Introduction
Les sédiments sont des composants critiques biogéochimiques des écosystèmes aquatiques et sont souvent des puits importants de nutriments et de contaminants. Des études pionnières de nutriments, de gaz et de transition biogéochimie des métaux dans les sédiments lacustres ont révélé l' échange de solutés et de gaz avec de l' eau sus - jacente qui avaient des conditions variables redox 1,2 sédiments. Pour les éléments nutritifs, les sédiments peuvent être une source de phosphore et de l' azote fixé après reminéralisation de la matière organique, et un puits pour l' oxygène dans des environnements non-photosynthétiques 3,4. Photosynthèse des macrophytes submergés, macroalgues et microalgues benthiques peut avoir une influence profonde sur l'échange de substances dissoutes dans l'interface eau-sédiments 5,6.
Les mesures de l'échange de solutés et de gaz à travers l'interface eau-sédiments sont réalisées à la fois la science fondamentale et à des fins de sciences appliquées, y compris l'étalonnage de l'ingénierie et wat scientifiqueer les modèles de qualité 7,8. L'objectif de ces méthodes, dans la mesure du possible, est de fournir des taux de change des sédiments d'eau fiables et précises. Une grande variété d'approches ont été utilisées pour évaluer l'échange chimique à l'interface eau-sédiment. L' accumulation d'eau de fond de gaz et de solutés dans les systèmes stratifiés peut être utile 9, mais ne vaut pas pour l' échange eau-sédiments au-dessus de la thermocline ou pycnoclines. Foucault corrélation nécessite des mesures à haute fréquence des gaz, généralement de l'oxygène, combinée avec la mesure à haute fréquence des vitesses verticales de l'eau; cette technique a un énorme potentiel , mais actuellement ne peut pas fournir des données pour les études d'échange d'éléments nutritifs. Dans les dômes in situ ou des chambres sont une méthode très préférée, avec l'avantage de couvrir une plus grande surface de sédiments et de maintenir des températures in situ, les pressions en eau profonde et des niveaux de lumière 10. Dans la pratique, ce sont des mesures très coûteuses nécessitant beaucoup de tempssur les navires de recherche plus importants; la plupart des applications sont plus profondes des zones côtières ou les sédiments océaniques. Techniques d'incubation de base à l' aide de flux à travers des chambres qui atteignent l' état d' équilibre sont excellentes pour le maintien de la chimie de l' eau sus - jacente relativement constante, y compris l' oxygène, au cours des incubations 11. Parce que le taux est déterminé à l'état d'équilibre par des différences de concentration entre eau entrante et sortante, et par des taux de change de l'eau, ces incubations peuvent prendre beaucoup de temps.
L'approche de base incubation temps bien sûr utilisé par notre laboratoire a été adapté d'approches utilisées par un certain nombre de différents laboratoires en Amérique du Nord et en Europe, et il y a une quantité considérable de la littérature sur la base de cette approche générale. Nous avons adapté cette approche à la mesure de N 2 -N flux 12, souvent appelé dénitrification, et l'avons appliqué à des environnements photosynthétiques et non photosynthétiques sédiments, y compris l' Estuaires 13, lacs, réservoirs et milieux humides 14. Grâce à ces études, nous avons trouvé de nombreux environnements dans lesquels notre approche globale fonctionne bien, et d'autres dans lesquels il ne fonctionne pas. La mesure de dénitrification a été réalisée dans de nombreux milieux terrestres et aquatiques différentes parce que ce processus représente une perte clé de l'azote pour les écosystèmes. De nombreuses approches ont été utilisées pour effectuer des mesures de dénitrification, un peu directe et indirecte certains 15. Direct N 2 mesures de flux sont très difficiles en raison de la teneur atmosphérique élevée N 2, et de fortes concentrations ultérieures dissous dans l' eau 16. Deux approches ont émergé comme ayant la meilleure représentation des taux pertinents pour l' environnement: l' appariement des isotopes utilisant N isotopes 17 et le N 2: rapport Ar utilisé dans notre laboratoire. La méthode isotopique de jumelage a été utilisé avec succès dans de nombreux environnements et a une très grande sensibilité à des taux bas. Nous employons le N2: Ar approche du ratio en raison de sa simplicité, et parce qu'il est suffisamment sensible dans les milieux touchés nous étudions souvent.
Dans cet article, nous décrivons l'approche technique, nous avons utilisé au cours des deux dernières décennies pour faire la mesure de l'échange des gaz et des solutés de sédiments dans l'eau. Toutes les mesures d'échange eau-sédiments doivent tenir compte des conditions sur le terrain de considération et un certain nombre de paramètres expérimentaux. Ces facteurs comprennent la température, les conditions d' éclairage / sombres 18, le mélange flux / physique à l'interface eau-sédiments 19, les concentrations d'oxygène dissous 20, et d' autres facteurs qui sont des éléments clés de la prise de bonnes mesures. Par exemple, si les noyaux sont prélevés dans des zones qui reçoivent un éclairage suffisant pour la croissance des micro - algues benthique, il est nécessaire de concevoir des expériences qui comprennent à la fois des conditions d' obscurité et de lumière 21. De même, l'ajout d'eau sus-jacente oxygéné anoxique noyauxne reproduit pas les conditions de terrain. Enceinte expérimentale d'une partie des écosystèmes aquatiques peuvent conduire à des artefacts inévitables 22; il est essentiel que les approches utilisées dans un programme de mesure de l'échange eau-sédiments 1) reconnaissent les facteurs contrôlant l'échange eau-sédiments dans chaque écosystème et 2) minimiser les artefacts provenant de la manipulation expérimentale.
Protocol
Note: La collection de coeurs avec des interfaces sédiments-eau non perturbés est essentiel pour faire de bonnes mesures expérimentales de change; des noyaux fortement perturbés sont susceptibles d'échanger des solutés de l'eau des pores avec de l'eau sus-jacente et ont amélioré l'absorption d'oxygène par oxydation de Fe (II) et les composés de soufre réduit. Dans cet article, nous insistons sur les procédures d'incubation de sédiments de sédiments avec seulement une inclusion rapide des techniques d'échantillonnage des sédiments et des analyses chimiques des solutés et des gaz. Avant l'échantillonnage, ou en fonction des premiers résultats, déterminer le degré de réplication par les besoins globaux du projet, la conception statistique ou de la quantité prévue de petite échelle variabilité spatiale. noyaux en double sont le minimum utilisé par de nombreuses études et triplicats sont utiles pour permettre une meilleure analyse statistique.
1. Sédiments Collection et manipulation
Remarque: la collecte des sédiments pour des expériences d'échange est effectuée en utilisant 1), l'insertion manuelle des noyaux using plongeurs ou en eau peu profonde ou des zones humides, en pataugeant, 2) pôle carottage utilisant un mât en aluminium avec une vanne fermée manuellement pour retenir les sédiments, ou 3) boîte carottage.
- Sur chaque site, enregistrer l'emplacement du site en utilisant le GPS, déterminer fond l'oxygène de l'eau, la température et la salinité à l'aide d'une sonde de qualité de l'eau, et de déterminer le rayonnement photosynthétiquement actif (PAR) à la surface et le fond en utilisant un PAR capteur / mètre.
- Abaisser la qualité de l'eau à sonde ~ 1 m au-dessus du sédiment et enregistrer les caractéristiques de l'eau de fond (profondeur, température, oxygène dissous, la température et la salinité / conductivité).
- Abaisser un capteur de PAR avec une sonde sous-marine à l'interface eau-sédiment à l'aide d'un cadre d'abaissement. Comparez PAR lectures près de la surface des sédiments à des lectures PAR immédiatement au-dessous de l'interface air-eau pour estimer l'atténuation de la lumière dans les conditions de lumière ambiante.
- Déployer un carottier de boîte sur le côté du bateau / navire, en abaissant lentement pour minimiser les perturbationssur la pénétration des sédiments. Examinez la boîte de base pour la perturbation visible ou resuspension excessive.
- Pour un carottier à boîte, insérer des tubes de base dans les sédiments, et d'utiliser un bouchon en butyle pour couvrir le dessus du noyau. Pour les expériences de flux, tandis que le solde des sédiments / eau idéal dans le noyau est de 15 cm d'eau et 15 cm de sédiments, en gros ou des sédiments fortement compactés collecte moins de profondeur de sédiments est un résultat acceptable. Si les taux d'épuisement de l'oxygène sont excessives, faire pencher la balance vers une plus grande hauteur de la colonne d'eau.
- Typiquement utiliser 6,35 cm de noyaux de diamètre intérieur pour les études en eaux profondes et des sédiments avec microalgues benthiques ou de grandes populations animales, utiliser 10 noyaux cm d'identité. La principale limite de la taille du noyau est la capacité à coiffer la partie inférieure du noyau.
- Boucher le fond avec une plaque de fond acrylique qui a un joint torique intégré. Répétez ce processus jusqu'à ce que les répétitions suffisantes sont recueillies. Avec le carottier pôle, la première place de la plaque de fond acrylique dans le li noyauner, retirer le noyau du carottier, et ajoutez le bouchon.
- La place des noyaux dans un refroidisseur haut de l'eau isolée qui est inondé avec de l'eau ambiante du site; Cela aide à maintenir les températures in situ. Assurez-vous que le refroidisseur reste debout. Jeter des noyaux qui sont perturbés pendant le transport.
- Pompe eau de fond prise près de la surface des sédiments en 20 L touries pour une utilisation dans les expériences. Utilisez une pompe à membrane avec 10-20 L / min capacité ou une pompe péristaltique à grande vitesse.
- Dans l'eau peu profonde non stratifiées, remplir la tourie par "tremper" dans l'eau. La filtration de l'eau de fond en utilisant une ligne filtre à cartouche haute capacité peut être utile à des sites avec des taux élevés de colonne d'eau absorption d'oxygène ou de la photosynthèse (à la lumière), ce qui minimise la correction de la colonne d'eau seulement noyaux de contrôle.
- Transporter les noyaux aussi rapidement que possible à l'installation d'incubation. Dans le cas de transport prolongé, aernoyaux Obic peuvent devenir bullage ou la circulation anoxique et artificielle sont nécessaires.
2. Configuration initiale
- Au centre d'incubation, placer des noyaux dans un bain d'incubation, soit dans une salle de l'environnement à température contrôlée, ou dans un incubateur à double paroi avec contrôle de la température par l'intermédiaire d'un circulateur de chauffage / refroidissement. Réglez la température à des températures de l'eau de fond mesurées dans 1.1.1.
- Ajouter de l'eau inférieure à l'incubateur, submergeant complètement les carottes de sédiments. Ajoutez également l'eau à 5 L touries avec tourillons qui seront utilisés pour distribuer l'eau de remplacement.
- Ajouter un noyau uniquement à l'eau (sans sédiment) à l'incubateur. L'utilisation des ébauches de colonne d'eau est importante dans la plupart des environnements pour compenser les processus de la colonne d'eau qui affectent les gaz et les solutés. Pour la mesure de la dénitrification, ces découpes peuvent tenir compte non seulement des procédés de colonne d'eau, mais l'échange de gaz avec les parois acryliques du noyau.
- w noyaux de bullesair i pour un minimum de 2 heures pour assurer l'équilibre thermique et plein oxygénation de l'eau sus-jacente. Ils peuvent être conservés pendant une nuit et cours à temps lancé le lendemain matin. les périodes de pré-incubation plus longue n'a pas été évaluée pour l'efficacité.
- Pour l'aération, utiliser une petite barboteur "T" consistant en ½ "tuyau en PVC avec un raccord à trois voies, un« tube 08/01 inséré au fond des résultats T dans l'entraînement de l'eau vers le haut pendant barbotage et assure non seulement l'oxygénation, mais circulation de l'eau dans le noyau avec de l'eau dans la cuve d'incubation.
3. Procédures d'incubation des sédiments dans l'eau
- Après avoir vérifié la température pour assurer qu'il corresponde aux conditions de terrain, attacher toupies aux sommets des noyaux. À ce stade, sceller le noyau de l'eau du réservoir. Laisser la vanne d'échantillonnage sur le noyau ouvert pendant ce processus. balayer manuellement les bulles d'air doucement de la partie inférieure de la toupie.
- Eleversation eau de remplacement touries ~ 30-40 cm plus haut que les sommets des noyaux d'incubation et vidanger les lignes vers le bas pour éliminer l'air dans la ligne. Alors que coule encore, fixer les lignes vers les sommets de base et fermer les valves.
- Tourner sur le plateau d'agitation centrale et d'ajuster la vitesse de rotation de telle sorte que les noyaux tournent ~ 40 fois par minute, ou à un taux suffisant pour mélanger la colonne d'eau, mais pas remettre en suspension les sédiments.
- Environ 5 minutes après tous les cœurs sont scellés, ouvrir la vanne d'eau de remplacement et la vanne d'échantillon, puis attacher un court morceau de tuyau à la vanne d'échantillon à l'aide d'un raccord Luer. Placer ce tube d'échantillonnage dans le fond d'un tube en verre de 7 ml, qui est rempli à ras bord. Avant le coiffage du tube, ajouter 10 ul de 30 g.L -1 HgCl 2 comme agent de conservation.
- Stocker ces échantillons sous l'eau à des températures proches de la température d'incubation. D'autres laboratoires ont utilisé avec succès 12 ml "Exetainers" pour samstockage ple.
- Pour soluté échantillonnage, joindre une seringue de 20 ml baril à la vanne d'échantillon et ouvrir la vanne d'eau de remplacement. Le corps de la seringue se remplit jusqu'au complet en utilisant seulement la gravité. Fixer un piston et un disque de filtre, puis filtrer les échantillons dans des flacons. Ces échantillons pour l'analyse des éléments nutritifs sont congelés à -20 ° C jusqu'à l'analyse.
Note: Le cours du temps de l'échantillonnage dans l'obscurité implique généralement 4 périodes d'échantillonnage avec les intervalles entre l'échantillonnage allant de 0,5 à> 2 heures, en fonction de la vitesse d'absorption d'oxygène. Avec des taux de consommation d'oxygène faible, les intervalles de temps sont longs; dans les sédiments avec des taux élevés de respiration, les intervalles doivent être courts. volumes trop élevés sur des échantillons prélevés à chaque point d'échantillonnage peut entraîner un échantillonnage trop grande proportion de l'ensemble du volume de l'échantillon; dans notre travail ces volumes d'échantillon se traduisent par une correction négligeable. Si un plus grand volume d'échantillon est nécessaire, des noyaux de plus grand diamètre ou une augmentation de la hauteur de la colonne d'eaupeut être nécessaire. - Ne pas procéder à un cours de temps d'échantillonnage en dessous d'un seuil de 50% l'appauvrissement en oxygène, avec un manque d'oxygène de 25% fournissent généralement un signal suffisant dans les concentrations de nutriments. Ici, utilisez optodes étalonnés pour l'analyse directe des concentrations d'oxygène et la saturation en oxygène.
- Si les sédiments proviennent des environnements peu profonds éclairés, au 4 ème échantillonnage, allumer les lumières et prendre 3 échantillons subséquents. A noter que dans les sédiments très photosynthétiques sursaturation de O 2 et de formation de bulles limite la mesure du flux de gaz dans certains cas. La surveillance continue de l'oxygène est une alternative viable et plus précieux, grâce à la technologie de mesure à fibre optique comportant relativement petites sondes qui sont très fiables et précis.
- À la fin des incubations de sédiments, soit mesurer la hauteur de la colonne d'eau ou le siphon de la colonne d'eau dans un cylindre gradué pour déterm directementIne le volume d'eau, et prendre des photos de chaque noyau.
4. Analyse de l'échantillon
- Des échantillons de pompe pour l'analyse de N 2, O 2 et Ar dans une membrane d' entrée spectromètre de masse, et de déterminer les ratios de N 2: Ar et O 2: Ar à <0,03% de précision 12,23.
- Coupler un spectromètre de masse quadripolaire à une entrée de la membrane. Pousser l'échantillon dans le tube à membrane en utilisant une pompe péristaltique. Collecter les déchets de l'échantillon dans une bonbonne en plastique et traiter les déchets chimiques en raison de la conservation Hg. Calibrer avec de l'eau déminéralisée équilibrée avec de l'air à la température d'incubation.
- Réaliser des analyses des éléments nutritifs manuellement sur ≤ échantillons de 5 ml ou sur de plus petits volumes utilisant des analyseurs automatisés. Sur l'échantillon de décongélation, début des analyses immédiatement. Le choix de la procédure d'analyse des éléments nutritifs doit donner une précision suffisante pour observer les changements dans la concentration en nutriments pendant l'incubation. détection typiquelimites sont <tendances 0,05 pmol L -1 et cours du temps peuvent être difficiles à observer dans les deux concentrations extrêmement faibles et extrêmement élevées en éléments nutritifs.
- Pour les analyses colorimétriques de phosphore réactif soluble, utiliser la technique de phosphomolybdate d'acide ascorbique. Pour les analyses ammonium, utiliser un développement de la couleur durant la nuit en utilisant un phénol hypochlorite réactif 24. Automated analyses colorimétriques, soit en utilisant un courant segmenté ou un analyseur discret, sont une excellente alternative et d'utiliser un volume d'échantillon inférieur.
- Pour les analyses des nitrates et nitrites, utiliser le développement de couleur durant la nuit en utilisant le chlorure de vanadium en tant que réducteur 25, ou d' utiliser un analyseur automatisé
- Comparer absorbances déterminées sur un spectrophotomètre UV / VIS à des courbes standard et déterminer les concentrations d'une régression des concentrations et des absorbances normes.
5. Calcul des sédiments d'eau Taux de change
- Régresser les concentrations de gaz ou d' éléments nutritifs en fonction du temps de façon indépendante pour les deux incubations sombres et lumineuses, avec la pente exprimée en pmol L -1 h -1. Corrigez les pentes des noyaux d'incubation pour la pente des noyaux de colonne seule eau. Utilisez uniquement des régressions significatives (P <0,05) pour les calculs; identifier les données non significatives dans les feuilles de calcul de données finales.
- Calculer les taux de change des sédiments d'eau de la pente de la variation des concentrations des constituants chimiques dans l'eau sus-jacente:
Où F est le flux (pmol m -2 h -1), Ac / At est la pente de la variation de concentration dans l' eau sus - jacente (pmol L -1 h -1), V est le volume de l'eau sus - jacente (L) et A est la surface du noyau incubés (m -2) .Pour estimer le flux quotidien, multiplier le taux éclairé par les heures de lumièreet ajouter à la vitesse sombre multiplié par les heures d'obscurité.
6. rapports
- Lors de la déclaration des résultats de mesures de change sédiments-eau, fournir des informations suffisantes pour d'autres scientifiques à comprendre l'environnement qui a été échantillonnée. Les informations essentielles comprend: 1) l'emplacement du site et de profondeur de l'eau, 2) les caractéristiques physiques telles que le terrain et la température d'incubation, et PAR, 3) les caractéristiques de l'eau de fond tels que l'oxygène, les concentrations d'éléments nutritifs et de salinité, et 4) les caractéristiques des sédiments tels que la taille des grains, les concentrations de matières organiques, et la présence d'animaux benthiques.
Representative Results
Les résultats des mesures de flux de sédiments à proximité d' une installation d'aquaculture sur la rivière Choptank (Chesapeake Bay, MD) sont présentés dans la figure 1 et l'interprétation de ces résultats dans un contexte écosystémique sont présentés ailleurs 26. Les incubations ont été effectuées pendant 7 heures, avec des incubations sombres suivies par les données de incubations illuminées. Les données de deux noyaux sont présentés, ainsi que la colonne d'eau de contrôle seulement. La diminution rapide de l'oxygène dans l'obscurité a été quelque peu atténuée par l'éclairage; le taux de production de microalgues photosynthèse n'a pas été aussi élevé que la respiration, avec l'effet d'éclairage principal étant une diminution du taux de changement de l'oxygène. Le noyau de contrôle a connu de légères diminutions de la concentration en oxygène dans les augmentations sombres et petits à la lumière.
Les concentrations de N 2 ont été déterminées par les N 2: Ar et le rapport entreAr valeurs de la littérature de saturation calculées pour la température et de la salinité observée 27. Avec une précision typique de 0,02% pour le N 2: le rapport Ar, ces données sont précises à ~ 0,1 pmol L -1 N2. Les carottes de sédiments et la colonne d'eau noyaux vides ont eu une augmentation de N 2 au fil du temps, avec des taux beaucoup plus élevés d'augmentation pour les noyaux. Sous l' éclairage, les pistes étaient généralement similaires au taux sombre de N 2 changement.
Les flux de NH 4 + dissous étaient assez élevés sur ce site, avec une augmentation sombre de> 20 pmol L -1 pour un noyau. Illumination NH 4 + flux étaient beaucoup plus faibles. Les deux noyaux et l'ébauche de colonne d'eau étaient en baisse NO x - concentration au fil du temps, nivellement pendant l' illumination. Pour tous les flux, les données de concentration et les données relatives au volume du noyau et d'autres paramètres pertinents sont indiqués dans le
Figure 1. Temps de données de cours d'un site en eau peu profonde dans la rivière Choptank qui a été couvert avec des flotteurs contenant des huîtres cultivées. Les données proviennent de noyaux réplicats (A et B) et les données à partir d' une ébauche de colonne d'eau sont présentés. Les concentrations d'oxygène N 2, NH 4 + et NO x - (la somme de NO 3 - et NO 2 - sont présentées à la fois la partie sombre de l'incubation (zone hachurée) et pour la partie éclairée de l'incubation , la quatrième fois. point de l'incubation dans l' obscurité est aussi le premier point de la série chronologique illuminée de temps, les feux ont été allumés au moment de l' échantillonnage les lignes sont des régressions linéaires et les pentes sont présentés dans le tableau 1..98 / 54098fig1large.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
| Oxygen - Dark | Temps (h) | noyau A | noyau B | Contrôle | |||||
| 0 | 235,1 | 221,7 | 235,2 | ||||||
| 1.3 | 204,3 | 170,6 | 235,3 | ||||||
| 2.32 | 162,7 | 138,9 | 232 | ||||||
| 3.97 | 145,3 | 77,9 | 222,2 | ||||||
| R 2 | 0,943 | 0,999 | 0,836 | ||||||
| Pente (pmol L -1 h -1) | -23.5 | -35,9 | -3.4 | ||||||
| Pente corrigée (pmol L -1 h -1) | -20.1 | -32.5 | |||||||
| Taux (pmol m -2 h -1) | -3095 | -4875 | |||||||
| Oxygen - Light | Temps (h) | noyau A | noyau B | Contrôle | |||||
| 3.97 | 145,3 | 77,9 | 222,2 | ||||||
| 4,88 | 133,5 | 68,8 | 224,3 | ||||||
| 5.88 | 122,8 | 40,3 | 221,6 | ||||||
| 6,88 | 116 | 49.2 | 230,5 | ||||||
| R 2 | 0.981 | 0,999 | 0,994 | ||||||
| Pente (pmol L -1 h -1) | -10,1 | -9.8 | 2.9 | ||||||
| Pente corrigée (pmol L -1 h -1) | -13 | -12.7 | |||||||
| Taux (pmol m -2 h -1) | -2000 | -1905 | |||||||
| N 2 - Dark | Temps (h) | noyau A | noyau B | Contrôle | |||||
| 0 | 466,46 | 466,40 | 466,62 | ||||||
| 1.3 | 466,74 | 467,49 | 466,11 | ||||||
| 2.32 | 467,55 | 468,18 | 466,74 | ||||||
| 3.97 | 468,24 | 468,98 | 467.12 | ||||||
| R 2 | 0,963 | 0,98 | 0,854 | ||||||
| Pente N 2 (pmol L -1 h -1) | 0,471 | 0,645 | 0,12 | ||||||
| Correction Pente N 2 (pmol L -1 h -1) | 0,351 | 0,525 | |||||||
| Taux N 2 -N (pmol m -2 h -1) | 108,1 | 157,5 | |||||||
| N 2 - Light | Temps (h) | noyau A | noyau B | Contrôle | |||||
| 3.97 | 468,24 | 468,98 | 467.12 | ||||||
| 4,88 | 468,84 | 469,21 | 467,26 | ||||||
| 5.88 | 469,39 | 469,71 | 467,47 | ||||||
| 6,88 | 469,62 | 470,04 | 467,41 | ||||||
| R 2 | 0,96 | 0,987 | 0,967 | ||||||
| Pente N 2 (pmol L -1 h -1) | 0,481 | 0,378 | 0,096 | ||||||
| Correction Pente N 2 (pmol L -1 h -1) | 0,386 | 0,282 | |||||||
| Taux N 2 -N (pmol m -2 h -1) | 118,9 | 84,6 | |||||||
| Noyau Surface (m 2) | 0.003165 | 0.003165 | Volume de base (L) | 0,4874 | 0,4747 |
. Tableau 1. Temps de données de cours pour O 2 et N 2 de sédiments en dessous des flotteurs d'ostréiculture dans la rivière Choptank, un subestuary de la baie de Chesapeake Les concentrations de gaz sont dérivées de O 2: Ar et N 2: rapports Ar déterminés par l' entrée de la membrane spectrométrie de masse. Les temps bien sûr la régression R 2 valeurs sont significatives pour les valeurs> 0,9025 (P <0,05). Les pentes sont déterminées par régression linéaire et les pentes corrigées sont déterminées en soustrayant le taux de variation de la colonne d'eau seulement vide. Les taux sont positifs flux nets sur les sédiments, les taux négatifs indiquent un flux dans le sédiment. Les données de flux de N 2 sont exprimés en N 2 -N, ce qui rend comparison NH 4 + et NO x - fluidifie plus facile. Ce site avait des sédiments composés principalement de limon et d'argile avec des conditions de la colonne d'eau entièrement aérobies. La zone des noyaux était de 31,65 cm -2 et les profondeurs de la colonne d'eau était de 15,4 cm pour noyau A et 15,0 pour le noyau B. Toutes les concentrations de N 2 et O 2 sont pmol L -1. Le taux final de N 2 flux est exprimé à N 2 -N.
| NH 4 + - Dark | Temps (h) | noyau A | noyau B | Contrôle |
| 0 | 10,84 | 14.09 | 6,91 | |
| 1.3 | 16.19 | 20.26 | 5.83 | |
| 2.32 | 17.07 | 24,93 | 5.42 | |
| 3.97 | 22.83 | 35,43 | 4.67 | |
| R 2 | 0,968 | 0,993 | 0.853 | |
| Pente (pmol L -1 h -1) | 2.88 | 5,36 | -0.53 | |
| Pente corrigée (pmol L -1 h -1) | 3.41 | 5.89 | ||
| Taux (pmol m -2 h -1) | 525 | 884 | ||
| NH 4 + - Light | Temps (h) | noyau A | noyau B | Contrôle |
| 3.97 | 22.83 35,43 | 4.67 | ||
| 4,88 | 24.05 | 36.45 | 4.13 | |
| 5.88 | 25.00 | 37.60 | 3.79 | |
| 6,88 | 26.96 | |||
| R 2 | 0,978 | 1 | 0,966 | |
| Pente (pmol L -1 h -1) | 1,37 | 1.13 | -0.55 | |
| Pente corrigée (pmol L -1 h -1) | 1.92 | 1,68 | ||
| Taux (pmol m -2 h -1) | 296 | 252 | ||
| NO x - - Dark | Temps (h) | noyau A | noyau B | Contrôle |
| 0 | 4.12 | 4.01 | 4.53 | |
| 1.3 | 3.82 | 3,58 | 4.43 | |
| 2.32 | 3,70 | 3.25 | 4.28 | |
| 3.97 | 3.19 | 2.64 | 4.19 | |
| R 2 | 0,976 | 0,992 | 0,967 | |
| Pente (pmol L -1 h -1) | -0,229 | -0,345 | -0,089 | |
| Pente corrigée (pmol L -1 h -1) | -0.14 | -0,256 | ||
| Taux (pmol m -2 h -1) | -21,6 | -38.4 | ||
| NO x - - Light | Temps (h) | noyau A | noyau B | Contrôle |
| 3.97 | 3.19 | 2.64 | 4.19 | |
| 4,88 | 3.06 | 2.59 | 4.06 | |
| 5.88 | 3.18 | 2.41 | 4.02 | |
| 6,88 | 2.95 | 2,35 | 4.2 | |
| R 2 | 0,934 | 0,909 | 0,9 | |
| Pente (pmol L -1 h -1) | -0,078 | -0.103 | 0 | |
| Pente corrigée (pmol L -1 h -1) | -0,078 | -0.103 | ||
| Taux (pmol m -2 h -1) | -12 | -15.5 | ||
| Noyau Surface (m 2) | 0.003165 | 0.003165 | ||
| Volume de base (L) | 0,4874 | 0,4747 |
Tableau 2. Temps des données de cours pour NH 4 + et NO x - à partir des mêmes carottes de sédiments utilisés pour le tableau 1. Le temps bien sûr la régression R 2 valeurs sont significatives pour les valeurs> 0,9025 (P <0,05). Les pentes sont déterminées par régression linéaire et les pentes corrigées sont déterminées en soustrayant le taux de variation de la colonne d'eau seulement vide. Les taux sont positifs flux netssur le sédiment, les taux de flux négatif indiquent dans le sédiment. Toutes les concentrations de NH 4 + et NO 2 - sont pmol L -1.
Discussion
La technique décrite ici a été appliquée à de nombreux types de systèmes aquatiques, à la fois profondes et peu profondes, et nous avons trouvé qu'il fonctionne bien dans la plupart des circonstances. Cette approche a été adaptée d'approches utilisées par les collègues et présentés dans la littérature; il est optimisé pour la mesure de la dénitrification par l'intermédiaire d'une membrane d'entrée spectrométrie de masse. Un des points forts de cette approche est la capacité à gérer un grand nombre de noyaux simultanément. Réplication chaque site avec double ou en triple cœurs augmente la confiance dans les mesures, si une approche alternative est de maximiser les sites avec moins de réplication, dans ces circonstances, la valeur moyenne pour un segment de l'environnement peut être plus représentatif de la variabilité dans la nature. Pour élucider les différences saisonnières, une série de temps de mesure à un petit nombre de sites peut être une stratégie utile.
Dans ce protocole, il y a plusieurs étapes critiques. Primordiale pour faire lmesures ÉUSSI est la collection de cœurs avec une interface eau-sédiment intact. Bien que le rejet des noyaux qui ne répondent pas à ce critère dans le domaine peut être fatigant, noyaux pauvres conduire à une mauvaise exactitude et la précision. Garder noyaux aérobies aéré et proche de la température de collection originale permettra de minimiser les artefacts et maintenir les populations microbiennes et métazoaires saines, intactes. Enfin, O 2 et N 2 échantillons, l'addition de chlorure mercurique conservateur est critique. Nous avons observé que mauvaise conservation des échantillons de gaz, y compris le chauffage excessif et le refroidissement des flacons, peut compromettre ces mesures de flux. D' autres laboratoires ont utilisé avec succès 7,0 M ZnCl 2 comme agent de conservation moins toxiques que les coûts d'élimination des déchets plus faibles; pour un 7 ml d'échantillon une addition de 30 pl est approprié.
L'analyse précise et exacte du rapport de N 2 et Ar est essentielle pour la détermination de la N 2 2: ratios Ar change en fonction de la concentration en oxygène qui conduit certains chercheurs à préconiser l' élimination de l' oxygène avant l'analyse, en utilisant généralement le cuivre chauffé 28. L'instrumentation utilisée dans notre laboratoire a été utilisé pour déterminer l'effet de l' oxygène sur N 2: Ar ratios 23 et on a trouvé que l'effet soit très faible, <0,03% pour modeste appauvrissement en oxygène. Les différences dans l'approche de l' évaluation de l ' «effet» d'oxygène semblent conduire à des conclusions différentes par différents chercheurs 23,28,29. Un grand effet de l' oxygène sur N 2: ratios Ar conduirait à des taux faussement élevés de N 2 -N efflux; dans notre expérience, nous avons de nombreuses observations de négligeable N 2 -N efflux sous taux élevé d'appauvrissement en oxygène. Dans les laboratoires dans lesquels l'effet de l' oxygène sur le N 2: Ar rapports apparaissent ensemble, une alternative utile est la mesure indépendante de la concentration en oxygène en utilisant des électrodes et de l' oxygène ou optodesretrait de l'analyse par spectrométrie de masse en utilisant Cu inline chauffée.
Dépannage cette technique est possible que lors de l'examen des données de flux de sédiments. Les principaux facteurs à considérer lors de régressions sont pauvres sont si agitation était continue, des échantillons ont été prélevés et conservés correctement, et si le temps des cours étaient trop courts pour permettre une estimation des taux bas. La longueur d'expériences est généralement définie par le décours temporel de l'oxygène, avec un taux de métabolisme nécessitant incubations plus longues pour augmenter le rapport signal à bruit incorporé dans les régressions cours du temps bas. Les taux élevés de production d'oxygène qui donnent O 2 bulles rendent les flux de gaz difficile, mais les flux de soluté peut être affectée.
Il est nécessaire de comprendre les limites de cette approche. Les petits noyaux couvrent 0,3% d'un mètre carré et les noyaux plus grands couvrent 0,6%. Dans les sites avec une forte hétérogénéité à l'échelle du mètre, les distributions hétérogènes de animals ou plantes peuvent suggérer que un ou deux noyaux peuvent ne pas être une représentation suffisante. Il y a aussi des environnements qui présentent des difficultés de mesure. Pour la mesure de la dénitrification, la présence de méthane ou de bulles d' oxygène peut invalider la technique, avec du N 2: Les rapports Ar influencés par l' incorporation différentielle des gaz dans les bulles. Dans les sédiments colonisés par des micro - algues benthique, la formation de bulles d'oxygène se traduit par une rectification de N2 préférentiel par rapport à Ar, et la diminution de la N ratio 2: Ar. En général, nous ne pouvons pas mesurer dénitrification au point où des bulles se forment. environnements anaérobies posent des défis différents, et l'aération des noyaux change la dynamique redox à l'interface eau-sédiment. Nous scellons des noyaux avec des sommets d'agitation immédiatement après la collecte et de commencer les flux sans remplacer la colonne d'eau complètement 30. Nos expériences avec des sédiments illuminés ont généralement saturant ou quasi-saturating niveaux d'éclairage 31, et donc de maximiser l'effet des microalgues benthiques.
mesures d'échange eau-sédiments sont une mesure du flux net de matières à travers l'interface eau-sédiments. Cependant, ces mesures seules ne peuvent souvent pas identifier les mécanismes contrôlant ces échanges interfaciale. Si la question de recherche implique des mécanismes de compréhension, d'autres informations sur la matière organique réactivité, un terminal accepteur d'électrons zonation, bioirrigation et bioturbation et organismes photosynthétiques pourraient être nécessaires. Modélisation des efforts 7 peuvent nécessiter la détermination de la chimie de l' eau interstitielle, des mesures directes de la matière organique réactivité 32, le dénombrement des populations animales, les sédiments bio-irrigation, les sédiments accrétion ou manipulations expérimentales de redox ou recouvrant la chimie de l' eau 13. Dans nos études, l'échange de données bonne eau-sédiments est une composante clé de la compréhension de la chimie des sédiments aquatiques,et en conjonction avec d'autres mesures, identifie le rôle des processus de recyclage des sédiments dans les cycles biogéochimiques aquatiques.
Avec des soins en ce qui concerne le traitement des sédiments, contrôle de la température, et de la colonne d'eau de mélange, incubations de base sont une approche utile pour l'estimation de l'échange de solutés et de gaz à l'interface eau-sédiments. Cependant, les techniques utilisées ici peuvent nécessiter des modifications pour certains environnements et pour la logistique difficiles, telles que des périodes de temps prolongées avant incubation. Jusqu'à présent, nous avons appliqué avec succès cette approche d'incubation estuariens, côtières, zones humides, lacs, réservoirs, rivières et bassin de rétention des environnements avec un minimum de modifications.
Disclosures
Les auteurs n'ont rien à dévoiler.
Acknowledgments
Les auteurs ont développé cette approche en utilisant nos observations de travaux menés par Walter Boynton et Pete Sampou et le travail coopératif sur dénitrification avec Todd kana à l'Université du Maryland Center for Environmental Science. Développement de nos approches de dénitrification aurait pas été possible sans le soutien du Programme de subventions Maryland Mer et la National Science Foundation. Les données représentatives utilisées ici ont été recueillies grâce au financement du Maryland Sea Grant (R / AQ-5c) et les efforts d'écriture ont été soutenus par le Maryland Sea Grant (R / SV-2), le Bureau NOAA Chesapeake Bay (NA13NMF4570210), le Partenariat de récupération Oyster , la national science Foundation (OCE1427019), Exelon Corporation, et le service de l'environnement Maryland / Maryland Port administration.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Multiparameter sonde - temperature, oxygen, salinity | YSI | " | Any high quality equipment will suffice |
| PAR Measurement | Li-Cor | 6050000 | |
| Pole corer | Built by machine shop | ||
| Box corer | DK-Denmark | HAPS Corer | We also use light box coring equipment |
| Small core tubes with O-ring fitted bottom, 3' OD, 2.5' ID. | various plastics companies | Clear acrylic | |
| Medium core tubes with O-ring, 4.5" OD, 4" ID | various plastics companies | Clear acrylic | |
| Butyl stopper size 13.5 | generic | ||
| Stirring turntable | Built by machine shop | ||
| Incubation tub | Built by machine shop | ||
| Replacement water carboy | Nalgene | 2320-0050 | |
| 7 ml glass stoppered tube | Chemglass | not on inventory | "Exetainers" used by other labs |
| 20 ml plastic syringe | generic | ||
| Syringe filters | |||
| Plastic tubing | Tygon | ACF00004-CP | |
| Compact Fluorescent Lights | Apollo Horticulture | CFL 8U 250W |
References
- Einsele, W. Ueber die Beziehungen des Eisenkreislaufes zum Phosphatkreislauf im Eutrophen See. Arch.Hydrobiol. 29, 664-686 (1936).
- Mortimer, C. H. The exchange of dissolved substances between mud and lake water. J Ecol. 29, 280-329 (1941).
- Cowan, J. L. W., Boynton, W. R. Sediment-water oxygen and nutrient exchanges along the longitudinal axis of Chesapeake Bay: Seasonal patterns, controlling factors and ecological significance. Estuaries. 19, 562-580 (1996).
- Fisher, T. R., Carlson, P. R., Barber, R. T. Sediment nutrient regeneration in three North Carolina estuaries. Estuar. Coast. Shelf S.e. 14, 101-116 (1982).
- McGlathery, K. J., Sundback, K., Anderson, I. C. Eutrophication in shallow coastal bays and lagoons: the role of plants in the coastal filter. Mar. Ecol-Prog Ser. 348, 1-18 (2007).
- Eyre, B. D., Ferguson, A. J. P. Comparison of carbon production and decomposition, benthic nutrient fluxes and denitrification in seagrass, phytoplankton, benthic microalgae- and macroalgae-dominated warm-temperate Australian lagoons. Mar. Ecol-Prog Ser. 229, 43-59 (2002).
- DiToro, D. M. Sediment Flux Modeling. , Wiley-Interscience. (2001).
- Testa, J. M., et al. Sediment flux modeling: Simulating nitrogen, phosphorus, and silica cycles. Estuar. Coast. Shelf S. 131, 245-263 (2013).
- Kana, T. M., Cornwell, J. C., Zhong, L. J. Determination of denitrification in the Chesapeake Bay from measurements of N-2 accumulation in bottom water. Estuar. Coasts. 29, 222-231 (2006).
- Hammond, D. E., Cummins, K. M., McManus, J., Berelson, W. M., Smith, G., Spagnoli, F. Methods for measuring benthic nutrient flux on the California Margin: Comparing shipboard core incubations to in situ lander results. Limnol. Oceanog Methods. 2, 146-159 (2004).
- Miller-Way, T., Boland, G. S., Rowe, G. T., Twilley, R. R. Sediment oxygen consumption and benthic nutrient fluxes on the Louisiana continental shelf: a methodological comparison. Estuaries. 17, 809-815 (1994).
- Kana, T. M., et al. Membrane inlet mass spectrometer for rapid high-precision determination of N2, O2, and Ar in environmental water samples. Anal. Chem. 66, 4166-4170 (1994).
- Gao, Y., Cornwell, J. C., Stoecker, D. K., Owens, M. S. Influence of cyanobacteria blooms on sediment biogeochemistry and nutrient fluxes. Limnol. Oceanogr. 59, 959-971 (2014).
- Hopfensperger, K. N., Kaushal, S. S., Findlay, S. E. G., Cornwell, J. C. Influence of Plant Communities on Denitrification in a Tidal Freshwater Marsh of the Potomac River, United States. J. Environ. Qual. 38, 618-626 (2009).
- Cornwell, J. C., Kemp, W. M., Kana, T. M. Denitrification in coastal ecosystems: environmental controls and aspects of spatial and temporal scale. Aquat. Ecol. 33, 41-54 (1999).
- LaMontagne, M. G., Valiela, I. Denitrification measured by a direct N2 flux method in sediments of Waquoit Bay, MA. Biogeochemistry. 31, 63-83 (1995).
- Nielsen, L. P. Denitrification in sediment determined from nitrogen isotope pairing. FEMS Microbiol Ecol. 86, 357-362 (1992).
- Ferguson, A. J. P., Eyre, B. D., Gay, J. M. Organic matter and benthic metabolism in euphotic sediments along shallow sub-tropical estuaries, northern New South Wales, Australia. Aq. Microb. Ecol. 33, 137-154 (2003).
- Coley, T. L. The effect of flow on the fluxes of oxygen, dinitrogen gas, nitrate and ammonium in diffusively controlled sediments using stirred experimental chambers. , MEES Program, University of Maryland. M.S. Thesis (2003).
- Owens, M. S. Nitrogen cycling and controls on denitrification in mesoahaline sediment of Chesapeake Bay. , MEES Program, University of Maryland. M.S. Thesis (2009).
- Sundback, K., Jonsson, B. Microphytobenthic productivity and biomass in sublittoral sediments of a stratified bay, southeastern Kattegat. J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 122, 63-81 (1988).
- Petersen, J. E., Cornwell, J. C., Kemp, W. M. Implicit scaling in experimental enclosed aquatic ecosystems. Oikos. 85, 3-18 (1999).
- Kana, T. M., Weiss, D. L. Comment on "Comparison of isotope pairing and N-2 : Ar methods for measuring sediment denitrification" by B. D. Eyre, S. Rysgaard, T. Daisgaard, and P. Bondo Christensen. 2002. Estuaries 25: 1077-1087. Estuaries. 27, 173-176 (2004).
- Parsons, T. R., Maita, Y., Lalli, C. M. A Manual of Chemical and Biological Methods for Seawater Analysis. , Pergamon Press. (1984).
- Doane, T. A., Horwath, W. R. Spectrophotometric determination of nitrate with a single reagent. Analytical Letters. 36, 2713-2722 (2003).
- Testa, J. M., et al. Modeling the impact of floating oyster (Crassostrea virginica) aquaculture on sediment-water nutrient and oxygen fluxes. Aquac. Environ. Interact. 7, 205-222 (2015).
- Hamme, R. C., Emerson, S. R. The solubility of neon, nitrogen and argon in distilled water and seawater. Deep-Sea Res. Part I-Oceanogr. Res. Papers. 51, 1517-1528 (2004).
- Chong, L. S., Prokopenko, M. G., Berelson, W. M., Townsend-Small, A., McManus, J. Nitrogen cycling within suboxic and anoxic sediments from the continental margin of Western North America. Marine Chemistry. 128, 13-25 (2012).
- Eyre, B. D., Rysgaard, S., Dalsgaard, T., Christensen, P. B. Comparison of isotope pairing and N-2 : Ar methods for measuring sediment-denitrification-assumptions, modifications, and implications. Estuaries. 25, 1077-1087 (2002).
- Lee, D. Y., et al. The Effects of Oxygen Transition on Community Respiration and Potential Chemoautotrophic Production in a Seasonally Stratified Anoxic Estuary. Estuar.Coasts. 38, 104-117 (2015).
- MacIntyre, H. L., Geider, R. J., Miller, D. C. Microphytobenthos: The ecological role of the "secret garden" of unvegetated, shallow-water marine habitats .1. Distribution, abundance and primary production. Estuaries. 19, 186-201 (1996).
- Aller, R. C., Mackin, J. E. Open-incubation, diffusion methods for measuring solute reaction rates in sediments. J. Mar. Res. 47, 411-440 (1989).
