Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Dissektion og fladskærms-montering af trepigget hundestejle Branchialfodder Skeleton

Published: May 7, 2016 doi: 10.3791/54056
Automatic Translation
1, 1
1Department of Molecular and Cell Biology, University of California, Berkeley

Introduction

En utrolig mængde af mangfoldighed eksisterer i hovedet skelet blandt hvirveldyr, især blandt fisk. I mange tilfælde letter denne mangfoldighed forskellige fodringsstrategier 1 - 4, og kan involvere store ændringer både ekstern og intern kraniofaciale mønster. Branchial skelet ligger indvendigt i halsen af ​​en fisk og omgiver det meste af mundhulen. Branchial skelet består af 5 serielt homologe segmenter, den forreste hvoraf fire understøtter gællerne. Sammen disse fem segmenter fungerer som en grænseflade mellem fisk og deres mad fem. Variation i et væld af træk, herunder Gill rakers, svælg tænder, og Branchialfodder knogler bidrager til en effektiv fouragere på forskellige typer af fødevarer.

Hundestejler har gennemgået en adaptiv stråling efter forfædres oceaniske former koloniseret ferskvandssøer og åer i hele den nordlige halvkugle. Skiftet i kostenfra små dyreplankton i havet til større byttedyr i ferskvand har resulteret i dramatiske trofiske variation i flere kraniofaciale 6 træk. Mens mange undersøgelser har fokuseret på eksterne kraniofaciale forskelle i hundestejler 7 - 13, vigtige kraniofaciale forandringer udvikler sig gentagne gange i den interne branchial skelet. Evnen til at skabe frugtbare hybrider mellem morfologisk distinkte hundestejle bestande giver en glimrende mulighed for at kortlægge det genetiske grundlag for udviklede ændringer i branchial skelet.

Et trofisk træk af økologisk betydning er mønstret af gill rakers, periodiske dermal knogler, linje forreste og bagerste ansigter Branchialfodderne knogler og bruges til at filtrere bytte. Fisk, der typisk lever af små byttedyr poster tendens til at have længere og mere tæt afstand gælle RAKERS forhold for fisk, der lever af større byttedyr 14,15. Variation i gill rakers er blevet rapporteret både wnden og mellem arterne 14-19, og aspekter af gill raker mønster bidrager til trofiske nicher og fitness 16. Årtiers forskning har udførligt dokumenteret gælle raker nummer og variation længde i Trepigget hundestejler 17 - 21; men disse undersøgelser fokuserer typisk på den første række af gill rode. Nyligt arbejde har vist modularitet i den genetiske styring af gill ryttermål nummer på tværs af branchial skelet 22,23 og på tværs af en enkelt række i gill raker afstand 23 og længde 24 fremhæver betydningen af at studere mere end rækken én eller en enkelt gælle raker at forstå udviklingsmæssige genetiske grundlag for reduktion gill rytterens.

En anden trofisk træk af både økologiske og biomedicinsk betydning er mønstret af svælg tænder. Tænder i fisk kan være placeret i både den orale kæbe og i branchial skelet, kendt som svælg tænder. Mundtlige tænder anvendes primært til pRey fange mens svælg tænder anvendes til masticering og byttedyr manipulation 25-27. Begge sæt dannes via delte udviklingsmæssige mekanismer og betragtes udviklingsmæssigt homologe 28. Interessant modularitet opstår hvorved nogle arter, såsom zebrafisk, manglende oral og dorsal svælg tænder 29, mens andre arter har flere tandede ceratobranchials, pharyngobranchials, og nogle gange tandede basihyal og hypobranchials 30. I hundestejler, er svælg tænder fundet ventralt på femte ceratobranchial og dorsalt på den forreste og bageste pharyngobranchials 31. Kinematik på hundestejle fodring viser den mundtlige kæbe bruges primært til bytte opsamling og lette suge fodring 9 forlader tygning til svælg kæbe. I cichlider, lavere svælg kæbe morfologi varierer dramatisk 32,33 og har vist sig at være adaptive og korreleret med trofisk niche 34. MultiPLE ferskvand hundestejle befolkninger har udviklet dramatiske stigninger i ventrale svælg tandantal 23,35,36. Nyligt arbejde har vist, at den udviklingsmæssige genetiske grundlag for denne udviklede tand gevinst er stort set forskellige i to uafhængigt afledte populationer af ferskvand hundestejler 36. I modsætning til pattedyr tænder, fisk regenerere deres tænder løbende i voksenlivet 37. Begge disse tidligere beskrevne høje fortandede ferskvands populationer har udviklet en accelereret tand dækningsgrad, hvilket giver en sjælden hvirveldyr system til at studere det genetiske grundlag for regenerering 36.

En tredje trofisk træk, der har udviklet sig gentagne gange i ferskvand hundestejler er længere epibranchial og ceratobranchial knogler, Branchialfodderne arch segmental homologer af den øvre og nedre kæbe, henholdsvis 38. Længere Branchialfodder knogler giver en større mundhulen og sandsynligvis er adaptive for at tillade større bytte at være consumed. Desuden i andre fisk, epibranchial knogler er vigtige for depression i dorsale svælg tand plader 25. Ligesom gill rakers og svælg tænder, Branchialfodderne knogler er intern og dermed vanskelige at nemt visualisere eller kvantificere.

Her præsenterer vi en detaljeret protokol til at dissekere og fladskærms-montere branchial skelet, der giver nem visualisering og kvantificering af en række vigtige kraniofaciale træk. Mens denne protokol beskriver en hundestejle dissektion, denne samme metode virker på en række andre fisk.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alt fisk arbejde blev godkendt af Institutional Animal Care og brug Udvalg fra University of California-Berkeley (protokol nummer R330). Eutanasi blev udført under anvendelse nedsænkning i 0,025% tricaine-S bufret med 0,1% natriumbicarbonat 39. Alle trin udføres ved stuetemperatur.

1. Fremstilling

Bemærk: Udfør trin 1,1-1,5 i koniske rør eller scintillationsglas, der kan forsegle stramt og lægges vandret. Fisk behøver ikke at være konstant rystet, men forsøger at blande opløsningen så ofte som muligt ved forsigtigt at vende eller ryste rack af rør eller hætteglas at eksponere alle sider af fisk til farvning opløsning og lad pletten til at gennemtrænge vævet jævnt. Anbring ikke et stort parti af fisk på et rystebord da den tunge vægt af væsken vil bryde shaker.

  1. Fix enten frisk aflives fisk eller fisk opbevaret i ethanol med 10% Neutral pufret formalin (NBF) natten over. Alternativt kan du bruge 4% paraformaldehyd i 1 x PBS-opløsning i stedet for 10% NBF.
    Bemærk: Hvis udvinde DNA, klip en lille del af de caudale eller brystfinnerne før fiksering og butik i ethanol.
  2. Bortskaf fix korrekt i en kemisk hætte og erstatte med vand fra hanen (dvs. ~ pH 7,0) i 2 timer. Undgå at bruge de-ioniseret vand, som det ofte kan være surt og kan afkalke knogle.
  3. Fjerne vand og pletten fisk med 0,008% alizarinrødt S i 1% KOH i vand i 24 timer. For fisk mindre end 20 mm standard længde, bruge 0,004% alizarinrødt S. (Lav en 100x (0,8%) stamopløsning af Alizarin Red S, som derefter kan fortyndes).
  4. Fjern pletten (sætte i passende affaldsbeholder i hætte) og sted fisk i postevand i et par timer. Skift vand efter behov, indtil vand skylning er for det meste klar.
  5. Fjerne vand og sted fisken i 50% glycerol, 0,25% KOH for mild clearing og efterfølgende dissektion.
    Bemærk: Dette farvningsprotokollen er modificeret fra tidligere beskrevne fremgangsmåder 40,41.

Bemærk: Se figur 1 for en gennemgang af relevant hoved skelet morfologi.

figur 1
Figur 1:. Hundestejle hoved skelet morfologi alizarinrødt farvede trepigget hundestejle hoved afbildet med fluorescens under en rhodamin B filter sæt. Nyttig morfologi er mærket: Op = opercle, Subop = subopercle, BSRS = branchiostegal stråler, Preop = preopercle, Infraorb 1-3 = infraorbitale 1-3 (også kaldet circumorbitals eller Suborbitals), Dent = dentary, Premax = premaxilla, Max = overkæben , Nas = nasal, Lat. ETHM = lateral ethmoid, Psph = parasphenoid, Fron = frontal knogle. For en mere detaljeret beskrivelse af hundestejle hoved skelet, se Anker (1974) 31. Klik her for at se en større udgave afdette tal.

  1. Læg fisken flad (figur 2A) og indsætte skarp # 5 urmager- pincet ind i siden af øjet ved en ~ 45 ° vinkel for at punktere membran, der dækker øjet.
  2. Peel membranen væk fra øjet, ligner skrælning en yoghurt låg (Figur 2B).
  3. Indsæt åbne pincet bag øjet, fat i synsnerven bag øjet, og fjern øjet (Figur 2C). Undgå at punktere øjet, da det vil lække melanin. Hvis punkteret, kan melanin vaskes væk under senere trin.
  4. Gentag på den anden side.
  5. Startende fra den bageste, placeres en lille dissekere saks klinge under opercle klap, træk saks klinge dorsalt ovenfor opercle, derefter skære blødt væv igennem til øjenhulen (figur 2D). Skær dorsale til opercle knogle.
  6. Skær den frontale knogle (dorsale til øjenhulen) (figur 2E).
  7. Skær midterlinjen parasphenoid knogle omkring than midten af øjenhuler (Figur 2F).
  8. Gentag opercle snit på den modsatte side.
  9. Indsæt pincet under opercle og langsomt trække ansigtet væk fra kroppen, afpudsning andet blødt væv stadig er fastgjort (figur 2G - H). Pas på ikke at forstyrre den første række af gill rode.
    1. Med pincet, afmontere de ceratohyals på begge sider fra midterlinjen basihyal mens peeling væk og fjerne den forreste kraniofacial skelet (hele kæben herunder dentary, premaxilla, og overkæben, hele hyoid skelettet, herunder den udvendige dermal opercle, preopercle, subopercle, og branchiostegal stråler og den underliggende dorsale og ventrale endochondral elementer, og den forreste del af kraniet med nasale, laterale ethmoid og infraorbitale knogler, se figur 1 og 2I).
    2. Bækken spines kan foldes ud fra kroppen, og kan tjene som et håndtag til pincet til at gribe fat of når det er tilstede. Spines låses på plads. For at låse op, forsigtigt trække rygsøjlen med pincet direkte væk fra fisk krop, så forsigtigt bøje posteriort at trykke rygsøjlen fladt mod fisk.
  10. Indsæt lukkede pincet bageste og ventral til branchial skelet (lige under tarm rør) og træk pincet fortil, drilleri fra hinanden de resterende muskler og ledbånd knyttet til branchial skelet (Figur 2J - K).
  11. Brug spidsen af lukkede pincet, skrabe væk musklerne fastgør dorsale branchial skelet til den ventrale Hjernekassen i en posterior til anterior retning (figur 2L).
  12. Gentag 2.9 og 2.10 på den modsatte side.
  13. Tag fat i bunden af tarmen røret og træk fortil for at fjerne branchial skelet og tarm rør (figur 2M - N).
  14. Adskil tarmen røret ved at gøre en vinkelret snit posterior til udgangen af den femte ceratobranchial (fig 2O
  15. Efter fjerne eventuelle resterende knoglefragmenter fra Hjernekassen på den dorsale side af branchial skelet, indsætte saks i branchial kurv til at gøre en dorsal snit (skæring anterior til posterior) mellem de bilaterale sæt dorsale tand plader (figur 3A - D). Sørg cut er centreret at undgå at beskadige dorsale tand plader.
  16. Lav to lavvandede laterale nedskæringer i gummiagtige tarmlumen ved den bageste ende af den branchial skelet (forreste ende af tarmen tube) til at hjælpe med at åbne branchial skelet (Figur 3E).
  17. Placer fisk og alle vævsstykker i en krukke og anbring branchial skelet i et mikrocentrifugerør med 50% glycerol, 0,25% KOH til at fortsætte blid clearing, eller 100% glycerol Hvis yderligere clearing er påkrævet. Label krukker og rør med en unik identifikator, så de kan spores. Mængden af ​​clearing kræves, er i vid udstrækning en funktion af størrelsen af ​​fisken, store voksne fisk (over 40 mm i standard længde) kræver typisk ekstra clearing.

Figur 2
Figur 2:. Hundestejle branchial skelet dissektion alizarinrødt farvede trepigget hundestejle fisk klar til dissektion. Øjet er depigmenteres fra omfattende rydning. Blå pile angiver bevægelsesretningen. (A) fra siden af hundestejle hoved, anterior er til højre. (B) Fjernelse af membran, der dækker øjet. (C) Fjernelse af øjet. (D) Dorsal skåret over opercle. (E) Frontal knogle snit. (F) Parasphenoid skæres. (G - I) Fjernelse af ansigtets skelet. (J) Fjernelse af ventrale branchial skelet blødt væv forbindelser. (K - L) Fjernelse af dorsale Branchialfodder skelet-forbindelser. (<strong> M - N) Fjernelse af branchial skelet. (O) Adskil tarmen røret fra branchial skelet. Se trin 2.1 til 2.16 for flere detaljer. Scale bar = 5 mm. Klik her for at se en større version af dette tal.

3. Branchialfodder Skeleton Re-farvning (om nødvendigt)

  1. At farve Branchial skelet mørkere eller klar væv mere, fjernes 50% glycerol, 0,25% KOH-opløsning og vask med 1% KOH to gange (One Five-minute vask efterfulgt af en anden 24 timers vask under omrystning vandret på en platform-ryster).
  2. Fjern 1% KOH og re-pletten med 0,008% alizarinrødt S i 1% KOH i 24 timer.
  3. Fjern pletten og erstatte med 1% KOH i 24 timer.
  4. Fjern KOH-opløsning og erstatte med 50% glycerol, 0,25% KOH.

4. Montering Branchialfodder Skeleton

  1. Fjern branchial skeletfra 50% glycerol, 0,25% KOH eller 100% glycerol og sted nær bunden af en 22 mm x 60 mm dækglas med dorsale opad (figur 3F). Tilsæt et par dråber 50% glycerol, 0,25% KOH eller 100% glycerol oven Branchialfodder skelet. Hvis skifter fra 50% glycerol, 0,25% KOH til 100% glycerol, ændre opløsning i et mikrocentrifugerør og omrystes i> 5 minutter før montering at ækvilibrere væv.
  2. Udrulning to små kugler af modellervoks og sted på hver ende af dækglasset for at fungere som afstandsstykker.
  3. Løst placere en anden dækglas på toppen med nok pres til at flade den forreste branchial skelet (Figur 3G).
  4. Skræl åbne venstre dorsale klap herunder dorsale tand plader, flade, og glide mellem dækglas (figur 3H).
  5. Gentag teknik med højre dorsale klap og skubbe hele branchial skelet væk fra kanten af dækglasset (figur 3I).
    1. Ændreindbygget, holde begge dorsale flapper åbne med pincet og placer forsigtigt dækglasset på, udfladning Branchialfodderne skelet i en glidende bevægelse.
    2. Alternativt montere branchial skelet på hovedet på en dækglas, splaying hver dorsale side ud til siden, så tyngdekraften ikke tillader branchial skelet til at lukke op igen. Så dækker med anden 22 mm x 60 mm dækglas og vend prep.
      Bemærk: Forskellige monteringsmuligheder teknikker tendens til at fungere bedre eller værre for den enkelte. Prøv hver og se hvad der føles mest behagelig.
  6. Let tryk på toppen dækglas til at flade ler bolde nok til at holde den branchial skelet monteret flad, men passe på ikke at knuse prøven.
    1. Under monteringen proces kan ceratobranchials rotere og tilsløre en række rode. Afhjælpe dette ved at skyde pincet mellem dækglas og re-orientere ceratobranchials eller hele branchial skelet.
  7. Store preps fladt i slide bakker på roabout temperatur. Monteret i 100% glycerol, kan preps lagres mellem broforbundne dækglas i mindst et årti. Rene pincet og saks med isopropanol eller ethanol og dække tips.

Figur 3
Figur 3:. Flad montering af branchial skelet Manipulation og montering af branchial skelet vises. Blå pile angiver bevægelsesretningen. (A) Branchialfodder skelet dorsale side op. (B - D) Rotation og indsnit mellem dorsale tand plader. (E) Lateral snit i blødt væv til yderligere at åbne bunden af tarmen rør. (F) Branchialfodder skelet placeret i bunden af et dækglas klar til montering. (G) Anden dækglas anbringes på den forreste halvdel af branchial skelet (ovenfor dorsale tand plader). (H - I)Flad montering af branchial skelet ved at åbne dorsale tand plade flaps og glidende mellem to dækglas. Se trin 4.1 gennem 4,6 for flere detaljer. Scale bar = 5 mm. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Denne protokol resulterer i en dissekeret og flad monteret branchial skelet (Figur 4), hvor en række vigtige trofiske træk kan kvantificeres. Fra en dorsal visning, kan alle rækker gælle rakers alle svælg tand plader og næsten alle Branchialfodderne knogler let visualiseres og kvantificeres 22 - 24,35,36,38,42. Alizarinrødt S fluorescerer også på en rhodamin eller lignende rødt filter tillader dobbelt mærkning med andre markører (fx transgene GFP 42) og en alternativ metode til visualisering. Fluorescens svinder hurtigt i lyset, så butikken preps i mørke, hvis fluorescerende billeddannelse eller fænotypning er planlagt. Fra et ventral visning kan gællerne visualiseres og deres pigmentering kvantificeret 43. Preps kan lagres i 100% glycerol i årevis.

4.jpg "/>

Figur 4:. Repræsentant hundestejle branchial skelet To eksempler på farvede og ryddet Branchialfodder skeletter vises. (A) Lysfelt billede, der viser knogle mærket rød. (B) Fluorescerende billede under en rhodamin B filtersæt. Eksempler på rakers, tænder og knogler er mærket med cirkumflekser, pilespidser og asterisk hhv. Scale barer = 2 mm. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Potassium Hydroxide (KOH) EMD PX1480-1
Glycerol Sigma-Aldrich G7893-4L
10% Neutral Buffered Formalin (NBF) Azer Scientific NBF-4-G
Alizarin Red S EMD AX0485-3
Microscope Cover Glasses 22 mm x 60 mm VWR 16004-350
100 mm x 10 mm Glass Petri Dish Kimble Chase 23064-10010 To dissect samples on
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG Can be poured into glass or plastic Petri dishes to make dissecting plates
Modeling Clay Sargent Art 22-4000 1 lb cream
Scintillation Vials (case of 500) Wheaton 986586 Borosilicate Glass with Screw Cap
Forceps-Dumont #5 Inox (Biologie tip) FST 11252-20 Dumostars are an alternative
Dissecting Scissors  FST 15003-08 Alternate sizes are available depending on size of sample
Dissecting Microscope Leica S6E with KL300 LED Many other models work nicely, having a flat base helps
Microcentrifuge Tubes 1.7 ml Denville C2170
Cardboard slide tray Fisher 12-587-10

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cooper, W. J., Westneat, M. W. Form and function of damselfish skulls: rapid and repeated evolution into a limited number of trophic niches. BMC Evol. Biol. 9 (24), (2009).
  2. Albertson, R. C., Kocher, T. D. Genetic and developmental basis of cichlid trophic diversity. Heredity. 97 (3), 211-221 (2006).
  3. Martin, C. H., Wainwright, P. C. Trophic novelty is linked to exceptional rates of morphological diversification in two adaptive radiations of cyprinodon pupfish. Evolution. 65 (8), 2197-2212 (2011).
  4. Wainwright, P. C., et al. The evolution of pharyngognathy: A phylogenetic and functional appraisal of the pharyngeal jaw key innovation in labroid fishes and beyond. Syst. Biol. 61 (6), 1001-1027 (2012).
  5. Sibbing, F. Food capture and oral processing. Cyprinid Fishes. , 377-412 (1991).
  6. Bell, M., Foster, S. The Evolutionary Biology of the Threespine Stickleback. , Oxford University Press. New York. (1994).
  7. Kimmel, C. B., et al. Evolution and development of facial bone morphology in threespine sticklebacks. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (16), 5791-5796 (2005).
  8. Mcgee, M. D., Wainwright, P. C. Convergent evolution as a generator of phenotypic diversity in threespine stickleback. Evolution. 67 (4), 1204-1208 (2013).
  9. McGee, M. D., Schluter, D., Wainwright, P. C. Functional basis of ecological divergence in sympatric stickleback. BMC Evol. Biol. 13, 277 (2013).
  10. McGuigan, K., Nishimura, N., Currey, M., Hurwit, D., Cresko, W. A. Quantitative genetic variation in static allometry in the threespine stickleback. Integr. Comp. Biol. 50 (6), 1067-1080 (2010).
  11. Caldecutt, W. J., Bell, M. A., Buckland-Nicks, J. A. Sexual dimorphism and geographic variation in dentition of threespine stickleback, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 2001 (4), 936-944 (2001).
  12. Berner, D., Moser, D., Roesti, M., Buescher, H., Salzburger, W. Genetic architecture of skeletal evolution in european lake and stream stickleback. Evolution. 68 (6), 1792-1805 (2014).
  13. Jamniczky, H. a, Barry, T. N., Rogers, S. M. Eco-evo-devo in the study of adaptive divergence: examples from threespine stickleback (Gasterosteus aculeatus). Integr. Comp. Biol. 55 (1), 166-178 (2015).
  14. Magnuson, J., Heitz, J. Gill raker apparatus and food selectivity among mackerels, tunas, and dolphins. Fish. Bull. 69 (2), 361-370 (1971).
  15. Kahilainen, K. K., et al. The role of gill raker number variability in adaptive radiation of coregonid fish. Evol. Ecol. 25 (3), 573-588 (2011).
  16. Arnegard, M. E., et al. Genetics of ecological divergence during speciation. Nature. 511 (7509), 307-311 (2014).
  17. Gross, H. P., Anderson, J. M., Gross, H. P., Anderson, J. Geographic variation in the gillrakers and diet of European threespine sticklebacks, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 1984 (1), 87-97 (1984).
  18. Hagen, D., Gilbertson, L. Geographic variation and environmental selection in Gasterosteus aculeatus L in the Pacific Northwest, America. Evolution. 26 (1), 32-51 (1972).
  19. McPhail, J. D. Ecology and evolution of sympatric sticklebacks (Gasterosteus): morphological and genetic evidence for a species pair in Enos Lake, British Columbia. Can. J. Zool. 62 (7), 1402-1408 (1984).
  20. Schluter, D., McPhail, J. D. Ecological character displacement and speciation in sticklebacks. Am. Nat. 140 (1), 85-108 (1992).
  21. Robinson, B. Trade offs in Habitat-specific foraging efficiency and the nascent adaptive divergence of sticklebacks in lakes. Behaviour. 137 (7), 865-888 (2000).
  22. Glazer, A. M., Cleves, P. A., Erickson, P. A., Lam, A. Y., Miller, C. T. Parallel developmental genetic features underlie stickleback gill raker evolution. Evodevo. 5 (1), (2014).
  23. Miller, C. T., Glazer, A. M., et al. Modular skeletal evolution in sticklebacks is controlled by additive and clustered quantitative trait loci. Genetics. 197 (1), 405-420 (2014).
  24. Glazer, A. M., Killingbeck, E. E., Mitros, T., Rokhsar, D. S., Miller, C. T. Genome assembly improvement and mapping convergently evolved skeletal traits in sticklebacks with Genotyping-by-Sequencing. G3. 5, 1463-1472 (2015).
  25. Wainwright, P. Functional morphology of the pharyngeal jaw apparatus. Fish Physiol. Fish Biomech. , 77-102 (2006).
  26. Hulsey, C. D., Fraser, G. J., Streelman, J. T. Evolution and development of complex biomechanical systems: 300 million years of fish jaws. Zebrafish. 2 (4), 243-257 (2005).
  27. Lauder, G. Functional design and evolution of the pharyngeal jaw apparatus in euteleostean fishes. Zool. J. Linn. Soc. 77, 1-38 (1983).
  28. Fraser, G. J., et al. An ancient gene network is co-opted for teeth on old and new jaws. PLoS Biol. 7 (2), e1000031 (2009).
  29. Stock, D. Zebrafish dentition in comparative context. J. Exp. Zool. B. Mol. Dev. Evol. 308, 523-549 (2007).
  30. Liem, K., Greenwood, P. A functional approach to the phylogeny of the pharyngognath teleosts. Am. Zool. 21 (1), 83-101 (1981).
  31. Anker, G. C. Morphology and kinetics of the head of the stickleback, Gasterosteus aculeatus. Trans. Zool. Soc. London. 32 (5), 311-416 (1974).
  32. Meyer, A. Morphometrics and allometry in the trophically polymorphic cichlid fish, Cichlusomu citrinelfum: Alternative adaptations and ontogenetic changes in shape. J. Zool., Lond. 221, 237-260 (1990).
  33. Huysseune, A. Phenotypic plasticity in the lower pharyngeal jaw dentition of Astatoreochromis alluaudi (Teleostei: Cichlidae). Arch. Oral Biol. 40 (11), 1005-1014 (1995).
  34. Muschick, M., Indermaur, A., Salzburger, W. Convergent Evolution within an adaptive radiation of cichlid fishes. Curr. Biol. 22 (24), 2362-2368 (2012).
  35. Cleves, P. A., et al. Evolved tooth gain in sticklebacks is associated with a cis-regulatory allele of Bmp6. Proc. Natl. Acad. Sci. 111 (38), 13912-13917 (2014).
  36. Ellis, N. A., et al. Distinct developmental and genetic mechanisms underlie convergently evolved tooth gain in sticklebacks. Development. (142), 2442-2451 (2015).
  37. Tucker, A. S., Fraser, G. J. Evolution and developmental diversity of tooth regeneration. Semin. Cell Dev. Biol. 25-26, 71-80 (2014).
  38. Erickson, P. A., Glazer, A. M., Cleves, P. A., Smith, A. S., Miller, C. T. Two developmentally temporal quantitative trait loci underlie convergent evolution of increased branchial bone length in sticklebacks. Proc. R. Soc. B. 281, (2014).
  39. Leary, S., et al. AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals. , American Veterinary Medical Association. Schaumburg, IL. (2013).
  40. Bell, M. A. Evolutionary phenetics and genetics. Evol. Genet. Fishes. , 431-528 (1984).
  41. Taylor, W. R., Van Dyke, G. C. Revised procedures for staining and clearing small fishes and other vertebrates for bone and cartilage study. Cybium. 9 (2), 107-119 (1985).
  42. Erickson, P. A., et al. A 190 base pair, TGF-β responsive tooth and fin enhancer is required for stickleback Bmp6 expression. Dev. Biol. 401 (2), 310-323 (2015).
  43. Miller, C. T., et al. cis-Regulatory changes in Kit ligand expression and parallel evolution of pigmentation in sticklebacks and humans. Cell. 131 (6), 1179-1189 (2007).
  44. Aigler, S. R., Jandzik, D., Hatta, K., Uesugi, K., Stock, D. W. Selection and constraint underlie irreversibility of tooth loss in cypriniform fishes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111 (21), 7707-7712 (2014).
  45. Pasco-Viel, E., et al. Evolutionary trends of the pharyngeal dentition in Cypriniformes (Actinopterygii Ostariophysi). PLoS One. 5 (6), e11293 (2010).

Tags

Fysiologi Branchialfodder skelet svælg tænder gælle raker Branchialfodder knogler kraniofacial hundestejle,
Dissektion og fladskærms-montering af trepigget hundestejle Branchialfodder Skeleton
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ellis, N. A., Miller, C. T.… More

Ellis, N. A., Miller, C. T. Dissection and Flat-mounting of the Threespine Stickleback Branchial Skeleton. J. Vis. Exp. (111), e54056, doi:10.3791/54056 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter