Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Icke-hållande EEG Radiotelemetry: Epidural och Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Elektrodplacering

Published: June 25, 2016 doi: 10.3791/54216
Automatic Translation
1, 1, 1, 2, 1, 1, 1, 1
1Department of Neuropsychopharmacology, Federal Institute for Drugs and Medical Devices (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM), 2Molecular and Cellular Cognition Lab, German Center for Neurodegenerative Diseases (Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, DZNE)

Summary

Icke-hållande EEG Radiotelemetry är en värdefull metodiskt spela in vivo långsiktiga elektroencefalogram från fritt rörliga gnagare. Denna detaljerade protokoll beskriver stereotaktisk epidural och djup intracerebral elektrodplacering i olika områden i hjärnan för att få tillförlitliga inspelningar av CNS rhythmicity och CNS-relaterade beteende stadier.

Abstract

Implanterbara EEG Radiotelemetry är av central betydelse i den neurologiska karakterisering av transgena musmodeller av neuropsykiatriska och neurodegenerativa sjukdomar samt epilepsi. Denna kraftfulla teknik inte bara ge värdefulla insikter i de underliggande patofysiologiska mekanismer, dvs., Etiopatogenesen av CNS-relaterade sjukdomar, underlättar också utvecklingen av nya translationella, dvs., Terapeutiska metoder. Medan konkurrerande tekniker som använder sig av recorder system som används i jackor eller tjudrade system lider av sin ofysiologisk hållande till semi reglerande karaktär, radiotelemetric EEG-inspelningar övervinna dessa nackdelar. Tekniskt sett kan implanterbar EEG Radiotelemetry för exakt och mycket känslig mätning av epidural och djupa, intracerebrala EEGs under olika fysiologiska och patofysiologiska förhållanden. Först presenterar vi ett detaljerat protokoll för en rättfram, framgångsrik,snabb och effektiv teknik för epidural (yta) EEG inspelningar som resulterar i högkvalitativa electrocorticograms. För det andra visar vi hur man implantera djupa, intracerebral EEG elektroder, t.ex. i hippocampus (electrohippocampogram). För båda metoderna, är en datoriserad 3D stereotaktisk elektrod implantation system som används. Radiofrekvenssändaren själv implanteras i en subkutan påse i både möss och råttor. Särskild uppmärksamhet måste också ägnas åt pre-, peri- och postoperativ behandling av försöksdjuren. Preoperativ förberedelse av möss och råttor, lämpliga anestesi såväl som postoperativ behandling och smärtlindring beskrivs i detalj.

Introduction

Radiotelemetry är ett mycket värdefullt metod som använts för att mäta en mängd olika beteendemässiga och fysiologiska parametrar i medvetna, ohämmade djur av olika storlekar, i synnerhet inom ramen för EEG, EKG, EMG, blodtryck, kroppstemperaturen eller aktivitetsmätningar 1-7. Teoretiskt kan alla arter analyseras med hjälp implanterbara EEG Radiotelemetry från smågnagare såsom möss och råttor till katter, hundar, grisar och primater 3,8. Även fiskar, reptiler och amfibier är föremål för radiotelemetric utredning 9. Under de senaste två decennierna har implanterbara EEG Radiotelemetry visat sig vara värdefull i karakteriseringen av olika transgena djurmodeller av mänskliga sjukdomar, såsom epilepsi, sömnstörningar, neurodegenerativa och neuropsykiatriska störningar 7,10-12. I det förflutna, har ett stort antal metodologiska ansatser samla fysiologiska data, inklusive biopotentialer från möss och råttor varit fallanderibed. Slitna i jacka recorder system, fysikaliska metoder återhållsamhet, icke-implanterade radiosändare och bundna system har fått huvud uppmärksamhet i det förflutna 13,14. Numera olika system för radiotelemetric implantation är kommersiellt tillgängliga. Men en litteratur skärm visade också 29 publikationer som beskriver utvecklingen av self-made radiotelemetric system 15-40. Medan hemgjorda system kommer sannolikt att vara billigare och mer användar anordnat, kommersiellt tillgängliga system är rakt framåt, relativt lätt att installera och kan ställas in snabbt.

Implanterbara EEG Radiotelemetry har ett antal fördelar jämfört med konkurrerande tekniker såsom fysikaliska metoder fasthållnings, som bärs i jacka system eller tjudrade tillvägagångssätt. De sistnämnda hållande per definition, dvs., Är djuret oförmögen att röra sig eller dess normala beteende försämras. Det kan även vara nödvändigt att söva djuret för förvärv av reansvariga data. Moderna bundna system är dock sannolikt att vara mindre återhållande, men detta måste valideras vetenskapligt. Radiotelemetry å andra sidan gör det möjligt för djur att uppvisa sin fulla repertoar av beteenden utan Spatiotemporal begränsningar och därmed tros vara överlägsen hållande tillvägagångssätt och vara mer förutsäga resultaten som kan förvärvas i människa 1,3. Det är känt ganska länge att hållande metoder kan dramatiskt förändra grundläggande fysiologiska parametrar, t ex., Födointag, kroppstemperaturen, blodtryck och hjärtfrekvens och fysisk aktivitet t ex 3. Bundna system utgör en fortfarande används i stor utsträckning klassisk hållande tillvägagångssätt 13,14. Elektroderna, vilka är antingen epidurala eller djupa elektroder är i allmänhet ansluten till en miniatyr-uttaget som är förankrad till skallen. Själva sockeln är utsatt för fastsättning av en kabel som medger relativt fri rörelse hos djuret. ALTHgrundlig numera bundna system har blivit extremt filigran och mycket flexibel, en av de största nackdelarna är att det fortfarande är halvhållande. Dessutom kan det finnas en risk för infektion vid elektrod implantationsstället eftersom djuren tenderar att manipulera alla externa enheter som härrör från kroppen (huvud). Även trådlös Radiotelemetry teknik i olika arter har redan beskrivits i slutet av 60-talet och har därmed funnits i decennier, har det först nyligen blivit överkomliga, tillförlitliga och relativt lätt att använda 10,41,42, särskilt i små gnagare sådana som möss och råttor. Små, miniatyr implanterbara EEG sändare är nu kommersiellt tillgängliga och kan implanteras i möss är större än 20 g (~ 10 veckor). Sålunda har den elektrofysiologiska karakteriseringen av transgena musmodeller i synnerhet blivit en dominerande användningsområdet för implanterbara EEG Radiotelemetry dessa dagar. Djurets storlek är inte längre ett absolut experimentell RESTRICning medan livslängden för sändarnas batteri verkligen är. Trots sin begränsade livstid, implanterbara sändare system kan minimera de flesta nackdelar med potentiella inspelnings tillhörande stress genom att hålla fast system. Gnagare kan presentera sina komplett arsenal av fysiologiska beteende, inklusive vila, rörelseaktivitet (prospektering) och sömn (REM, långsam våg sömn) 43,44. Viktigt kan implanterbar Radiotelemetry starkt minska djurens användning 3. För närvarande finns det en intensiv diskussion om hur man kan begränsa antalet försöksdjur inom vetenskap och minska deras lidande. Tydligt, djurförsök och djurmodeller av mänskliga och djursjukdomar är viktiga för vår förståelse av bottom-line patofysiologi och efterföljande framsteg i terapi. Vidare djurförsök är kritiska i läkemedelsforskning och utveckling. De behöver i hög grad bidra till prekliniska / toxikologiska studier i läkemedels licensieringalltså åta sig att både människors och djurs vård. Det är anmärkningsvärt, som för närvarande inte finns några alternativ ännu tillgängliga för djurförsök för att förstå de komplexa patofysiologiska mekanismer som skulle vara annars omöjligt att framkallas. Samtidigt, 3R, dvs. Uppmuntrar ersättning, begränsning och förfining strategi i EU och USA starkt forskning om kompletterande och alternativa metoder. Radiotelemetry är ett viktigt exempel på en framgångsrik 3R strategi eftersom det kan minska antalet försöksdjur och deras lidande jämfört med andra tekniker.

Här ger vi en detaljerad och sammanhängande steg-för-steg för att utföra en subkutan påse implantation av en radiofrekvenssändare i både möss och råttor. Denna första sekvensen följs av en beskrivning av stereotaktisk epidural och djup intracerebral EEG elektrodpositionering. Särskild uppmärksamhet ägnas åt bostadsförhållanden, anestesi, peri- och postoperativ smärtaförvaltning och eventuella anti-infektiösa behandling. Fokus ligger på det datoriserade 3D stereotaktisk metod för att på ett tillförlitligt sätt rikta epidural och djupa intracerebrala strukturer. Vi kommenterar också ofta experimentella fallgropar i EEG elektrod implantation och strategier för minskning av trauma och optimering av smärtlindring under postoperativ återhämtning. Slutligen är exempel på yta och djup EEG inspelningar presenteras.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Etik uttalande: Alla djurförsök utfördes enligt riktlinjerna i den lokala och institutionella rådet Animal Care (University of Bonn, BfArM, LANUV, Tyskland). Dessutom var alla djurförsök utförs i enlighet med överlägsen lagstiftning, till exempel., Europeiska gemenskapernas rådets direktiv av den 24 november 1986 (86/609 / EEG) eller enskild regional eller nationell lagstiftning. Specifik ansträngningar görs för att minimera antalet djur som används och deras lidande.

1. Experimentella Djur

  1. Val av försöksdjur och arter
    1. Utför radiotelemetric studier på gnagare, dvs., Möss och råttor som uppfyller kraven i homologi, isomorfism och förutsägbarhet i samband med en specifik sjukdom hos människor 7,9,45,46.
      Obs: Diverse mus och råtta stammar som kan allvarligt skiljer sig i grundläggande fysiologiska och patofysiologiska characteristics 47-49.
    2. Överväga eller utvärdera fysiologiska och patofysiologiska egenskaperna hos stammar mus / råtta före utföra efterföljande elektrofysiologiska experiment, t.ex. svar gällande doser av narkosmedel, sömn arkitektur och beslag känslighet 50,51.
    3. Obs könsspecifika egenskaper i studiedesign. Östrogencykeln kan starkt påverka centrala rhythmicity, dess dygnsrytm beroende, sömn och krampanfall 52-54. Således utför könsspecifika analyser.
      Obs: Om finansiella och experimentell kapacitet är begränsad, är begränsningen till hanmöss rekommenderas.
  2. Djurstallar och hantering
    1. House möss och råttor i filter-top burar eller ännu bättre i individuellt ventilerade burar.
    2. Överför möss från djuranläggningen till ventilerade skåp placerade i speciella salar uteslutande ägnar sig åt implanterade djur och deras efterföljande inspelning (Figur1).
    3. För acklimatisering efter marktransport, placera djur för en vecka i en ventilerat skåp under normala förhållanden, det vill säga, 21 ± 2 ° C omgivningstemperatur, 50 -. 60% relativ fuktighet, och en konventionell / mörker-cykel 12 h ljus.
    4. Före kirurgisk implantation hus möss i grupper om 3-4 i klar polykarbonat burar typ II (26,7 cm x 20,7 cm x 14,0 cm, område 410 cm 2) med fri tillgång till dricksvatten och standardfoderpellets. Använd klar polykarbonat burar typ III (42,5 cm x 26,6 cm x 18,5 cm, område 800 cm 2) för råttor.
    5. Inte separera / isolera djur i detta skede som isolering kan orsaka stress påverkar experimentella resultat senare. Men efter kirurgisk instrumentering, hysa djur separat som djuren tenderar att manipulera sår stygn / suturer eller metallklämmor (se nedan).
    6. Undvik öppna boendeförhållanden eftersom de bedöms olämpliga för en mängd scientific frågor, t ex., sömnstudier.
    7. Använd mus och råtta särskild utrustning så att varken möss eller råttor kan känna närvaron av varandra som detta medför ytterligare stress för djuren.

2. EEG Radiotelemetry System

Obs: Det protokoll som beskrivits är baserad på en kommersiellt tillgängliga telemetrisystem som används för yta och djup intracerebral EEG inspelningar (Figur 2).

  1. Använd en radiofrekvens telemetri implantat lämpligt för implantation i möss eller råttor, t ex., En kanalsändare eller en två-kanals sändare.
    Notera:. Båda sändarna är i stånd att mäta olika biopotentialer, dvs., elektroencefalogram (EEG), elektrokardiogram (EKG), electromyogram (EMG), men också fysisk aktivitet och temperatur. De har en magnetiskt manövrerad on-off mekanismen. Sändare och sensorledningar levereras sterila. Om sändaren äratt återanvändas följa tillverkarens instruktioner för omsterilisering.
  2. För högfrekventa gamma-analys (upp till 500 Hz) till exempel välja sändare med högre nominell samplingsfrekvens (f, upp till 5000 Hz) och sändaren bandbredd (B, upp till 500 Hz). I synnerhet anser provtagning gränsen Nyquist-Shannon, dvs., Kan EEG-data analyseras upp till ett absolut maximum på f / 2, men inte utanför. För tillförlitlig frekvensanalys, en frekvens bandbredd (B) på f / 10 - är f / 5 rekommenderas.
    Obs: Den vetenskapliga fråga som skall behandlas måste uppfylla de tekniska specifikationerna för sändaren.

3. Anestesi och smärtlindring

  1. Använd isofluran inandning narkos.
    1. Placera djuret i ett "induktionskammare" fylld med 4-5% isofluran och 0,8 - 1% syre eller karbogen (5% CO2 och 95% O2) L / min. Bibehålla det önskade djupet av anestesi med en kisel ansiktsmask ger ett flöde 1,5- 3,0% isofluran och 0,8 - 1% syre eller karbogen L / min (Figur 3A).
      Obs: Lämplig Isoflurankoncentration varierar beroende på kroppsvikten (volymdistribution), ålder, kön och genetiska bakgrund av djuret. Om gas anestesiapparater är inte tillgänglig, det vill säga, "induktionskammare", carbogen eller syretillförsel, flödesmätare, isofluran förångare, sophantering systemet, se avsnitt 3.2. En återkallas av insugningssystem (sophantering systemet, figur 3A) ska installeras för att undvika isofluran exponering av försöksledaren (är slangen inte visas i videon dokumentet för demonstration).
  2. Vid inandning aneesthetics är inte ett alternativ, utföra anestesi genom Injektionsanestetika. Förbereda en kombination av esketamine hydroklorid (gnagare doseringen 100 mg / kg) och xylazin-hydroklorid (gnagare dosering 10 mg / kg) i 0,9% NaCl och injicera djuret intraperitonealt baserat på dess kroppsvikt.
  3. Observera djuren carey för djup anestesi med hjälp av svans nypa, fot nypa och genom att övervaka andningsfrekvens (möss 150-220 andetag / min; råttor 70 - 115 andetag / min). Kontrollera om möjligt kippar.
    Obs: Olika mus och råtta linjer kan uppvisa olika känslighet för anestesi. Detsamma gäller för transgena musmodeller.
    Obs: Endotrakeal intubation är inte ett måste i gnagare. I själva verket ökar intubation risken för skada på luftstrupen.

4. Kirurgisk Instrumentation - Allmänna aspekter

  1. Applicera extra värme under och efter operation med hjälp av recirkulerande varmvatten filtar, elektriska värmeplattor, värmelampor, tvingas varm luft enheter eller fickvärmare för att hålla kroppstemperaturen. Bibehålla den senare vid 36,5-38,0 ° C (98,6 till 100,4 ° F).
    Notera: Små gnagare är predisponerade för hypotermi på grund av deras höga förhållande av kroppsytan (mus, 10,5 x (vikt i g) 2/3; råttor, 10,5 x (vikt i g) 2/3)till kroppsvolymen.
  2. Undvik hornhinnan uttorkning och täcker ögonen med petroleumbaserade artificiell tår salva eller dexpantenol (se video dokument) under hela implantation processen och tidig återhämtning tills den blinkande reflex är helt återställd.
  3. Autoklav kirurgiska instrument (se tabell av material) för sterilisering eller placera dem i desinfektionsmedel.
    Obs: En elegant och snabbt sätt är användningen av en värmebaserad kirurgiskt instrument autoklav med glaspärlor.
  4. Har en kikare kirurgisk förstoring mikroskop och en kall ljuskälla för intensiv belysning via flexibla eller självbärande, rörliga ljusledare.
  5. Använd en ren laboratorierock, en ansiktsmask, en kåpan och sterila handskar.
    Obs: Optimal leveranser och instrument kan variera från labb till labb och måste uppfylla lab specifika och institutionella krav.

5. Kirurgi - Sändare Placering

  1. Ta bort kroppen hair från hårbotten från helt sövda möss / råttor med hjälp av en rakapparat. Rengöra det rakade området med ett desinfektionsmedel, till exempel, 70% etanol och en jod baserat skrubba. Undvik hudirritation eller inflammation på grund av överdriven exponering. Placera djuret i liggande position på en värmefilt för att upprätthålla kroppstemperaturen under anestesi.
  2. Med hjälp av en skalpell, gör en mittlinje snitt i hårbotten från pannan (så att bregma craniometric landmärke blir synlig) till halsen (så att trapetsmuskeln blir synlig). Med utgångspunkt från nack snitt plats och med hjälp av en kirurgisk sax, öppna en subkutan påse längs den laterala flanken av animaliska biprodukter dissektion.
  3. Injicera en ml 0,9% NaCl i den subkutana fickan. Placera sändaren med sensor leder orienterade cranially inuti den subkutana ficka flanken nära den ventrala buken regionen. Om sändaren har en flik sutur, fixera sändaren på rygg / lateral huden med en eller flera stiches (over-och-over suturer).
    Observera att fixering av sändaren är inte ett måste. Ägna särskild uppmärksamhet åt att förhindra kontaminering av operationsområdet och implantat sändare. Draperier bör användas för att på rätt sätt isolera sterilt från icke sterila områdena.
  4. För postoperativ vård och smärtlindring, se avsnitt 8.

6. Stereotaxic ytelektrod implantation

  1. Placera djuret på stereotaxic ram under narkos och försiktigt placera huvudet med hjälp av barer och näsan klämman så att bregma och lambda craniometrics landmärken i skallen är på samma nivå (Figur 3B). Skada inte innerörat med hjälp av örat barer. Täck örat barer med bomullstussar vid behov. Detta försiktighetsåtgärder möjliggör tät fixering av huvudet i stereotaktisk ram.
  2. Rengör periostet med bomulls tips utan att skada de tidsmässiga och skallbenet muskler. Förbehandla det ytliga tunt skikt avskallen med 0,3% H2O 2 för mus skallen och 3% H2O 2 för rått skallen. Detta förfarande utsätter klart kraniala sutur och craniometrics landmärken som bregma och lambda (figur 4B, C).
  3. Använd en speciell, fullt utrustat stereotaxic setup för möss och råttor inklusive stereotaktisk ram med örat barer och näsa klämma storleks anpassad för möss och råttor, respektive. Se till att stereotaktisk ram innefattar en gas anestesimask med kopplingar till isofluran förångare och isofluran renhållare modulen.
    Obs: Ett datoriserat 3D stereotaktisk setup med en specifik mus och råtthjärna samordna programvara, inklusive ett användargränssnitt för navigering och 3D-atlas, tillåter axiella, koronala och sagittala vyer rekommenderas.
  4. Montera en precisionssåmaskin på den vertikala arm stereotaktisk ram. Använd en monterad penna på den vertikala armen lämnar en liten markering på koordinaterna för val på toppen av skallen omingen datoriserat stereotaxic systemet är tillgängligt.
  5. Borra hål med noggrant hänsyn till att möss och råttor allvarligt skiljer sig i neurocranial ben tjocklek. Dessutom noterar att tjockleken av de murina skallbenen är starkt beroende av lokalisering, t ex i möss, os frontale: mittlinjen avsnitt: 320-390 pm, sidosektion: 300-430 m; os parietale: mittlinjen avsnitt: 210 - 250 um, sidosektion: 200-210 m; os occipitale: mittlinjen avsnitt: 600-730 pm, sidosektion: 380-420 um).
  6. Borra hål tryck gratis på maximal hastighet.
    Notera: Detta undviker en tonic applanation av skallen, vilket kan resultera i en plötslig genombrott av borrhuvudet och potentiell skada främst i den kortikala fält. För kraniotomi, är en neurokirurgisk höghastighetståg precision motor borrsystem rekommenderas.
  7. Borra Burr hål på koordinaterna för val med typisk borrhuvudet diameterav 0,3 - 0,5 mm.
    Notera: Diametern av hålen kan vara mindre beroende på elektrodens diameter. Som en allmän regel gäller att ju mindre diametern är desto mindre skada produceras.
  8. Böj spetsen av sändarnas avkänningsledningen som fungerar som en epidural elektroden och placera den direkt på dura mater i hålet på koordinaterna för val. Alternativt kan du använda kortikala skruvar och mekaniskt ansluta dem till de avkännande kablar till sändaren (Figur 4A).
  9. . För inspelningar från ytan, t.ex. murin motor cortex M1 / M2, placera elektroden, t ex vid: cranial 1 mm, lateral 1,5 mm (vänstra hjärnhalvan). Placera epidural referenselektrod på lillhjärnan cortex: bregma -6 mm, lateral av bregma 1 mm (vänstra hjärnhalvan) eller bregma -6 mm, lateral av bregma 1 mm (högra hjärnhalvan) (Figur 4D).
    Obs: Lillhjärnan fungerar som en referens, eftersom det är en electroencephalographically tyst område. Stereotaxic koordinater kan härledas från de standard stereotaxic atlaser för möss och råttor.
  10. Fixa elektroder med glasjonomer dentalcement (vattenbaserat), som är extremt hård och ger stark vidhäftning till den underliggande neurocranium.
    Obs: Om glasjonomer dentalcement används inga förankringsskruvar är nödvändiga för att säkra elektroderna.
  11. Lämna cementen torka i 5 min. Stäng hårbotten med hjälp av över-och-over suturer med icke-absorber 5-0 / 6-0 suturmaterial. Alternativt kan man använda hud lim. Noga övervaka kvaliteten av EEG inspelningar baserat på elektrod implantationsstället. Notera: ossifikation från de borrade hålen kan inträffa som har förmågan att lyfta upp elektroderna med tiden. Detta kan resultera i minskad EEG kvalitet på grund av EMG och EKG kontaminering och kan därmed begränsa den optimala inspelningstiden.
  12. För postoperativ vård och smärtlindring, se avsnitt 8.
  13. Validera EEG elektrodläge efter slakt.
    1. för eutanasi, Placera djuret (er) i en inkubation kammare och införa 100% koldioxid. Använda en fyllningshastighet av 10% - 30% av kammarvolymen per minut med koldioxid tillsätts till den befintliga luften i inkubationskammaren. Detta är lämpligt för att uppnå snabb medvetslöshet med minimal lidande för djuren.
      Obs: Undvik plötslig vid medvetande exponeras djur till koldioxidkoncentrationer> 70% eftersom det har visat sig vara tråkigt.
    2. Observera varje mus / råtta för bristande andning och bleka ögonfärg. Bibehålla CO2 flöde under minst 1 min efter andningsstillestånd. Förväntad tid till medvetslöshet är vanligen inom 2-3 minuter.
    3. Om båda tecken observeras, sedan bort gnagare från buren; annars fortsätta att utsätta dem till CO2. Om medvetslöshet inte har skett inom 2-3 minuter, kontrollera kammarfyllnadsgrad.
    4. För att verifiera korrekt elektrodplacering, utrota hjärnor post mortem, t ex., Efter CO
    5. Postfix hjärnor för 2 - 4 h i 4% PFA vid RT följt av kryoskydd i 30% sukros i PBS och lagra hjärnor vid 4 ° C tills vidare bearbetning.
    6. Använda provmatris för kryostat sektionering, frysa hjärnor på en stereotaktisk blocket och skär 60 um koronala skivor med hjälp av en kryostat. Mount skivor på objektglas, lufttorka, och fläcken med Nissl blå användning av standardtekniker för att visualisera grenkanalen och tidigare elektrod läge.
      Obs: Detta tillvägagångssätt visar också om ytelektroder har placerats till djup av misstag genom att lämna en mindre träff på toppen av cortex.

7. Stereotaxic Djupt Intracerebral EEG Elektrod ImplantatJon

  1. Pre-behandla hårbotten och skalle av djuret som beskrivs i avsnitt 6.1 - 6.2. Välj den typ av djup elektroder noggrant, med hänsyn tagen dess materialegenskaper, till exempel., Diameter och impedans och eventuell koppling till sändarens sensor leder.
    Obs: Parylen belagda stål och volframelektroder används ofta. Elektrod egenskaper måste passa individuella experimentella behov. Om elektrod inte tillhandahålls sterila, bör de inkuberades i 70% etanol före användning. Som elektroderna är belagda för detta experimentella ändamål, är en värmebaserad sterilisering ej användbar.
  2. Borra hål på koordinaterna för val som beskrivs i avsnitt 6 med hjälp av stereotaktisk systemet. Att rikta mus CA1 regionen till exempel, som fungerar som en intensivt undersökt hjärnområde, placera differentialelektrod på följande koordinater som refererar till bregma: stjärtfenan 2 mm, lateral 1,5 mm (högra hjärnhalvan)och dorsoventral (djup) 2 mm. Placera en epidural referenselektrod på lillhjärnan cortex, t ex., Bregma -6 mm, lateral av bregma 1 mm (vänster eller höger hjärnhalva) (Figur 4D, E).
    Obs! Cerebellär elektroden serverar en pseudoreferenselektrod på den tysta regionen lillhjärnan. Stereotaxic koordinater kan härledas från standard stereotaxic atlaser för möss och råttor.
  3. Förkorta de djupa elektroder till önskad längd beroende på hur djupt in i hjärnan som de kommer att infogas. Anslut extrakraniella del av elektroden till det rostfria stålspiral av bly sändaren genom att böja båda sektionerna till en 90 ° vinkel däremellan.
  4. Klämma den djupa elektroden till avkänningsledningen hos sändaren mekaniskt. Löd inte när det är möjligt eftersom detta kan innebära betydande buller i EEG inspelningen. Utsätta det rostfria stålspiral av bly sändaren genom att avlägsna ett kort avsnitt av den yttre silikonisolering vid spetsen avledningen sändaren med användning av en steril skalpell blad.
  5. ReWire ledningen sändaren till deep brain elektrod. Säkerställa en lämplig och stabil anslutning av båda komponenterna (Figur 4F). Fästa den implanterade elektroden (som är mekaniskt ansluten till ledningen sändaren) till den vertikala armen av stereotaxic anordningen.
  6. Fixera elektroden med glasjonomer dentalcement (vattenbaserad), som är extremt hård och ger stark vidhäftning till den underliggande neurocranium. Lämna cementen torka i 5 min. Stäng hårbotten med hjälp av över-och-over suturer med icke-absorber 5-0 / 6-0 suturmaterial. Alternativt kan man använda hud lim.
  7. Noga övervaka kvaliteten av EEG inspelningar baserat på elektrod implantation sidan.
    Notera: ossifikation från de borrade hålen kan inträffa som har förmågan att lyfta upp elektroderna med tiden. Detta kan resultera i minskad EEG kvalitet på grund av EMG och EKG kontaminering och kan därmed begränsa den optimala recording varaktighet. Detta är av särskild betydelse för djupelektrodplacering.
  8. För postoperativ vård och smärtlindring, se avsnitt 8.
  9. Validera EEG elektrodplacering efter slakt som beskrivs i avsnitt 6.13.

8. postoperativ vård och postoperativ smärtlindring

  1. Lämna inte ett djur utan tillsyn tills den har återfått tillräcklig medvetenhet för att upprätthålla sternala VILA.
  2. Skicka inte tillbaka ett djur som har opererats för sällskap med andra djur tills återhämtat sig helt.
  3. För postoperativ smärtbehandling, välja ett läkemedel av en av följande grupper: narkotiska opioider, opioidagonister / antagonister, a 2-agonister, lokalbedövning och icke-steroida antiinflammatoriska läkemedel (NSAID) 55-60 Observera att på grund av. svårighetsgraden av operationen en tre dagars analgetisk behandling är tillråda.
    1. Om du använder buprenorfin, administrera följande dos: mus: 0,05- 0,1 mg / kg, ip, sc, varje 6-12 h; råtta: 0,01-0,05 mg / kg, ip, SC, varje 8-12 timmar.
    2. Om du använder butorfanol, administrera följande dos: mus: 1.0 - 5.0 mg / kg, SC, var 4 timmar; råtta: 2,0 - 2,5 mg / kg, se, varje 4 h.
    3. Om du använder tramadol, administrera följande dos: mus, råtta: 10-30 mg / kg, ip
    4. Om du använder flunixin, administrera följande dos: mus: 2,5 mg / kg, se, varje 12 timmar; råtta: 1,1 mg / kg, se, varje 12 timmar.
    5. Om du använder ketoprofen, administrera följande dos: mus: 5 mg / kg, se, varje 12-24 timmar; råtta: 5 mg / kg, se, var 12 - 24 timmar.
    6. Om du använder metamizol, administrera följande dos: mus, råtta: 100 mg / kg, ip, var 8 timmar.
    7. Om du använder meloxikam, administrera följande dos: mus, råtta: 1 mg / kg sc varje 24 timmar.
    8. Om du använder karprofen, administrera följande dos: mus: 5-10 mg / kg, se, varje 12-24 timmar; råtta: 2,5 - 5,0 mg / kg, se, var 12 - 24 timmar.
    9. Vid användning av acetaminophen, administrera följande dos: mus: 300 mg / kg, po, var 4 timmar; råtta: 100 - 300 mg / kg, varje 4 h.
    10. Om du använder lidokain (som komplement smärtstillande medel), administrera följande dos: mus, råtta: 1-4 mg / kg sc
  4. Vid användning av karprofen (gnagare dosering 5-10 mg / kg sc, utspädd i 0,9% NaCl) för långvarig postoperativ smärtbehandling, utför den första injektionen 10-15 minuter före slutet av det kirurgiska instrument och upprepa för två efterföljande dagar en gång om dagen.
  5. Postoperativt, mata fuktade pellets för att underlätta livsmedelsupptag. Noggrant observera mat (~ 15 g / 100 g / d; ~ 5 g / 24 h) och vatten (~ 15 ml / 100 g / d; ~ 5 ml / 24 h) konsumtion.
  6. Övervaka djur noga för återlämnande av deras normala ställningar och beteenden.
    Obs: Systemisk administrering av antibiotika såsom enrofloxacin eller trimetoprim-sulfonamider rekommenderas ofta men inte ett absolut måste om inflammatoriska tecken på meningit eller encefalit på the platser i implantationer upptäcks.
  7. Ge möss ytterligare åtminstone 10 till 14 dagar att återhämta sig innan EEG inspelningar för vidare analys.
    Obs: Specifika experimentella uppgifter kan kräva längre återhämtningsperioder.
  8. Uppföljning postoperativ återhämtning efter implantation genom utvärdering postkirurgisk utveckling av kroppsvikt. En maximal minskning av kroppsvikten normalt observeras runt dag 4-5 efter kirurgi följt av en liten, men stadig ökning av vikt under en 10-14 dagars återhämtningsperiod.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Det här avsnittet visar exempel erhållits från ytan och djupa, intracerebral EEG inspelningar. Inledningsvis bör konstateras att utgångsvärdena under fysiologiska förhållanden är obligatoriskt innan efterföljande inspelningar efter t.ex., farmakologisk behandling. Sådana utgångsvärdena kan ge värdefull information om funktionell ömsesidiga beroendet mellan hjärn rhythmicity med olika beteendetillstånd eller sömn / dygnsrytm rhythmicity. Här visar vi exempel på inspelad krampanfall efter akut administrering av prokonvulsiva / psychoenergetic droger. Som beskrivits ovan, är ett vanligt användningsområde i EEG Radiotelemetry epilepsiforskning. Epilepsi modeller inkluderar akuta och kroniska farmakologiska modeller samt genetiska (transgena) modeller av epilepsi. Här kan vi visa akuta modeller av icke-konvulsiv frånvaroliknande anfall som induceras av ip administrering av R / S-baklofen vid 20 mg / kg och bicucullinemethobromide vid 10 mg / kg. Farmakodynamiskt är baklofen en GABA (B) receptoragonist som ökar K + efflux ut ur cellen både pre- och postsynaptiskt medan bikukullin är en GABA (A) -antagonist som hämmar Cl - inflöde in i cellen. Aktivering av GABA (A) receptorerna ger initiering och underhåll av hyperoscillation och hypersynchronization inom thalamocortical-corticothalamic kretsar. Figur 5B visar C epidurala EEG-inspelningar efter ip administrering av R / S-baklofen (20 mg / kg) och bicucullinemethobromide (10 mg / kg). Systemisk administrering av 4-aminopyridin (4-AP) vid en dosering av 10 mg / kg ip eller pentylentetrazol (PTZ) kan framkalla generaliserade tonisk-kloniska anfall hos möss och råttor. Efter 4-AP eller PTZ injektion, djur visar en typisk tidssekvens av motoriska åtgärder som dosberoende i svårighetsgrad, det vill säga., Intensitet och varaktighet. Kramper startar normalt från en nedsatt tillstånd, följt av en mild, delvis myoklonus som främst drabbar ansiktet med vibrissal ryckningar, huvudet och / eller frambenen. Denna partiella anfall tillstånd kan än generalisera till en myoklonus som kännetecknas av förlust av upprätt hållning eller en hel kropp clonus involverar alla fyra benen. Den senare kännetecknas av att hoppa, wild löpning och slutligen en tonisk extension av bakbenen. En typisk epidural EEG-registrering efter 4-AP-administrering (10 mg / kg) visas i figur 5A. Denna epidural typ av inspelning är i stånd att framkalla de tidiga stadierna av beslag utveckling, dvs., Myoklonisk huvudrörelser, ryckningar i ansiktet och framben) med hög precision. Även om det finns en hög grad av motorisk anfallsaktivitet förknippas med hög EMG, dvs., Muskelaktivitet, är endast minimal EMG förorening av EEG inspelningar observerats. Såsom blir uppenbart i figur 5A, är sporadisk spik aktivitet (*), följt av en generaliserad klonus med en typisk spik / polyspike / spike-vågmönster (1) följt av en efterföljande episod av kontinuerlig spik aktivitet. Observera att EMG förorening är knappast detekterbar. Trots att inspelningssegmentet kännetecknas av ökad muskelaktivitet på grund av hela kroppen clonus är spik aktivitet som härrör från hjärnan framträdande och EMG föroreningar är extremt låg. Detta exempel visar att den föreslagna experimentella tillvägagångssättet kan spela in EEG-signaler selektivt även under allmänna beslag villkor, när EEG-signaler kan förväntas maskeras av EMG artefakter. Observera att läkemedels injektion regimer som beskrivs här alltid kräver inspelningar före injektion under injektion och efter farmakologisk administration. Kontroller bör inkludera sken injicerade / fordons injicerade djur.

En typisk intracerebral hjärna mål är hippocampus, t.ex. CA1 regionen. Hippocampus anfallsaktivitet kan induceras genom kainsyra (KA) eller N-metyl-D-Aspartat (NMDA). Den icke-NMDA-receptoragonist KA är i allmänhet administrerades intraperitonealt i en dos av 10-30 mg / kg. Hippocampus anfall utgör en viktig anfall grupp som kan akut induceras av olika glutamat receptoragonister. Genom att använda den djupa elektroden implantation förfarande som beskrivs ovan, kan KA-inducerad hippocampala kramper registreras med hög precision (figur 5D). Förutom KA kan hippocampus anfall också induceras genom ip administrering av NMDA i en dos av 150 mg / kg. Som i KA-behandlade djur, NMDA-behandlade möss, utvecklar anfall genom en sekvens av paroxysmal repor, hypermotilitet och cirklande, tonisk-kloniska kramper, och ibland död.

Figur 6 illustrerar exempel på samtidig kortikala (epidural) och hippocampus (djup) EEGs i en mest populära kronisk hippocampus beslag modell, dvs., Pilokarpin modell av mesiala temporalloben epi lepsy (mTLE) hos råttor. Det bör noteras att EEG artefakter kan ibland härma ictiform utsläpp (Figur 7). Således särskild uppmärksamhet ägnas åt minska EKG, EMG och externt inducerad EEG-signalen störning. Det bör noteras att implantation procedur som beskrivs här möjliggör maximal reduktion i EEG-signalen kontaminering. Artefakter antingen resultat från externa elektriska anordningar som kan skyddas av t ex en Faradays bur eller benbildning processer runt de borrade hålen som tenderar att lyfta elektroderna ur hjärnan. Det senare är en tidsberoende process som markerar en experimentell begränsning av tekniken. Det bör noteras att beslag registrering och analys är inte den enda tillämpningsområdet för de tekniker som beskrivs här. Yta och djup intracerebral EEG inspelningar kan användas för komplexa tidsfrekvensanalys, till exempel, i djurmodeller av neuropsykiatriska sjukdomar och för sömnstudier till exempel.

ove_content "fo: keep-together.within-page =" 1 "> Figur 1
Figur 1:. Inhysning inom Radiotelemetry In vivo-studier i olika mus eller råtta linjer eller farmakologiska eller transgena linjer av mänskliga sjukdomar kräver hög standardisering för att minimera intraindividuella variationen och eventuell bias till följd av störfaktorer. Korrekt boendeförhållanden är en förutsättning för högkvalitativa inspelningar och giltiga telemetriska resultat. Öppna bostadsförhållanden på lab hyllor är inte lämpliga för inspelning. Istället inspelning bör utföras i en djuranläggning, eller i ventilerade skåp (A). Helst är ventilerade skåp inte bara används för pre-kirurgisk och postsurgical bostäder och återhämtning, men också för EEG inspelning (B), eftersom detta garanterar stabilitet miljöförhållanden och brist på störningar. Om inte kan utföras inspelning i en ventililated skåp, bör de göras i en Faradays bur i ett miljömässigt kontrollerat djur rum (C). Klicka här för att se en större version av denna siffra.

figur 2
Figur 2:. Standard EEG Radiotelemetry System och radiofrekvens sändare Förutom egentillverkade system, ett antal kommersiellt tillgängliga system på marknaden. Den grundläggande inställningen av ett sådant system visas i (A). Systemet består av en radiofrekvent sändare, mottagaren platta, en datautbytesmatris som tjänar som en multiplexor, och datainsamlings, bearbetning och analys kämenhet. För frekvensanalys, beslag upptäckt och sömnanalys specifika mjukvarumoduler erbjuds. Flera typer av sändare är enTillgängligt beroende på vilken art är tänkt att undersökas och beroende på den vetenskapliga frågan. B) Inopererade möss, mottagare plattor och en multiplexer placeras inuti ett ventilerat skåp för standardiserade inspelningsförhållandena. C) En vuxen C57Bl / 6J mus och en 2-kanals radiofrekvenssändare. D) Rygg utsikt över skallen 4 veckor efter elektrod implantation och fixering med hjälp av glasjonomercement (omtryckt från 61 och 62 med tillstånd). klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figur 3
Figur 3: Anestesi och Stereotaxic Setup för möss och råttor. A) Gas anestesisystemet med användning av isofluran. En precision hög hastighet tandläkarborr är mounted på en 3D stereo anordning för möss och råttor respektive. Kompletterande värme ges med hjälp av en värmedyna. B) närbild av borr, stereotaktiska örat barer och näsa klämma (omtryckt från 62 med tillstånd). Klicka här för att se en större version av denna siffra.

figur 4a
figur 4b
Figur 4: Stereotaxic yt- och djup elektrod implantation. A) Scheme of en epidural elektrodplacering hos möss och råttor. B) anatomiska strukturer och landmärken i mus skallen. Apikal av en C57Bl / 6J mus skallen som har upprättats i 0,3% H 2 O 2. Obs skallbenen (os frontale (av), os parietale (op), os occipitale (oo)) och suturer (sutura frontalis (sf), sutura sagittalis (ss), sutura coronaria (se), och sutura lambdoidea (sl)) som bestämmer den huvudsakliga anatomiska landmärken bregma (B) och lambda (L). C ) Lateral vy av en C57Bl / 6J mus skallen. D) en epidural, differentiell elektrod placeras på motor cortex (M1), ett ytterligare intrahippocampal differentiell elektrod placeras i CA1-regionen av hippocampus. Båda pseudo-referenselektroder är lokaliserade på lillhjärnan. E) Coronal avsnitt (schema) illustrerar lokalisering av djupa, intrakraniell elektrod för inspelning av electrohippocampogram. F) Närbild av den djupa EEG elektroden avkänning ledningen radiofrekvenssändaren och deras arrangemang ovanpå mus skallen (omtryckt från 61 och 62 med tillstånd). klickahär för att se en större version av denna siffra.

Figur 5a
Figur 5b
Figur 5:. Farmakologisk Induktion av epileptiska Utsläpp A) Yta EEG-registrering visar ictal urladdningar efter ip administrering av 4-aminopyridin (4 AP, 10 mg / kg). Sporadiska spikar (*) utvecklas till en övergående episod av kontinuerlig spiking (1), vilket resulterar i en EEG depression (minskad amplitud, 2-3). Kort efter denna period en andra spik-tåg samtidigt med utvecklingen av en generaliserade tonisk-kloniska anfall med vilda springa och hoppa blir uppenbar som slutligen resulterar i en tonisk extension av bakbenen (4) och död. Den återstående lilla signal efter hjärndöd representerar ett EKG (R-spik) kontaminering. B) Efter ip administrati ning bicucullinemethobromide (BMB, 10 mg / kg) möss visar tåg av karakteristiska spikar och spik vågor. C) Administration av baklofen (20 mg / kg) resulterade i sporadisk förekomst av tillsatta aktivitet. D) Intrahippocampal elektroencefalografiska (EEG) inspelningar efter ip administrering av KA (30 mg / kg). I: djup CA1 inspelning från en C57Bl / 6J mus under 2 h omedelbart efter KA administration. Vid 30 mg / kg är KA sammanhängande hippocampus anfallsaktivitet observeras ibland avbryts av postictal depression (pilar). Ictal utsläpp kännetecknas av spik och / eller spik-wave aktivitet (se inläggningar) i delta- och theta-våg intervall (4-8 Hz). II-IV: Vid dag 1, 3 och 5 efter injektion 1h CA1 EEG inspelningar illustrerar minskar men fortfarande kontinuerliga ictal utsläpp i samband med neuronal excitotoxisk degeneration (omtryckt från 61 och 62 med tillstånd).jpg "target =" _ blank "> Klicka här för att se en större version av denna siffra.

figur 6
Figur 6:. Radiotelemetric EEG inspelning i en råttmodell av Mesial Temporallobsepilepsi limbiska anfall farmakologiskt induceras via en pilokarpin injektion regim. Denna figur illustrerar synkron inspelning från den primära motoriska cortex (M1) samt hippocampus CA1 regionen från en råtta vid en ålder av 3 månader. Stigande och fallande spik / poly-spik tåg finns i båda böjningar (omtryckt från 62 med tillstånd). Klicka här för att se en större version av denna siffra.

figur 7
A) Intrahippocampal EEG inspelning från en kontroll mus . B) skadad silikon isolering av sensor leder liksom benbildning processer som härrör från kanten av borrade hål kan leda till dramatiska förorening av elektroencefalografiska inspelningar. Notera regelbundet mönster av störande EKG-signalen, dvs., R-spikar (pilar). Viktigare, EKG kontamination kan inte helt undvikas men förfarandet implantation presenteras här kommer att reducera den till ett minimum. C) Elektromyografisk kontamination av EEG som kännetecknas av hög frekvens aktivitet. D) Artefakter kan också härröra från överhörning mellan mottagarplattorna eller från elektriska buller utvecklas från rummet ljus eller olika andra elektriska apparater that är nära mottagaren plattorna. Ett effektivt sätt att förhindra systemet plocka upp buller är att skydda mottagare platta och buren med hjälp av ett ventilerat skåp eller en Faradays bur (omtryckt från 61 och 62 med tillstånd). Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Implanterbara EEG Radiotelemetry är av central betydelse eftersom det är en icke-återhållande teknik tillåter försöksdjur för att utföra sin fulla repertoar av beteenden 1,3. Detta är av stort intresse eftersom det telemetriska metod möjliggör inte bara spontana EEG inspelningar men också inspelningar enligt kognitiva uppgifter och dygnsrytm analytiska system, t ex T-labyrint, radiell labyrint, vatten labyrint, sömnbrist uppgifter eller när ett EEG inspelning är nödvändiga eller användbara under komplexa kognitiva eller motoriska aktiviteten.

Detta protokoll beskriver epidural yta och djup intracerebral EEG elektrod implantation hos möss och råttor och anslutning till en implanterbar EEG radiofrekvenssändare. Kritiska steg i förfarandet innefattar pre-kirurgiska frågor, det vill säga val av art och stam, bostadsförhållanden, anestesi och smärtlindring. En kritisk litteratur skärmen visar att den senare kan fungera som störande faktorer som samverkarntribute till olika resultat i olika forskningsmetoder. Till exempel, kan valet av experimentella arter, t.ex., möss kontra råttor och även stammar helt förändra experimentella resultat. Samma sak gäller för kön. I allmänhet är en könsspecifik gruppering och analys rekommenderas. Om detta inte är möjligt, bör könen vara balanserad åtminstone. Om experimentella betingelser inte är strikt harmoniserade eller kontrolleras förvärvade data antingen inte är jämförbara eller helt enkelt ogiltiga.

Stereotaxic implantation förfarande som beskrivs här ger ett pålitligt verktyg för att spela in högkvalitativa EEGs från både ytan och djupa intracerebrala strukturer. Kritiska steg i implantationsproceduren inkluderar borrningsprocessen. Det ska utföras vid maximal hastighet (RPM) med minimalt tryck. Även hög borrhastighet alstrar värme, garanterar minimitryck som subkortikala strukturer inte är termiskt skadas. Minimitryck är nödvändigt för att undvika enplötsliga genombrott av skallen och efterföljande skada på den underliggande cortex. Dessutom har särskild omsorg tas inte skada en meningeal artär eller en dural sinus. Hos möss är ganska öppna skallen på grund av sin ringa tjocklek. Därför kan meningeal artärer och bihålor identifieras för att undvika skador. Vid blödning den tidiga och senare prognosen är dålig i allmänhet och det är tveksamt om ett sådant djur uppfyller kriterierna för inkludering för en tillförlitlig undersökning. Vi rekommenderar att offra sådana djur.

Enligt vår erfarenhet kan högkvalitativa EEG inspelningar med den beskrivna tillvägagångssättet utföras upp till 4 veckor. På grund av benbildning processer som härrör från de borrade hålen i calvaria elektroder tenderar att lyftas upp resulterar i EKG och EMG förorening. Det bör beaktas vidare att rikta en specifik yta eller djup, intracerebral struktur bygger på stereotaktiska koordinater från hjärnan atlaser. Dessa stereotaktiska hjärnkartornormalt relaterade till en specifik mus eller råtta stam av en viss ålder. Det måste noteras kritiskt att olika mus- och råttstammar kan uppvisa skillnader i ålder specifik storlek av kroppen och skallen. Det finns alltså mellan stam och inom stamskillnader när det gäller landmärken grundläggande craniometrics bregma och lambda. Denna fråga utgör en särskild utmaning om man vill utföra yta och djup elektrod inspelningar från unga möss och råttor som fortfarande är under utveckling, det vill säga display skalle och hjärnans tillväxt. I detta fall, är knappast möjligt en tillförlitlig långtidsregistrering från den position av valet.

För att göra de craniometric landmärken synliga ett blekningsförfarande rekommenderas. Försiktighet måste vidtas för att begränsa inkuberingstiden av H2O 2 som den annars kan tränga in i skallen och gör oxidativ skada på cortex.

Slutligen är det viktigt att notera att kommersiella EEG Radiotelemetrysystem kan kombineras med andra elektrofysiologiska inställningar också. Vi etablerade nyligen kombinationen av radiotelemetric EEG inspelning med en auditiv evoked potential setup i möss. Detta sofistikerade tillvägagångssätt gör, till exempel för att utföra endophenotyping och att identifiera och karaktärisera transgena musmodeller av schizofreni, exempelvis genom tillämpning av dubbelklicka paradigm och analys av P50 / N100 potentialer. I allmänhet, kommer sannolikt att vara en lovande strategi i framtiden teknisk länk mellan EEG Radiotelemetry och framkallade-potentialer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Carprofen (Rimadyl VET - InjektionA2:D43slösung) Pfizer PZN 0110208 20 ml
Binocular surgical magnification microscope  Zeiss Stemi 2000 0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Bulldog serrefine F.S.T. 18051-28 28 mm
Cages (Macrolon) Techniplast 1264C, 1290D
Cold light source Schott KL2500 LCD 9.705 202 ordered at Th.Geyer
Cotton tip applicators (sterile) Carl Roth  EH12.1
Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe) Bayer PZN: 1578818
Drapes (sterile) Hartmann PZN 0366787
70% ethanol Carl Roth  9065.5
0.3%/3% hydrogene peroxide solution Sigma 95321 30% stock solution 
Gloves (sterile) Unigloves 1570
Dental glas ionomer cement KentDental /NORDENTA 957 321
2% glutaraldehyde solution Sigma G6257
Graefe Forceps-curved, serrated F.S.T. 11052-10
Halsey Micro Needle Holder-Tungsten Carbide F.S.T. 12500-12 12.5 cm
Heat-based surgical instrument sterilizer F.S.T. 18000-50
Heating pad AEG HK5510 520010 ordered at myToolStore
High-speed dental drill Adeor SI-1708
Iris scissors extra thin  F.S.T. 14058-09 9 cm
Inhalation narcotic system (isoflurane) Harvard Apparatus GmbH 34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230
Isoflurane Baxter 250 ml PZN 6497131
Ketamine Pfizer PZN 07506004
Lactated Ringer’s solution (sterile) Braun L7502
Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cm F.S.T. 14078-10 10 cm
Nissl staining solution Armin Baack BAA31712159
Non-absorbable suture material 5-0/6-0 (sterile) SABANA (Sabafil) N-63123-45
Covidien (Sofsilk) S1172, S1173
Halsey Needle Holder F.S.T. 12001-13 13 cm
Pads (sterile) ReWa Krankenhausbedarf 2003/01
0.9% saline (NaCl, sterile) Braun PZN:8609255
Scalpel blades with handle (sterile) propraxis 2029/10
Standard Pattern Forceps F.S.T. 11000-12, 11000-14 12 cm and 14.5 cm length
Steel and tungsten electrodes parylene coated  FHC Inc., USA) UEWLGESEANND
Stereotaxic frame Neurostar 51730M ordered at Stoelting
(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)
Tapes (sterile) BSN medical GmbH & Co. KG 626225
TA10ETA-F20  DSI 270-0042-001X Radiofrequency transmitter 3.9 g, 
3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 2.5 mV,
channel bandwidth (B) 1 - 200 Hz, 
nominal sampling rate (f) 1,000 Hz (f = 5B)
temperature operating range 34 - 41 °C
warranted battery life 4 months
TL11M2-F20EET  DSI 270-0124-001X Radiofrequency transmitter 
3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 1.25 mV,
channel bandwidth (B) 1 - 50 Hz, 
nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B)
temperature operating range 34 - 41 °C
warranted battery life 1.5 months
Tissue Forceps- 1x2 Teeth 12 cm F.S.T. 11021-12 12 cm length
Tungsten carbide iris scissors F.S.T. 14558-11 11.5 cm
Vibroslicer 5000 MZ Electron Microscopy Sciences 5000-005
Xylazine (Rompun) Bayer PZN: 1320422

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kramer, K., et al. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp Top Lab Anim Sci. 40, 8-16 (2001).
  2. Kramer, K., et al. The use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely swimming rats. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 17, 107-112 (1995).
  3. Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 13, 197-205 (2003).
  4. Kramer, K., Remie, R. Measuring blood pressure in small laboratory animals. Methods Mol Med. 108, 51-62 (2005).
  5. Kramer, K., et al. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J Pharmacol Toxicol Methods. 30, 209-215 (1993).
  6. Kramer, K., et al. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab Anim. 34, 272-280 (2000).
  7. Guler, N. F., Ubeyli, E. D. Theory and applications of biotelemetry. J Med Syst. 26, 159-178 (2002).
  8. Aylott, M., Bate, S., Collins, S., Jarvis, P., Saul, J. Review of the statistical analysis of the dog telemetry study. Pharm Stat. 10, 236-249 (2011).
  9. Rub, A. M., Jepsen, N., Liedtke, T. L., Moser, M. L., Weber, E. P., 3rd, Surgical insertion of transmitters and telemetry methods in fisheries research. Am J Vet Res. 75, 402-416 (2014).
  10. Bastlund, J. F., Jennum, P., Mohapel, P., Vogel, V., Watson, W. P. Measurement of cortical and hippocampal epileptiform activity in freely moving rats by means of implantable radiotelemetry. J Neurosci Methods. 138, 65-72 (2004).
  11. Jeutter, D. C. Biomedical telemetry techniques. Crit Rev Biomed Eng. 7, 121-174 (1982).
  12. Williams, P., et al. The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy. J Neurosci Methods. 155, 39-48 (2006).
  13. Bertram, E. H., Lothman, E. W. Ambulatory EEG cassette recorders for prolonged electroencephalographic monitoring in animals. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 79, 510-512 (1991).
  14. Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res Brain Res Protoc. 2, 85-97 (1997).
  15. Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 7666-7669 (2011).
  16. Lin, D. C., Bucher, B. P., Davis, H. P., Sprunger, L. K. A low-cost telemetry system suitable for measuring mouse biopotentials. Med Eng Phys. 30, 199-205 (2008).
  17. Aghagolzadeh, M., Zhang, F., Oweiss, K. An implantable VLSI architecture for real time spike sorting in cortically controlled Brain Machine Interfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 1569-1572 (2010).
  18. Bonfanti, A., et al. A multi-channel low-power system-on-chip for single-unit recording and narrowband wireless transmission of neural signal. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , (2010).
  19. Chang, P., Hashemi, K. S., Walker, M. C. A novel telemetry system for recording EEG in small animals. J Neurosci Methods. 201, 106-115 (2011).
  20. Chen, H. Y., Wu, J. S., Hyland, B., Lu, X. D., Chen, J. J. A low noise remotely controllable wireless telemetry system for single-unit recording in rats navigating in a vertical maze. Med Biol Eng Comput. 46, 833-839 (2008).
  21. De Simoni, M. G., De Luigi, A., Imeri, L., Algeri, S. Miniaturized optoelectronic system for telemetry of in vivo voltammetric signals. J Neurosci Methods. 33, 233-240 (1990).
  22. Farshchi, S., Nuyujukian, P. H., Pesterev, A., Mody, I., Judy, J. W. A TinyOS-enabled MICA2-based wireless neural interface. IEEE Trans Biomed Eng. 53, 1416-1424 (2006).
  23. Gottesmann, C., Rodi, M., Rebelle, J., Maillet, B. Polygraphic recording of the rat using miniaturised telemetry equipment. Physiol Behav. 18, 337-340 (1977).
  24. Gottesmann, C., Rebelle, J., Maillet, B., Rodi, M., Rallo, J. L. Polygraphic recording in the rat by a miniaturized radiotelemetric technic. C R Seances Soc Biol Fil. 169, 1584-1589 (1975).
  25. Handoko, M. L., et al. A refined radio-telemetry technique to monitor right ventricle or pulmonary artery pressures in rats: a useful tool in pulmonary hypertension research. Pflugers Arch. 455, 951-959 (2008).
  26. Hanley, J., Zweizig, J. R., Kado, R. T., Adey, W. R., Rovner, L. D. Combined telephone and radiotelemetry of the EEG. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 323-324 (1969).
  27. Irazoqui, P. P., Mody, I., Judy, J. W. Recording brain activity wirelessly. Inductive powering in miniature implantable neural recording devices. IEEE Eng Med Biol Mag. 24, 48-54 (2005).
  28. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  29. Lee, S. B., Yin, M., Manns, J. R., Ghovanloo, M. A wideband dual-antenna receiver for wireless recording from animals behaving in large arenas. IEEE Trans Biomed Eng. 60, 1993-2004 (2013).
  30. Morrison, T., Nagaraju, M., Winslow, B., Bernard, A., Otis, B. P. A 0.5 cm(3) four-channel 1.1 mW wireless biosignal interface with 20 m range. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 8 (3), 138-147 (2014).
  31. Moscardo, E., Rostello, C. An integrated system for video and telemetric electroencephalographic recording to measure behavioural and physiological parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 62, 64-71 (2010).
  32. Mumford, H., Wetherell, J. R. A simple method for measuring EEG in freely moving guinea pigs. J Neurosci Methods. 107, 125-130 (2001).
  33. Nagasaki, H., Asaki, Y., Iriki, M., Katayama, S. Simple and stable techniques for recording slow-wave sleep. Pflugers Arch. 366, 265-267 (1976).
  34. Podgurniak, P. A simple, PC-dedicated, implanted digital PIM-radiotelemetric system. Part 2: The multichannel system. Biomed Tech (Berl). 46, 273-279 (2001).
  35. Ruedin, P., Bisang, J., Waser, P. G., Borbely, A. A. Sleep telemetry in the rat: I. a miniaturized FM--AM transmitter for EEG and EMG). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 44, 112-114 (1978).
  36. Ruther, P., et al. Compact wireless neural recording system for small animals using silicon-based probe arrays. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2284-2287 (2011).
  37. Saito, T., Watanabe, Y., Nemoto, T., Kasuya, E., Sakumoto, R. Radiotelemetry recording of electroencephalogram in piglets during rest. Physiol Behav. 84, 725-731 (2005).
  38. Sumiyoshi, A., Riera, J. J., Ogawa, T., Kawashima, R. A mini-cap for simultaneous EEG and fMRI recording in rodents. Neuroimage. 54, 1951-1965 (2011).
  39. Sundstrom, L. E., Sundstrom, K. E., Mellanby, J. H. A new protocol for the transmission of physiological signals by digital telemetry. J Neurosci Methods. 77, 55-60 (1997).
  40. Wang, M., et al. A telemetery system for neural signal acquiring and processing. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 28, 49-53 (2011).
  41. Cotugno, M., Mandile, P., D'Angiolillo, D., Montagnese, P., Giuditta, A. Implantation of an EEG telemetric transmitter in the rat. Ital J Neurol Sci. 17, 131-134 (1996).
  42. Vogel, V., Sanchez, C., Jennum, P. EEG measurements by means of radiotelemetry after intracerebroventricular (ICV) cannulation in rodents. J Neurosci Methods. 118, 89-96 (2002).
  43. Louis, R. P., Lee, J., Stephenson, R. Design and validation of a computer-based sleep-scoring algorithm. J Neurosci Methods. 133, 71-80 (2004).
  44. Tang, X., Sanford, L. D. Telemetric recording of sleep and home cage activity in mice. Sleep. 25, 691-699 (2002).
  45. Bassett, L., et al. Telemetry video-electroencephalography (EEG) in rats, dogs and non-human primates: methods in follow-up safety pharmacology seizure liability assessments. J Pharmacol Toxicol Methods. 70, 230-240 (2014).
  46. Authier, S., et al. Video-electroencephalography in conscious non human primate using radiotelemetry and computerized analysis: refinement of a safety pharmacology model. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 88-93 (2009).
  47. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Res. 354, 221-246 (2013).
  48. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mamm Genome. 24, 89-94 (2013).
  49. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Prog Neurobiol. 96, 220-241 (2012).
  50. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Depend. 92, 217-227 (2008).
  51. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. Eur J Anaesthesiol. 25, 113-117 (2008).
  52. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Front Neuroendocrinol. 31, 341-358 (2010).
  53. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Res. , 102-153 (2012).
  54. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neurosci Biobehav Rev. 28, 811-825 (2005).
  55. Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33, 119-127 (2005).
  56. Liles, J. H., Flecknell, P. A., Roughan, J., Cruz-Madorran, I. Influence of oral buprenorphine, oral naltrexone or morphine on the effects of laparotomy in the rat. Lab Anim. 32, 149-161 (1998).
  57. Liles, J. H., Flecknell, P. A. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movement in rats. Lab Anim. 26, 180-189 (1992).
  58. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  59. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. , Appendix 4, Appendix 4B (2008).
  60. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53, 55-69 (2012).
  61. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Res Brain Res Protoc. 14, 154-164 (2005).
  62. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: a powerful state-of-the art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. , (2016).

Tags

Neurovetenskap djupa hjärnelektroder electrocorticogram elektroencefalogram electrohippocampogram hippocampus intramuskulära elektroder mus Radiotelemetry råtta stereotaktisk implantation subkortikala elektroder
Icke-hållande EEG Radiotelemetry: Epidural och Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Elektrodplacering
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Papazoglou, A., Lundt, A., Wormuth,… More

Papazoglou, A., Lundt, A., Wormuth, C., Ehninger, D., Henseler, C., Soós, J., Broich, K., Weiergräber, M. Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement. J. Vis. Exp. (112), e54216, doi:10.3791/54216 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter