Summary
Non-запретительный EEG радиотелеметрии является ценным методологический подход к регистрации в естественных условиях долгосрочных электроэнцефалограммы свободно движущихся грызунов. Этот подробный протокол описывает стереотаксической эпидуральную и глубокую внутримозговое расположение электродов в различных областях мозга, для того, чтобы получить достоверные записи ритмично- ЦНС и связанных с ЦНС поведенческих этапов.
Abstract
Имплантируемый EEG радиотелеметрии имеет центральное значение в неврологической характеристике трансгенных мышах психоневрологических и нейродегенеративных заболеваний, а также эпилепсией. Этот мощный метод не только дает ценную информацию о лежащих в основе патофизиологических механизмов, то есть., Этиопатогенез связанных ЦНС заболеваний, он также способствует развитию новых поступательной, то есть., Терапевтические подходы. В то время как конкурирующие методы, которые делают использование систем самописцев, используемых в куртках или привязных систем страдают от их нефизиологической сдерживанием к полу-запретительного характера, радиотелеметрическая записи ЭЭГ преодолеть эти недостатки. Технически, имплантируемые EEG радиотелеметрии позволяет точно и высокочувствительного измерения эпидуральной и глубоких внутримозговых ЭЭГ при различных физиологических и патофизиологических условиях. Во-первых, мы представляем подробный протокол прямо вперед, успешным,быстрый и эффективный метод для записи эпидуральной (поверхность) ЭЭГ в результате высококачественных electrocorticograms. Во- вторых, мы покажем , как имплантировать глубокие, внутримозговые EEG электродов, например, в гиппокампе (electrohippocampogram). Для обоих подходов, используется компьютеризированная 3D стереотаксической системы электродов имплантации. Радиочастотный передатчик сам имплантируется в подкожный мешок у мышей и крыс. Особое внимание должно быть уделено пре-, пери- и послеоперационное лечение экспериментальных животных. Предоперационной подготовки мышей и крыс, подходящих анестезии, а также послеоперационная управления лечение и боли описаны подробно.
Introduction
Радиотелеметрии является наиболее ценным методологический подход для измерения различных поведенческих и физиологических параметров в сознании, необузданных животных разных размеров, в частности , в контексте ЭЭГ, ЭКГ, ЭМГ, артериального давления, температуры тела или измерений активности 1-7. Теоретически любой разновидности могут быть проанализированы с помощью имплантируемого EEG радиотелеметрические от лабораторных грызунов , таких как мыши и крысы на кошек, собак, свиней и приматов 3,8. Даже рыбы, рептилии и амфибии подлежат радиотелеметрическая расследования 9. За последние два десятилетия, имплантируемые EEG радиотелеметрии доказала свою ценность в характеристике различных трансгенных животных моделях заболеваний человека, таких как эпилепсией, нарушения сна, нейродегенеративных и психоневрологических расстройств 7,10-12. В прошлом многочисленные методологические подходы сбор физиологических данных, включая биопотенциалов от мышей и крыс были убываниеribed. Изношенные в самописцев системах куртка, удерживающих физических методов, не-имплантированных радиопередатчиков и привязных систем получили основное внимание в прошлом 13,14. В настоящее время, различные системы для радиотелеметрическая имплантации являются коммерчески доступными. Тем не менее, экран литературы также показал 29 публикаций, описывающих развитие самодельных радиотелеметрических систем 15-40. В то время как домашние системы, вероятно, будут менее дорогими и более удобной для пользователей адаптированы, коммерчески доступные системы прямо вперед, относительно проста в установке и может быть настроен быстро.
Имплантируемый EEG радиотелеметрии имеет ряд преимуществ по сравнению с конкурирующими технологиями, такими как физические методы усмирения, которые носят в системах пиджака или тросовых подходов. Последнее является сдерживающими по определению, то есть., Животное не может двигаться или его нормальное поведение ухудшается. Это может быть даже необходимо обезболить животное для приобретения повторногоподверженными данных. Современные привязные системы, однако, вероятно, будут менее сдерживающим, но это должно быть подтверждено с научной точки зрения. Радиотелеметрические с другой стороны , позволяет животным проявлять их полный репертуар поведения без ограничений пространственно - временных и , таким образом, как полагают, превосходит сдерживая подходы и более предсказанием результатов , которые могут быть приобретены у человека 1,3. Он известен довольно долгое время , что запретительные подходы могут кардинально изменить основные физиологические параметры, например., Прием пищи, температура тела, кровяное давление и частоту сердечных сокращений и физической активности, например , 3. На привязи системы представляют собой один до сих пор широко используется классический запретительный подход 13,14. Электроды, которые либо эпидуральной или глубокие электроды, как правило, подключены к миниатюрному гнезду, который прикрепляется к черепу. Само гнездо подвергается для крепления кабеля, что позволяет относительно свободное передвижение животного. ALTHв настоящее время привязные тельное системы стали чрезвычайно филигранная и высокой гибкостью, одним из главных ее недостатков является то, что он все еще полу-запретительный. Кроме того, может возникнуть риск заражения на месте имплантации электрода, как животные, как правило, манипулировать все внешние устройства, исходящие от тела (голова). Хотя беспроводная технология радиотелеметрии у различных видов уже описано в конце 60 - х годов и , таким образом , существовала в течение многих десятилетий, она только недавно стала доступной, надежной и относительно простой в использовании 10,41,42, особенно в мелких лабораторных грызунов , таких как мыши и крысы. Малые, миниатюрные имплантируемые передатчики EEG теперь коммерчески доступны и могут быть имплантированы в мышей более 20 г (~ 10 недель). Таким образом, электрофизиологические характеристика трансгенных моделей мышей, в частности, стала преобладающей областью применения имплантируемого EEG радиотелеметрии в эти дни. Размер животного не больше не является абсолютным экспериментальной ОГРАНИЧЕНИЯМИции в то время как продолжительности жизни батареи передатчиков "на самом деле является. Несмотря на ограниченность времени жизни, имплантируемые системы передатчика способны свести к минимуму большинство недостатков, связанных с потенциальной записи ассоциированного стресса сдерживая систем. Грызуны могут представить их полный арсенал физиологического поведения , включая отдых, двигательную активность (разведка) и сна (REM, медленного сна) 43,44. Важно отметить, что имплантируемый радиотелеметрии может сильно уменьшить использование животных 3. В настоящее время существует интенсивное обсуждение вопроса о том, как ограничить количество экспериментальных животных в науке и уменьшить их страдания. Ясно, что эксперименты на животных и животных моделей заболеваний человека и животных имеют важное значение для нашего понимания снизу линии патофизиологии и последующего прогресса в терапии. Кроме того, эксперименты на животных имеют важное значение в области исследований и разработки лекарственных средств. Они вносят существенный вклад в доклинических / токсикологических исследований в области лицензирования лекарственных средствТаким образом, совершая как для человека и животных ухода. Стоит отметить, что в настоящее время нет альтернативы пока отсутствуют для исследований на животных, чтобы понять сложные патофизиологические механизмы, которые были бы в противном случае невозможно быть вызвана. В то же время, 3R, то есть., Замена, восстановление и стратегия уточнения в ЕС и США настоятельно рекомендует исследований в дополнительных и альтернативных методов. Радиотелеметрии является важным примером успешной стратегии 3R, поскольку это может сократить количество экспериментальных животных и их страдания по сравнению с другими методами.
Здесь мы предлагаем детальный и непрерывный шаг за шагом, чтобы выполнить подкожный мешок имплантации передатчика радиочастотным у мышей и крыс. Эта первая последовательность сопровождается описанием стереотаксической эпидуральную и глубокой внутримозговой позиционирования электрода ЭЭГ. Особое внимание уделяется жилищных условий, анестезии, пери- и послеоперационной болиуправление и возможно антибактериальное лечение. Основное внимание уделяется компьютеризированной 3D стереотаксической подход надежно предназначаться эпидуральную и глубоких внутримозговых структур. Мы также прокомментировать частых экспериментальных подводных камней в электродной имплантации ЭЭГ и стратегий по снижению травм и оптимизации лечения боли во время послеоперационного восстановления. И, наконец, примеры поверхностных и глубоких записей ЭЭГ представлены.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Заявление по этике: Все эксперименты на животных проводили в соответствии с руководящими принципами местного и организационного совета по уходу за животными (Боннский университет, BfArM, LANUV, Германия). Кроме того, все эксперименты на животных проводили в соответствии с законодательством вышестоящего, например., Директива Европейских сообществ Совета от 24 ноября 1986 года (86/609 / EEC) или отдельного регионального или национального законодательства. Конкретные усилия для минимизации количества животных, используемых и их страданий.
1. Экспериментальные животные
- Выбор экспериментальных животных и видов
- Выполните радиотелеметрическая исследования у грызунов, то есть., Мыши и крысы , которые удовлетворяют требованиям гомологии, изоморфизма и предсказуемости , связанных с конкретным заболеванием человека 7,9,45,46.
Примечание: Разное мыши и крысы штаммы, доступные могут серьезно отличаться в основных физиологических и патофизиологических characteristИКС 47-49. - Рассмотрим или оценивать физиологические и патофизиологические характеристики штаммов мышей / крыс перед выполнением последующих электрофизиологических экспериментов, например, ответ на применимые дозировки анестетиков, архитектуры сна и припадков восприимчивости 50,51.
- Обратите внимание специфические гендерные особенности в дизайне исследования. Цикл течки может сильно влиять на центральный ритмичность, его циркадный зависимость, сна и судорожной активности 52-54. Таким образом, проводить специфический гендерный анализ.
Примечание: Если финансовые и экспериментальные возможности ограничены, ограничение на мышей-самцов рекомендуется.
- Выполните радиотелеметрическая исследования у грызунов, то есть., Мыши и крысы , которые удовлетворяют требованиям гомологии, изоморфизма и предсказуемости , связанных с конкретным заболеванием человека 7,9,45,46.
- Содержание животных и обработка
- домовых мышей и крыс в фильтре верхних клетках или даже лучше в индивидуально вентилируемых клетках.
- Передача мышей из вивария в вентилируемых шкафах , размещенных в специальных лабораторных помещениях исключительно посвященных имплантированных животных и их последующей записи (рис1).
- Для акклиматизации после наземного транспорта, место животных в течение одной недели в вентилируемом шкафу в стандартных условиях, т.е. 21 ± 2 ° C при температуре окружающей среды, 50 -. 60% относительной влажности, а также обычный 12 ч свет / темнота цикла.
- До хирургической имплантации, домовые мыши в группах по 3 - 4 в прозрачный поликарбонат садках типа II (26,7 см х 20,7 см х 14,0 см, площадь 410 см 2) с вволю доступ к питьевой воде и стандартных пищевых гранул. Используйте прозрачный поликарбонат клетями типа III (42,5 см х 26,6 см х 18,5 см, площадь 800 см 2) для крыс.
- Не отделяйте / изолировать животных на данном этапе, как изоляция может вызвать стресс, влияющий экспериментальные результаты в дальнейшем. Тем не менее, после хирургического инструментария, домашние животные отдельно, как животные, как правило, манипулировать раневые stiches / шовные материалы или металлические зажимы (см ниже).
- Избегайте открытых жилищных условий, поскольку они оцениваются неподходящими для множества Sаучные вопросы, например., исследования сна.
- Используйте мышь и специальное оборудование крысы, так что ни мышей, ни крыс могут чувствовать присутствие друг друга, так как это создает дополнительный стресс для животных.
2. Система радиотелеметрии EEG
Примечание: Протокол , описанный основан на использовании коммерчески доступных телеметрических системах , используемых для поверхностных и глубоких внутримозговых записей ЭЭГ (рисунок 2).
- Используйте телеметрическую имплантат радиочастотная , пригодный для имплантации у мышей и крыс, например., Передатчик один канал или передатчик двухканальный.
Примечание:. Оба передатчика способны измерять различные биопотенциалов, т.е. электроэнцефалограммы (ЭЭГ), электрокардиограммы (ЭКГ), электромиограммы (ЭМГ), но и физической активности и температуры. Они имеют магнитно приводимых в действие механизм включения-выключения. Провода передатчика и датчики предусмотрены стерильными. Если передатчикчтобы быть повторно использованы следовать инструкциям производителя для повторной стерилизации. - Для гамма-анализа высокочастотных (до 500 Гц), например, выбрать передатчики с более высокой номинальной частотой дискретизации (F, до 5000 Гц) и пропускной способности передатчика (B, до 500 Гц). В частности, рассмотрим предел выборки Найквиста-Шеннона, то есть., Данные ЭЭГ могут быть проанализированы с точностью до абсолютного максимума F / 2, но не за его пределами. Для надежного анализа частот, ширина полосы частот (В) F / 10 - рекомендуется F / 5.
Примечание: Научный вопрос, которые необходимо решить, должны отвечать техническим спецификациям передатчика.
3. Анестезия и управление Боль
- Используйте изофлуран ингаляционного наркоза.
- Поместите животное в "индукционной камере" , заполненной 4 - 5% изофлуран и 0,8 - 1% кислорода или карбогена (5% CO 2 и 95% O 2) л / мин. Поддержания желаемой глубины анестезии с силиконовым лицевая маска обеспечения потока 1,5- 3,0% изофлуран и 0,8 - 1% кислорода или карбогена л / мин (Фиг.3А).
Примечание: Соответствующая изофлуран концентрация варьируется в зависимости от массы тела (объем распределения), возраст, пол и генетический фон животного. Если газ анестезии оборудование не доступно, то есть "индукционная камера", карбогена или подачи кислорода, расходомер, изофлуран испаритель, система очистки, смотри раздел 3.2. Выбывшего системой всасывания (поглощающие системы, Рисунок 3A) должен быть установлен , чтобы избежать изофлуран воздействия экспериментатора (трубка не показана на видео документа для демонстрации).
- Поместите животное в "индукционной камере" , заполненной 4 - 5% изофлуран и 0,8 - 1% кислорода или карбогена (5% CO 2 и 95% O 2) л / мин. Поддержания желаемой глубины анестезии с силиконовым лицевая маска обеспечения потока 1,5- 3,0% изофлуран и 0,8 - 1% кислорода или карбогена л / мин (Фиг.3А).
- При ингаляции aneesthetics не вариант, выполнить анестезию инъецируемых анестетиков. Готовят сочетание гидрохлорида esketamine (лекарственную грызун 100 мг / кг) и гидрохлорида ксилазина (грызун дозировка 10 мг / кг) в 0,9% -ном растворе NaCl и вводят животному внутрибрюшинно на основе его массы тела.
- Соблюдайте животные CAREFULLу для глубины анестезии с помощью хвоста щепотку, ноги и щепотку контролируя частоту дыхания (мыши 150 - 220 вдохов / мин; крысы 70 - 115 вдохов / мин). Проверить возможность задыхаясь.
Примечание: Различные мыши и крысы линии могут проявлять различную чувствительность к анестезии. То же самое справедливо и для трансгенных моделей мышей.
Примечание: Интубация трахеи не обязательно у грызунов. На самом деле, трахеи увеличивает риск повреждения трахеи.
4. Хирургические инструменты - Общие аспекты
- Применить дополнительное тепло во время и после операции с использованием рециркуляцию теплой водой одеяла, электрические плиты, согревающие лампы высокой температуры, вынуждены теплого воздуха единицы или карманные грелки для поддержания температуры тела. Поддержание последнего в 36,5 - 38,0 ° C (98,6 - 100,4 ° F).
Примечание: Мелкие грызуны предрасположены к гипотермии из - за их высокого соотношения поверхности тела (мышь, 10,5 х (вес в г) 2/3; крысы, 10,5 х (вес в г) 2/3)к объему тела. - Избегайте высыхание роговицы и покрывают глаза с нефтяной основе искусственного мази слезоточивого или декспантенола (см видеодокумент) в течение всего процесса имплантации и восстановления на раннем этапе, пока мигает рефлекс не полностью восстанавливается.
- Автоклавы хирургические инструменты (см Таблицу материалов) для стерилизации или поместить их в дезинфектантов.
Примечание: Элегантный и быстрый способ является использование тепла на базе хирургического инструмента стерилизатор со стеклянными шариками. - Наличие бинокулярного хирургического увеличения микроскопа и холодный источник света, доступное для интенсивного освещения с помощью гибких или самонесущими, подвижных световодов.
- Носите чистую лабораторный халат, маску, крышку головки и стерильные перчатки.
Примечание: Оптимальные расходные материалы и инструменты могут отличаться в зависимости от лаборатории к лаборатории и лаборатории должны соответствовать конкретным и институциональные требования.
5. Хирургия - Передатчик Размещение
- Удалить тело Хайг от кожи головы от полностью анестезированных мышей / крыс с помощью бритвы. Очистите бритой области с использованием дезинфицирующих средств, например, 70% этанола и на основе скраба йода. Избегайте раздражение кожи или воспаление из-за чрезмерного воздействия. Поместите животное в положении лежа на одеяло отопления для поддержания температуры тела во время анестезии.
- Используя скальпель, сделайте срединный разрез на кожу головы от лба (так что брегма краниометрических ориентир становится видимым) на шее (так что трапеции мышца становится видимым). Начиная с затылочной участка разреза и с помощью хирургического ножничные откройте подкожного мешочек вдоль боковой стороне животных путем отслаивания.
- Вводят 1 мл 0,9% NaCl в подкожной сумке. Поместите передатчик с воспринимающих выводами ориентированных краниально внутри подкожный карман на фланге близко к вентральной области живота. Если передатчик имеет вкладку шовный, закрепить передатчик на дорсальном / боковой кожи с помощью одного или нескольких STIчес (более-и-более швами).
Обратите внимание, что фиксация передатчика не является обязательным. Обратите особое внимание на предотвращение загрязнения хирургического участка и передатчика имплантата. Портьеры следует использовать, чтобы правильно изолировать стерильный из нестерильных областей. - Для послеоперационного ухода и лечения боли, смотрите раздел 8.
6. Стереотаксическая поверхности электрода Имплантация
- Поместите животное на стереотаксической рамы под наркозом и тщательно позиционировать головку с помощью стержней и зажима носа , так что темени и лямбда craniometrics ориентиры черепа находятся на том же уровне (рис 3B). Не повредите внутреннее ухо с помощью уха баров. Крышка уха брусков с ватными шариками, если это необходимо. Это меры предосторожности позволяет жесткой фиксации головы внутри стереотаксической рамы.
- Очистите надкостницу с хлопковыми наконечниками без повреждения височных и затылочных мышц. Предварительная обработка поверхностный тонкий слойчереп с 0,3% H 2 O 2 для мыши черепа и 3% H 2 O 2 для черепа крысы. Эта процедура явно подвергает черепных шовные и craniometrics достопримечательности , такие как темени и лямбда (рис 4B, C).
- Используйте специальный, полностью оборудованная стереотаксической установки для мышей и крыс, в том числе стереотаксической рамы с уха баров и зажим носа размер адаптированный для мышей и крыс, соответственно. Убедитесь в том, что стереотаксической рамы включает в себя газовую маску с анестезирующим связями с изофлуран испарителя и изофлурановым модуля мусорщика.
Примечание: Компьютеризированная установка 3D стереотаксической с конкретной мыши и крысы мозга координат программного обеспечения, включая пользовательский интерфейс для навигации и 3D-атлас, позволяя осевые, корональной и сагиттальной видом рекомендуется. - Установите прецизионный сверло на вертикальное плечо стереотаксической рамы. С помощью смонтированного карандаш или ручку на вертикальной руке оставляя крошечные отметки в координатах выбора на верхней части черепа, еслинет компьютеризированной стереотаксической система не доступна.
- Просверлите отверстия тщательно принимая во внимание, что мыши и крысы сильно отличаются в neurocranial толщины кости. Кроме того, обратите внимание , что толщина мышиных костей черепа сильно зависит от локализации, например, у мышей, О. С. Frontale: срединный участок: 320-390 мкм, боковая секция: 300 - 430 мкм; Os parietale: срединный участок: 210 - 250 мкм, боковая секция: 200 - 210 мкм; ОС occipitale: срединный участок: 600 - 730 мкм, боковая секция: 380 - 420 мкм).
- Просверлите отверстия под давлением, при максимальной скорости.
Примечание: Это позволяет избежать тонизирующее аппланационной черепа, что может привести к внезапному прорыву буровой головки и потенциального повреждения в основном в кортикальной области. Для краниотомии, настоятельно рекомендуется нейрохирургической высокоскоростной системы буровой мотор точности. - Дрель заусенцев отверстия в координатах выбора с диаметром типичной буровой головки0,3 - 0,5 мм.
Примечание: Диаметр отверстий может быть меньше, в зависимости от диаметра электрода. Как правило, чем меньше диаметр, тем меньше повреждений производится. - Согните кончик чувствительного свинца передатчиков ", который служит в качестве эпидуральной электрода и поместите его непосредственно на твердую мозговую оболочку в отверстие в координатах выбора. В качестве альтернативы, используйте корковых винты и механически прикрепить их к чувствительному выводов измерительного преобразователя (рис 4A).
- . Для записей с поверхности, например, мышиное моторной коры M1 / M2, положение электрода, например, по адресу: черепной 1 мм, боковые 1,5 мм (левое полушарие). Поместите эпидуральную электрод сравнения на коре мозжечка: брегма -6 мм, боковые из брегма 1 мм (левое полушарие) или темени -6 мм, боковые из брегма 1 мм (правое полушарие) (рис 4D).
Примечание: Мозжечок служит в качестве ссылки, как это электроэнцефалографически молчит область. Stereotaxic координаты могут быть получены из стандартных стереотаксических атласов для мышей и крыс. - Закрепить электроды с стеклоиономерным зубным цементом (на водной основе), что чрезвычайно трудно и дает сильную адгезию к нижележащей неврокраниума.
Примечание: Если используется Стеклоиономерные стоматологический цемент, никакие крепежные винты не требуются для закрепления электродов. - Оставьте цемент, чтобы высушить в течение 5 мин. Закройте кожу головы с помощью более-и-более швами с нерассасывающегося 5-0 / 6-0 шовного материала. В качестве альтернативы, клей кожа может быть использован. Внимательно следить за качество записи ЭЭГ на основе сайта электрода имплантации. Примечание: Оссификация из просверленных отверстий может случиться так, что имеет возможность поднять до электродов со временем. Это может привести к ухудшению качества EEG из-за загрязнения ЭМГ и ЭКГ и может, таким образом, ограничивает оптимальную продолжительность записи.
- Для послеоперационного ухода и лечения боли, смотрите раздел 8.
- Проверка электрода ЭЭГ положение аутопсии.
- Для эвтаназии, Поместите животное (ы) в инкубационной камере и ввести 100% двуокиси углерода. Используйте скорость заполнения 10% - 30% от объема камеры в минуту с диоксидом углерода добавляется к существующему воздуха в инкубационной камере. Это целесообразно, чтобы добиться быстрого безсознательное с минимальным дистресс к животным.
Примечание: Во избежание внезапного воздействия сознательных животных концентраций диоксида углерода> 70%, как это было показано, что многострадальный. - Обратите внимание на каждую мышь / крыса из-за отсутствия дыхания и выцветшие глаза. Поддержание потока СО 2 в течение как минимум 1 минут после остановки дыхания. Ожидаемое время до потери сознания, как правило, в течение 2 до 3 мин.
- Если наблюдаются оба знака, а затем удалить грызуны из клетки; в противном случае продолжать подвергая их CO 2. Если потеря сознания не произошло в течение 2 до 3 минут, проверьте скорость заполнения камеры.
- Для проверки правильности размещения электрода, вытравить мозги послеубойную, например., После CO
- Постфиксные мозги 2 - 4 часа в 4% PFA при комнатной температуре с последующим криозащиты в 30% сахарозы в PBS и хранить мозге при температуре 4 ° С до дальнейшей обработки.
- Используя образец матрицы для криостата секционирования, замерзают мозги на стереотаксической блок и сократить 60 мкм корональные срезы с помощью криостата. Mount ломтика на стеклах, воздух сухой, и пятна с Нисслю синим, используя стандартные методы, чтобы визуализировать ветви канала и прежнее положение электрода.
Примечание: Этот подход также показывает, были ли поверхностные электроды были помещены в глубокие случайно оставив незначительную соударения на верхней части коры головного мозга.
- Для эвтаназии, Поместите животное (ы) в инкубационной камере и ввести 100% двуокиси углерода. Используйте скорость заполнения 10% - 30% от объема камеры в минуту с диоксидом углерода добавляется к существующему воздуха в инкубационной камере. Это целесообразно, чтобы добиться быстрого безсознательное с минимальным дистресс к животным.
7. стереотаксическая Deep Внутримозговое EEG Электрод имплантатион
- Предварительно обработайте кожу головы и череп животного, как описано в разделах 6.1 - 6.2. Выберите тип глубоких электродов тщательно, принимая во внимание его характеристики материала, например., Диаметр и сопротивление и возможно подключение к зондированию проводов датчика.
Примечание: сталь с покрытием Parylene и вольфрамовые электроды обычно используются. Электродные характеристики должны соответствовать индивидуальным потребностям эксперимента. Если электроды не предусмотрены стерильные, они должны быть инкубировали в 70% этаноле перед использованием. По мере того как электроды с покрытием для этой экспериментальной целью тепловой стерилизации на основе не применяется. - Сверлить отверстия в координатах выбора, как описано в разделе 6 с использованием стереотаксической системы. Чтобы настроить таргетинг на мышиную СА1, например, который служит в качестве интенсивно исследуемой области мозга, поместите дифференциальный электрод по следующим координатам со ссылкой на темени: хвостового 2 мм, боковой 1,5 мм (правое полушарие)и дорсовентральный (глубина) мм 2. Поместите эпидуральный электрод сравнения на коре мозжечка, например., Брегма -6 мм, боковая от брегма 1 мм (левого или правого полушария) (рис 4D, Е).
Примечание: мозжечковой электрод служит псевдокэлеровой электрод на тихой области мозжечка. Стереотаксической координаты могут быть получены из стандартных стереотаксических атласов для мышей и крыс. - Укоротить глубокие электроды до требуемой длины в зависимости от того, насколько глубоко в мозг, они будут вставлены. Подключите внечерепные часть электрода к спирали из нержавеющей стали из передатчика свинца путем сгибания обеих секций под углом 90 ° между ними.
- Клип глубокий электрод к чувствительному проводу передатчика механически. Не паять, когда это возможно, так как это может вызвать значительный шум в записи ЭЭГ. Проэкспонируйте спиралью из нержавеющей стали передатчика свинца путем удаления короткий участок внешней изоляции силикона на кончикепередатчик свинец, используя стерильный скальпель лезвием.
- Rewire ведущую роль передатчика к глубокому электроду мозга. Обеспечить подходящее и стабильное соединение обоих компонентов (рис 4F). Приложить имплантированный электрод (который механически соединен с передатчиком свинца) в вертикальное плечо стереотаксической устройства.
- Закрепить электрод с стеклоиономерным зубным цементом (на водной основе), что чрезвычайно трудно и дает сильную адгезию к нижележащей неврокраниума. Оставьте цемент, чтобы высушить в течение 5 мин. Закройте кожу головы с помощью более-и-более швами с нерассасывающегося 5-0 / 6-0 шовного материала. В качестве альтернативы, клей кожа может быть использован.
- Внимательно следить за качеством записи ЭЭГ, основанные на стороне электрода имплантации.
Примечание: Оссификация из просверленных отверстий может случиться так, что имеет возможность поднять до электродов со временем. Это может привести к снижению качества EEG из-за загрязнения ЭМГ и ЭКГ и может, таким образом, ограничивает оптимальную ЗАППродолжительность Ording. Это имеет особое значение для глубокого размещения электродов. - Для послеоперационного ухода и лечения боли, смотрите раздел 8.
- Проверка EEG расположение электродов послеубойную, как описано в разделе 6.13.
8. Послеоперационный уход и Послеоперационный Боль управления
- Не оставляйте животное без присмотра, пока он не пришел в сознание достаточное для поддержания грудины лежачее.
- Не возвращать животное, которое перенес операцию на компании других животных, пока полностью не выздоровел.
- Для послеоперационного лечения боли, выбрать препарат одной из следующих групп: наркотические опиаты, опиоидные агонисты / антагонисты, альфа 2 агонисты, местная анестезия и нестероидные противовоспалительные препараты (НПВП) 55-60 Обратите внимание , что из - за. тяжесть операции лечение анальгетик 3 день рекомендуется.
- При использовании бупренорфин, администрирование следующей дозы: мышь: 0.05- 0,1 мг / кг, внутрибрюшинно, подкожно каждые 6 - 12 ч; Крыса: 0,01 - 0,05 мг / кг, внутрибрюшинно, подкожно, через каждые 8 - 12 ч.
- При использовании Буторфанол администрирования следующую дозу: мыши: 1,0 - 5,0 мг / кг, подкожно, через каждые 4 ч; крыса: 2,0 - 2,5 мг / кг, подкожно, через каждые 4 часа.
- При использовании трамадол, администрирование следующей дозы: мышь, крыса: 10 - 30 мг / кг, внутрибрюшинно
- При использовании Flunixin, администрирование следующей дозы: мыши: 2,5 мг / кг, подкожно, через каждые 12 ч; крыса: 1,1 мг / кг, подкожно, через каждые 12 ч.
- При использовании кетопрофен, администрирование следующей дозы: мыши: 5 мг / кг, подкожно, через каждые 12 - 24 часа в сутки; крыса: 5 мг / кг, подкожно, через каждые 12 - 24 часа в сутки.
- При использовании метамизол, администрирование следующей дозы: мышь, крыса: 100 мг / кг, внутрибрюшинно, каждые 8 ч.
- При использовании мелоксикама, администрирование следующей дозы: мыши, крысы: 1 мг / кг подкожно, каждые 24 ч.
- При использовании карпрофен, администрирование следующей дозы: мыши: 5-10 мг / кг, подкожно каждые 12 - 24 ч; крыса: 2,5 - 5,0 мг / кг, подкожно, через каждые 12 - 24 часа в сутки.
- При использовании acetaminophen, администрирование следующей дозы: мыши: 300 мг / кг, перорально, через каждые 4 ч; крыса: 100 - 300 мг / кг, каждые 4 часа.
- При использовании лидокаина (в качестве адъюнкт анальгетик), администрирование следующей дозы: мыши, крысы: 1 - 4 мг / кг подкожно
- При использовании карпрофен (доза грызун 5 - 10 мг / кг подкожно, разведенного в 0,9% NaCl) для длительной послеоперационной боли, выполняют первоначальной инъекции 10 - 15 мин до окончания хирургического инструментария и повторить в течение двух последующих дней один раз в день.
- В послеоперационном периоде, корма, смоченным гранул, с тем чтобы облегчить поглощение пищи. Тщательно соблюдайте пищу (~ 15 г / 100 г / сут; ~ 5 г / 24 ч) и воду (~ 15 мл / 100 г / сут; ~ 5 мл / 24 ч) расход.
- Монитор животных тесно для возвращения их нормальной позы и поведения.
Примечание: Системное введение антибиотиков, таких как энрофлоксацину или триметоприм-сульфаниламиды часто рекомендуется, но не абсолютной необходимостью, если воспалительных признаков менингита или энцефалита в гообнаружены электронные сайты имплантаций. - Дайте мышам по крайней мере, от 10 до 14 дополнительных дней, чтобы полностью восстановиться перед началом записи для EEG дальнейшего анализа.
Примечание: Конкретные экспериментальные задачи может потребоваться более длительный период восстановления. - Последующая деятельность по итогам послеоперационного восстановления после имплантации путем оценки послеоперационный развития массы тела. Максимальное снижение массы тела, как правило, наблюдается примерно день 4 - 5 после операции с последующим легким, но стабильное увеличение веса в течение 10 - восстановительный период 14 дней.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
В этом разделе приведены примеры, полученные из поверхностных и глубоких внутримозговых записи ЭЭГ. Изначально следует отметить , что базовый уровень записи в физиологических условиях являются обязательными до последующих записей следующих например, медикаментозного лечения. Такие базовые записи могут дать ценную информацию о функциональной взаимозависимости ритмики мозга с различными поведенческими состояниями или сна / циркадный ритмичность. Здесь мы покажем примеры записанном судорожной активности после острого введения proconvulsive / психоэнергетическими препаратов. Как указывалось выше, общая область применения в ЭЭГ радиотелеметрии эпилепсия исследования. Эпилепсия модели включают в себя острые и хронические фармакологические модели, а также генетические модели (трансгенные) эпилепсии. Здесь мы показываем острые модели бессудорожного отсутствие подобных судорог, вызванных введением внутрибрюшинно R / S-баклофена в дозе 20 мг / кг и bicucullinemethobromide в дозе 10 мг / кг. Фармакодинамически, баклофен является агонистом рецептора ГАМК (В) , что увеличивает K + вытекание из клетки как пре- , так и постсинаптически , тогда как бикукуллин является ГАМК (А) антагонист , который ингибирует Cl - приток в клетку. Активация ГАМК (А) рецепторов приводит к инициации и поддержании hyperoscillation и hypersynchronization в пределах таламокортикального-corticothalamic схемы. Рисунок 5B, C показаны эпидуральной записи ЭЭГ после введения ИС R / S-баклофена (20 мг / кг) и bicucullinemethobromide (10 мг / кг). Системное введение 4-аминопиридина (4-AP) в дозе 10 мг / кг внутрибрюшинно или пентилентетразолом (PTZ) может спровоцировать генерализованных тонико-клонических припадков у мышей и крыс. После 4-AP или PTZ инъекции животных показывают типичную временную последовательность действий, двигательных дозозависимое тяжести, то есть., Интенсивность и продолжительность. Приступы обычно начинают с гипоактивного состояния, за которым следует милд, частичная миоклонус, что в основном влияет на лицо с vibrissal подергивание головы, и / или передних конечностей. Это частичное состояние захват может чем обобщают в миоклонусом характеризуется потерей вертикального положения или целого тела клонусом с участием всех четырех конечностей. Последнее характеризуется прыжками, дикий бег и, наконец, тонизирующее расширение задних конечностей. Типичная эпидуральной записи ЭЭГ после введения 4-AP (10 мг / кг) изображен на рисунке 5А. Этот эпидуральной тип записи способен вызывать ранние стадии развития судорог, то есть., Миоклонические движения головы, подергивания лица и конечностями) с высокой точностью. Хотя существует высокая степень двигательную судорожной активности , связанная с высокой ЭМГ, то есть., Мышечной активности, наблюдается лишь минимальное загрязнение ЭМГ записей ЭЭГ. Как становится очевидным на рисунке 5А, спорадический всплеска активности (*) следуют обобщенной клонусом с типичным шип / полиспайк / Spikэлектронной волновой рисунок (1), а затем последующего эпизода непрерывной импульсной активности. Следует отметить, что загрязнение EMG трудно обнаружить. Несмотря на то, сегмент записи характеризуется повышенной активности мышц вследствие всего клонусом тела, то всплеска активности, происходящих из головного мозга является заметным и загрязнение ЭМГ является крайне низким. Этот пример доказывает, что предложенный экспериментальный подход способен записывать сигналы ЭЭГ избирательно даже в условиях обобщенных припадков, когда ЭЭГ сигналы могут ожидать быть замаскирован ЭМГ артефактов. Обратите внимание, что режимы для инъекционных наркотиков, как описано здесь, всегда требуют записи перед инъекцией, при инъекции и после фармакологической введения. Контроль должен включать в себя имитацию впрыском / транспортное средство вводили животным.
Типичная мишень внутримозговое мозг гиппокамп, например, СА1 области. Гиппокампа судорожной активности может быть индуцировано каиновой кислоты (КА) или N-метил-D-Аспартата (NMDA). Не-NMDA-рецептора, агонист К.А., как правило, вводят внутрибрюшинно в дозе 10-30 мг / кг. Гиппокампа припадки представляют собой важный захват подгруппы, которые могут быть остро, вызванную различными агонистами глутаматных рецепторов. С помощью глубокой процедуры имплантации электродов , описанной выше, К.А. припадки индуцированных гиппокампа может быть записан с высокой точностью (рис 5D). К тому же К.А., гиппокампа припадки также могут быть вызваны внутрибрюшинно введением NMDA в дозе 150 мг / кг. Как и в KA животных, обработанных, NMDA обработанных мышей, развиваются судороги через последовательность пароксизмальной царапать, гипермотильности и кружась, тонико-клонические судороги, а иногда и смерть.
На рисунке 6 показаны примеры одновременного коркового (эпидуральной) и гиппокампа (глубокий) ЭЭГ в самых популярных хронических гиппокампа модели припадков, то есть., Модель пилокарпин из медиальной височной эпи Lepsy (mTLE) у крыс. Следует отметить , что EEG артефакты могут иногда имитируют ictiform разряды (рис 7). При этом особое внимание должно быть уделено снижения ЭКГ, ЭМГ и внешне индуцированное нарушение ЭЭГ сигнала. Следует отметить, что процедура имплантации описаны здесь позволяет максимальное снижение загрязнения сигнала ЭЭГ. Артефакты либо результат от внешних электрических устройств, которые могут быть экранированы, например, клетки Фарадея или путем оссификации процессов вокруг просверленных отверстий, которые, как правило, поднимают электроды из головного мозга. Последнее представляет собой процесс, зависящий от времени, отмечающий экспериментальное ограничение техники. Следует отметить, что запись захват и анализ не является единственной областью применения методов, описанных здесь. Поверхностная и глубокая внутримозговые записи ЭЭГ могут быть использованы для комплексного анализа частотно-временного, например, на животных моделях психоневрологических заболеваний , а также для исследований сна, например.
ove_content "ВОК: Keep-together.within-странице =" 1 ">
Рисунок 1:. Жилищные условия в радиотелеметрии Исследования in vivo в различных мыши или крысы линий или фармакологических или трансгенных линий заболеваний человека требуют высокой стандартизации для минимизации внутрииндивидуальная изменчивости и потенциальной систематической ошибки , возникающие из искажающих факторов. Надлежащие жилищные условия являются предпосылкой для высококачественных записей и действительных телеметрических результатов. Открытые жилищные условия на лабораторных полках не подходят для записи. Вместо того, чтобы запись должна быть выполнена внутри животного объекта, или в вентилируемых шкафах (A). В идеале, вентилируемые шкафы используются не только для предоперационного и послеоперационного жилищного строительства и восстановления, но и для записи ЭЭГ (B) , так как это гарантирует стабильность условий окружающей среды и отсутствие помех. Если запись не может быть выполнена в выпускной трубеilated кабинет, они должны быть сделаны в клетке Фарадея , внутри экологически контролируемых животных комнате (C). Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 2:. Стандартная система ЭЭГ радиотелеметрические и радиочастотные передатчики Кроме самодельных систем, ряд коммерчески доступных систем на рынке. Базовая установка такой системы изображен на виде (А). Система состоит из передатчика радиочастотная, приемник пластины, обмен данными матрицы, служащей в качестве мультиплексора, а также сбора, обработки и основной блок анализа. Для частотного анализа, выявления и анализа приступов сна конкретные программные модули предлагают. Несколько типов передатчиков являютсямодели шириной в зависимости от того, какой вид должен быть исследован и зависит от научного вопроса. B) имплантированных мышам, приемных пластин и мультиплексор помещен внутри вентилируемого шкафа для стандартных условий съемки. C) Взрослый C57BL / 6J мыши и 2-канальный Радиочастотный передатчик. D) Спинной вид черепа через 4 недели после имплантации электродов и фиксации с помощью стеклоиономера цемента (перепечатано из 61 и 62 с разрешения). Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 3: Анестезия и настройка стереотаксическая для мышей и крыс. A) Газовая система анестезии с использованием изофлуран. Прецизионный высокоскоростной бормашины является МОДnted на стереотаксической устройстве 3D для мышей и крыс соответственно. Дополнительное тепло дается с помощью грелки. B) Крупный план сверла, стереотаксической баров уха и носа зажима (перепечатано из 62 с разрешения). Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 4: стереотаксическая поверхностных и глубинных электродов имплантация. А) Схема эпидуральной размещения электродов у мышей и крыс. B) анатомических структур и достопримечательностей мышиного черепа. Верхушечный вид черепа мыши C57BL / 6J , который был подготовлен в 0,3% H 2 O 2. Примечание кости черепа (Os Frontale (из), О. С. parietale (оп), операционная система осcipitale (оо)) и шовные (SUTURA лобной (SF), SUTURA sagittalis (сс), SUTURA венечная артерия (подкожно), и SUTURA lambdoidea (сл)) , которые определяют основную Анатомическими брегмы (B) и лямбда (L). C ) Боковой вид C57BL / 6J мыши череп. D) Один эпидуральной, дифференциальный электрод помещается на моторной коре (M1), дополнительный intrahippocampal дифференциальный электрод помещается в области СА1 гиппокампа. Оба псевдо-электроды локализованы на мозжечке. E) Корональные части (схема) , иллюстрирующая локализацию глубокого, внутричерепной электрода для записи electrohippocampogram. F) Крупный план глубокого электрода ЭЭГ датчиков ведущего передатчика радиочастотным и их расположение на верхней части мышиного черепа (перепечатано из 61 и 62 с разрешения). Пожалуйста , нажмитездесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рис . 5: Фармакологическое Индукционная эпилептических разрядах A) записи поверхности отображения электроэнцефалограммы Иктальная разрядов после введения внутрибрюшинно 4-аминопиридина (4 AP, 10 мг / кг). Эпизодические всплески (*) превратиться в преходящей эпизод непрерывного пики (1), что приводит к депрессии ЭЭГ (снижение амплитуды, 2-3). Вскоре после этого периода второй шип-поезд сопутствует развитию генерализованной тонико-клонические приступы с дикими бег и прыжки становится очевидным, что в конечном итоге приводит к тонической расширение задних конечностей (4) и смерти. Оставшийся крохотный сигнал после смерти мозга представляет ЭКГ (R-шип) загрязнения. B) После IP - administrati на из bicucullinemethobromide (BMB, 10 мг / кг) мышей показывают поезда характерных пиков и колоса волн. C) введение баклофена (20 мг / кг) приводит к спорадическим возникновения пики активности. D) Intrahippocampal электроэнцефалографические (ЭЭГ) записи следующие IP введение KA (30 мг / кг). Я: глубокий CA1 запись с / 6J мыши C57BL в течение 2 часов сразу после введения КА. В дозе 30 мг / кг К.А. смежный гиппокампа припадок активность наблюдается время от времени прерывается послеприпадочный депрессии (стрелки). Иктальная разряды характеризуются шипа и / или спайк-волновой активности (см врезки) в дельта- и тета-диапазоне волн (4-8 Гц). II-IV: В дни 1, 3 и 5 после инъекции записей 1ч CA1 ЭЭГ иллюстрируют снижение , но до сих пор непрерывные Иктальная разряды , связанные с нейрональной дегенерации эксайтотоксичного (перепечатано из 61 и 62 с разрешения).JPG "целевых =" _blank "> Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 6:. Радиотелеметрическая EEG Запись в крысиной модели Мезиальный височной эпилепсией лимбической припадки фармакологически индуцированное с помощью режима впрыска пилокарпин. Этот рисунок иллюстрирует синхронную запись от первичной моторной коры (М1), а также области СА1 гиппокампа от крыс в возрасте 3-х месяцев. Восходящих и нисходящих шип / поли-спайков присутствуют в обоих прогибов (перепечатано с 62 с разрешения). Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Имплантируемый EEG радиотелеметрии имеет центральное отношение , как это метод , не сдерживающая позволяя экспериментальных животных выполнять их полный репертуар поведения 1,3. Это представляет большой интерес как телеметрическая подход позволяет не только записи спонтанной ЭЭГ, но и записи под познавательных задач и циркадных аналитических установок, таких как Т-лабиринт, радиальный лабиринт, водный лабиринт, задачи лишение сна или всякий раз, когда записи ЭЭГ необходимо или полезно во время сложной познавательной или двигательной активности.
Этот протокол описывает эпидуральную поверхность и глубокую внутримозговое имплантации электрода ЭЭГ у мышей и крыс и подключения к имплантируемого радиочастотным передатчиком ЭЭГ. Критические шаги в рамках процедуры включают предоперационного вопросы, то есть выбор вида и штамма, жилищных условий, анестезии и лечения боли. Критический экран литературы показывает, что последняя может служить в качестве сопутствующих факторов, которые Contribute расходящиеся результаты в различных научно-исследовательских подходов. Например, выбор экспериментальных видов, например, у мышей в сравнении с крысами и даже штаммы могут полностью изменить результаты эксперимента. То же самое справедливо и для пола. В общем, гендерную специфику группировка и анализ настоятельно рекомендуется. Если это не представляется возможным, полов должны быть сбалансированы по крайней мере. Если экспериментальные условия не строго согласованы или контролируются, собранные данные либо не сопоставимы или просто недопустим.
Стереотаксической процедура имплантации описанная здесь обеспечивает надежный инструмент для записи высококачественных EEGs как от поверхности и глубоких внутримозговых структур. Критические этапы процедуры имплантации включают в процесс бурения. Она должна быть выполнена при максимальной скорости (оборотов в минуту) при минимальном давлении. Хотя высокая скорость бурения генерирует тепло, минимальное давление гарантирует, что подкорковые структуры термически не повреждены. Минимальное давление важно избегатьвнезапный прорыв черепа и последующее повреждение подстилающей коры. Кроме того, особое внимание должно быть принято, чтобы не повредить менингеальной артерии или твердой мозговой оболочки пазухи. У мышей, череп довольно прозрачна из-за его малой толщины. Таким образом, менингеальные артерии и пазух могут быть идентифицированы, чтобы избежать повреждений. В случае кровотечения ранний и поздний прогноз плохой в целом, и это вызывает сомнения, соответствует ли такое животное критериям включения для надежного исследования. Мы рекомендуем жертвуя таких животных.
По нашему опыту, высокое качество записи ЭЭГ с использованием описанного подхода, можно выполнять до 4-х недель. Из-за окостенения процессов, происходящих из просверленных отверстий внутри свода черепа, электроды, как правило, вознес в результате загрязнения ЭКГ и ЭМГ. Кроме того, следует учитывать, что нацелены на конкретную поверхность или глубокий, внутримозгового структура опирается на стереотаксической координат из атласов мозга. Эти стереотаксической карты мозгакак правило, связаны с конкретной мыши или крысы штамма определенного возраста. Следует отметить, что различные критически мыши и крысы штаммы могут проявлять различия в возрастной конкретных размеров тела и черепа. Таким образом, существуют между деформациями и внутрирегиональных деформации различия в отношении основных craniometrics достопримечательностями брегмы и лямбда. Этот вопрос представляет собой конкретную задачу , если кто -то хочет , чтобы выполнить поверхность и глубокие записи электрода от молодых мышей и крыс , которые все еще развиваются, т.е. отображения черепа и роста мозга. В этом случае, надежный долгосрочный запись с позиции выбора едва ли возможно.
Для того, чтобы сделать краниометрические ориентиры видимой процедуры отбеливания рекомендуется. Необходимо соблюдать осторожность , чтобы ограничить время инкубации H 2 O 2 , как это может иначе проникнуть в череп и делать окислительные повреждения коры головного мозга.
И, наконец, важно отметить, что коммерческие EEG радиотелеметрииСистемы могут быть объединены с другими электрофизиологических установок, а также. Недавно мы установили сочетание радиотелеметрическая записи ЭЭГ с слуховых вызванных потенциалов установки у мышей. Этот сложный подход позволяет, например, для выполнения endophenotyping и идентифицировать и охарактеризовать трансгенные модели мыши шизофрении, например, путем применения парадигмы и анализа P50 / потенциалов N100 двойного щелчка. В целом, техническая связь между EEG радиотелеметрии и вызванных-потенциалов, вероятно, будет перспективным подходом в будущем.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Carprofen (Rimadyl VET - InjektionA2:D43slösung) | Pfizer | PZN 0110208 | 20 ml |
| Binocular surgical magnification microscope | Zeiss Stemi 2000 | 0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000 | |
| Bulldog serrefine | F.S.T. | 18051-28 | 28 mm |
| Cages (Macrolon) | Techniplast | 1264C, 1290D | |
| Cold light source | Schott KL2500 LCD | 9.705 202 | ordered at Th.Geyer |
| Cotton tip applicators (sterile) | Carl Roth | EH12.1 | |
| Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe) | Bayer | PZN: 1578818 | |
| Drapes (sterile) | Hartmann | PZN 0366787 | |
| 70% ethanol | Carl Roth | 9065.5 | |
| 0.3%/3% hydrogene peroxide solution | Sigma | 95321 | 30% stock solution |
| Gloves (sterile) | Unigloves | 1570 | |
| Dental glas ionomer cement | KentDental /NORDENTA | 957 321 | |
| 2% glutaraldehyde solution | Sigma | G6257 | |
| Graefe Forceps-curved, serrated | F.S.T. | 11052-10 | |
| Halsey Micro Needle Holder-Tungsten Carbide | F.S.T. | 12500-12 | 12.5 cm |
| Heat-based surgical instrument sterilizer | F.S.T. | 18000-50 | |
| Heating pad | AEG HK5510 | 520010 | ordered at myToolStore |
| High-speed dental drill | Adeor | SI-1708 | |
| Iris scissors extra thin | F.S.T. | 14058-09 | 9 cm |
| Inhalation narcotic system (isoflurane) | Harvard Apparatus GmbH | 34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230 | |
| Isoflurane | Baxter 250 ml | PZN 6497131 | |
| Ketamine | Pfizer | PZN 07506004 | |
| Lactated Ringer’s solution (sterile) | Braun | L7502 | |
| Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cm | F.S.T. | 14078-10 | 10 cm |
| Nissl staining solution | Armin Baack | BAA31712159 | |
| Non-absorbable suture material 5-0/6-0 (sterile) | SABANA (Sabafil) | N-63123-45 | |
| Covidien (Sofsilk) | S1172, S1173 | ||
| Halsey Needle Holder | F.S.T. | 12001-13 | 13 cm |
| Pads (sterile) | ReWa Krankenhausbedarf | 2003/01 | |
| 0.9% saline (NaCl, sterile) | Braun | PZN:8609255 | |
| Scalpel blades with handle (sterile) | propraxis | 2029/10 | |
| Standard Pattern Forceps | F.S.T. | 11000-12, 11000-14 | 12 cm and 14.5 cm length |
| Steel and tungsten electrodes parylene coated | FHC Inc., USA) | UEWLGESEANND | |
| Stereotaxic frame | Neurostar | 51730M | ordered at Stoelting |
| (Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic) | |||
| Tapes (sterile) | BSN medical GmbH & Co. KG | 626225 | |
| TA10ETA-F20 | DSI | 270-0042-001X | Radiofrequency transmitter 3.9 g, 3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 2.5 mV, channel bandwidth (B) 1 - 200 Hz, nominal sampling rate (f) 1,000 Hz (f = 5B) temperature operating range 34 - 41 °C warranted battery life 4 months |
| TL11M2-F20EET | DSI | 270-0124-001X | Radiofrequency transmitter 3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 1.25 mV, channel bandwidth (B) 1 - 50 Hz, nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B) temperature operating range 34 - 41 °C warranted battery life 1.5 months |
| Tissue Forceps- 1x2 Teeth 12 cm | F.S.T. | 11021-12 | 12 cm length |
| Tungsten carbide iris scissors | F.S.T. | 14558-11 | 11.5 cm |
| Vibroslicer 5000 MZ | Electron Microscopy Sciences | 5000-005 | |
| Xylazine (Rompun) | Bayer | PZN: 1320422 |
References
- Kramer, K., et al. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp Top Lab Anim Sci. 40, 8-16 (2001).
- Kramer, K., et al. The use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely swimming rats. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 17, 107-112 (1995).
- Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 13, 197-205 (2003).
- Kramer, K., Remie, R. Measuring blood pressure in small laboratory animals. Methods Mol Med. 108, 51-62 (2005).
- Kramer, K., et al. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J Pharmacol Toxicol Methods. 30, 209-215 (1993).
- Kramer, K., et al. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab Anim. 34, 272-280 (2000).
- Guler, N. F., Ubeyli, E. D. Theory and applications of biotelemetry. J Med Syst. 26, 159-178 (2002).
- Aylott, M., Bate, S., Collins, S., Jarvis, P., Saul, J. Review of the statistical analysis of the dog telemetry study. Pharm Stat. 10, 236-249 (2011).
- Rub, A. M., Jepsen, N., Liedtke, T. L., Moser, M. L., Weber, E. P., 3rd, Surgical insertion of transmitters and telemetry methods in fisheries research. Am J Vet Res. 75, 402-416 (2014).
- Bastlund, J. F., Jennum, P., Mohapel, P., Vogel, V., Watson, W. P. Measurement of cortical and hippocampal epileptiform activity in freely moving rats by means of implantable radiotelemetry. J Neurosci Methods. 138, 65-72 (2004).
- Jeutter, D. C. Biomedical telemetry techniques. Crit Rev Biomed Eng. 7, 121-174 (1982).
- Williams, P., et al. The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy. J Neurosci Methods. 155, 39-48 (2006).
- Bertram, E. H., Lothman, E. W. Ambulatory EEG cassette recorders for prolonged electroencephalographic monitoring in animals. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 79, 510-512 (1991).
- Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res Brain Res Protoc. 2, 85-97 (1997).
- Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 7666-7669 (2011).
- Lin, D. C., Bucher, B. P., Davis, H. P., Sprunger, L. K. A low-cost telemetry system suitable for measuring mouse biopotentials. Med Eng Phys. 30, 199-205 (2008).
- Aghagolzadeh, M., Zhang, F., Oweiss, K. An implantable VLSI architecture for real time spike sorting in cortically controlled Brain Machine Interfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 1569-1572 (2010).
- Bonfanti, A., et al. A multi-channel low-power system-on-chip for single-unit recording and narrowband wireless transmission of neural signal. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , (2010).
- Chang, P., Hashemi, K. S., Walker, M. C. A novel telemetry system for recording EEG in small animals. J Neurosci Methods. 201, 106-115 (2011).
- Chen, H. Y., Wu, J. S., Hyland, B., Lu, X. D., Chen, J. J. A low noise remotely controllable wireless telemetry system for single-unit recording in rats navigating in a vertical maze. Med Biol Eng Comput. 46, 833-839 (2008).
- De Simoni, M. G., De Luigi, A., Imeri, L., Algeri, S. Miniaturized optoelectronic system for telemetry of in vivo voltammetric signals. J Neurosci Methods. 33, 233-240 (1990).
- Farshchi, S., Nuyujukian, P. H., Pesterev, A., Mody, I., Judy, J. W. A TinyOS-enabled MICA2-based wireless neural interface. IEEE Trans Biomed Eng. 53, 1416-1424 (2006).
- Gottesmann, C., Rodi, M., Rebelle, J., Maillet, B. Polygraphic recording of the rat using miniaturised telemetry equipment. Physiol Behav. 18, 337-340 (1977).
- Gottesmann, C., Rebelle, J., Maillet, B., Rodi, M., Rallo, J. L. Polygraphic recording in the rat by a miniaturized radiotelemetric technic. C R Seances Soc Biol Fil. 169, 1584-1589 (1975).
- Handoko, M. L., et al. A refined radio-telemetry technique to monitor right ventricle or pulmonary artery pressures in rats: a useful tool in pulmonary hypertension research. Pflugers Arch. 455, 951-959 (2008).
- Hanley, J., Zweizig, J. R., Kado, R. T., Adey, W. R., Rovner, L. D. Combined telephone and radiotelemetry of the EEG. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 323-324 (1969).
- Irazoqui, P. P., Mody, I., Judy, J. W. Recording brain activity wirelessly. Inductive powering in miniature implantable neural recording devices. IEEE Eng Med Biol Mag. 24, 48-54 (2005).
- Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
- Lee, S. B., Yin, M., Manns, J. R., Ghovanloo, M. A wideband dual-antenna receiver for wireless recording from animals behaving in large arenas. IEEE Trans Biomed Eng. 60, 1993-2004 (2013).
- Morrison, T., Nagaraju, M., Winslow, B., Bernard, A., Otis, B. P. A 0.5 cm(3) four-channel 1.1 mW wireless biosignal interface with 20 m range. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 8 (3), 138-147 (2014).
- Moscardo, E., Rostello, C. An integrated system for video and telemetric electroencephalographic recording to measure behavioural and physiological parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 62, 64-71 (2010).
- Mumford, H., Wetherell, J. R. A simple method for measuring EEG in freely moving guinea pigs. J Neurosci Methods. 107, 125-130 (2001).
- Nagasaki, H., Asaki, Y., Iriki, M., Katayama, S. Simple and stable techniques for recording slow-wave sleep. Pflugers Arch. 366, 265-267 (1976).
- Podgurniak, P. A simple, PC-dedicated, implanted digital PIM-radiotelemetric system. Part 2: The multichannel system. Biomed Tech (Berl). 46, 273-279 (2001).
- Ruedin, P., Bisang, J., Waser, P. G., Borbely, A. A. Sleep telemetry in the rat: I. a miniaturized FM--AM transmitter for EEG and EMG). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 44, 112-114 (1978).
- Ruther, P., et al. Compact wireless neural recording system for small animals using silicon-based probe arrays. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2284-2287 (2011).
- Saito, T., Watanabe, Y., Nemoto, T., Kasuya, E., Sakumoto, R. Radiotelemetry recording of electroencephalogram in piglets during rest. Physiol Behav. 84, 725-731 (2005).
- Sumiyoshi, A., Riera, J. J., Ogawa, T., Kawashima, R. A mini-cap for simultaneous EEG and fMRI recording in rodents. Neuroimage. 54, 1951-1965 (2011).
- Sundstrom, L. E., Sundstrom, K. E., Mellanby, J. H. A new protocol for the transmission of physiological signals by digital telemetry. J Neurosci Methods. 77, 55-60 (1997).
- Wang, M., et al. A telemetery system for neural signal acquiring and processing. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 28, 49-53 (2011).
- Cotugno, M., Mandile, P., D'Angiolillo, D., Montagnese, P., Giuditta, A. Implantation of an EEG telemetric transmitter in the rat. Ital J Neurol Sci. 17, 131-134 (1996).
- Vogel, V., Sanchez, C., Jennum, P. EEG measurements by means of radiotelemetry after intracerebroventricular (ICV) cannulation in rodents. J Neurosci Methods. 118, 89-96 (2002).
- Louis, R. P., Lee, J., Stephenson, R. Design and validation of a computer-based sleep-scoring algorithm. J Neurosci Methods. 133, 71-80 (2004).
- Tang, X., Sanford, L. D. Telemetric recording of sleep and home cage activity in mice. Sleep. 25, 691-699 (2002).
- Bassett, L., et al. Telemetry video-electroencephalography (EEG) in rats, dogs and non-human primates: methods in follow-up safety pharmacology seizure liability assessments. J Pharmacol Toxicol Methods. 70, 230-240 (2014).
- Authier, S., et al. Video-electroencephalography in conscious non human primate using radiotelemetry and computerized analysis: refinement of a safety pharmacology model. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 88-93 (2009).
- Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Res. 354, 221-246 (2013).
- Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mamm Genome. 24, 89-94 (2013).
- Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Prog Neurobiol. 96, 220-241 (2012).
- Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Depend. 92, 217-227 (2008).
- Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. Eur J Anaesthesiol. 25, 113-117 (2008).
- Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Front Neuroendocrinol. 31, 341-358 (2010).
- Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Res. , 102-153 (2012).
- Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neurosci Biobehav Rev. 28, 811-825 (2005).
- Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33, 119-127 (2005).
- Liles, J. H., Flecknell, P. A., Roughan, J., Cruz-Madorran, I. Influence of oral buprenorphine, oral naltrexone or morphine on the effects of laparotomy in the rat. Lab Anim. 32, 149-161 (1998).
- Liles, J. H., Flecknell, P. A. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movement in rats. Lab Anim. 26, 180-189 (1992).
- Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
- Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. , Appendix 4, Appendix 4B (2008).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53, 55-69 (2012).
- Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Res Brain Res Protoc. 14, 154-164 (2005).
- Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: a powerful state-of-the art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. , (2016).
