem, K., Greenwood, P. A functional approach to the phylogeny of the pharyngognath teleosts. Am. Zool. 21 (1), 83-101 (1981).
  31. Anker, G. C. Morphology and kinetics of the head of the stickleback, Gasterosteus aculeatus. Trans. Zool. Soc. London. 32 (5), 311-416 (1974).
  32. Meyer, A. Morphometrics and allometry in the trophically polymorphic cichlid fish, Cichlusomu citrinelfum: Alternative adaptations and ontogenetic changes in shape. J. Zool., Lond. 221, 237-260 (1990).
  33. Huysseune, A. Phenotypic plasticity in the lower pharyngeal jaw dentition of Astatoreochromis alluaudi (Teleostei: Cichlidae). Arch. Oral Biol. 40 (11), 1005-1014 (1995).
  34. Muschick, M., Indermaur, A., Salzburger, W. Convergent Evolution within an adaptive radiation of cichlid fishes. Curr. Biol. 22 (24), 2362-2368 (2012).
  35. Cleves, P. A., et al. Evolved tooth gain in sticklebacks is associated with a cis-regulatory allele of Bmp6. Proc. Natl. Acad. Sci. 111 (38), 13912-13917 (2014).
  36. Ellis, N. A., et al. Distinct developmental and genetic mechanisms underlie convergently evolved tooth gain in sticklebacks. Development. (142), 2442-2451 (2015).
  37. Tucker, A. S., Fraser, G. J. Evolution and developmental diversity of tooth regeneration. Semin. Cell Dev. Biol. 25-26, 71-80 (2014).
  38. Erickson, P. A., Glazer, A. M., Cleves, P. A., Smith, A. S., Miller, C. T. Two developmentally temporal quantitative trait loci underlie convergent evolution of increased branchial bone length in sticklebacks. Proc. R. Soc. B. 281, (2014).
  39. Leary, S., et al. AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals. , American Veterinary Medical Association. Schaumburg, IL. (2013).
  40. Bell, M. A. Evolutionary phenetics and genetics. Evol. Genet. Fishes. , 431-528 (1984).
  41. Taylor, W. R., Van Dyke, G. C. Revised procedures for staining and clearing small fishes and other vertebrates for bone and cartilage study. Cybium. 9 (2), 107-119 (1985).
  42. Erickson, P. A., et al. A 190 base pair, TGF-β responsive tooth and fin enhancer is required for stickleback Bmp6 expression. Dev. Biol. 401 (2), 310-323 (2015).
  43. Miller, C. T., et al. cis-Regulatory changes in Kit ligand expression and parallel evolution of pigmentation in sticklebacks and humans. Cell. 131 (6), 1179-1189 (2007).
  44. Aigler, S. R., Jandzik, D., Hatta, K., Uesugi, K., Stock, D. W. Selection and constraint underlie irreversibility of tooth loss in cypriniform fishes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111 (21), 7707-7712 (2014).
  45. Pasco-Viel, E., et al. Evolutionary trends of the pharyngeal dentition in Cypriniformes (Actinopterygii Ostariophysi). PLoS One. 5 (6), e11293 (2010).

Tags

Fysiologi branchial skelett svalg tänder gill raker branchial ben kraniofaciala pigg,
Dissection och Platt-montering av storspigg branchial skelett
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ellis, N. A., Miller, C. T.More

Ellis, N. A., Miller, C. T. Dissection and Flat-mounting of the Threespine Stickleback Branchial Skeleton. J. Vis. Exp. (111), e54056, doi:10.3791/54056 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter