Introduction
Er zijn veel precisie vaporizers beschikbaar voor diergeneeskundig gebruik die werken tussen debieten van 0,5-10 l / min 2. Deze debieten zijn niet ideaal voor knaagdieren, zoals het bereik is hoog in vergelijking met hun kleine luchtwegen minuut volume. Hoge stroomsnelheden worden niet aanbevolen bij de veterinaire praktijk als gevolg van hun bevordering van onderkoeling en uitdroging van de luchtwegen 3,4. Bovendien hebben veel gemeenschappelijke veterinaire vaporizer fabrikant handleidingen waarschuwen dat hoge stroomsnelheden een toename van het optreden van tegendruk schommelingen kunnen veroorzaken. Ook is gebleken dat vele standaard vaporizers onnauwkeurig onder stroomsnelheden van 500 ml / min, en dit percentage wordt beschouwd als een minimumdebiet veterinair gebied 5-7.
Een dier kan worden gehandhaafd op een T-stuk circuit of aangepast bain circuit met behulp van een debiet zo laag als minuut volume 1,5-2,2 maal het dier 8-10. Deze stroomsnelheden worden beschouwd sufficient om rebreathing verlopen gassen te voorkomen en te voorkomen dat een verhoging van het bloed koolstofdioxideconcentraties 8. Met deze stroomsnelheid aanbeveling, zou een 30 g muis met een stroomsnelheid zo laag als 52 ml gehandhaafd / min, bijna tien keer minder dan de gangbare 500 ml / min minste een traditionele vaporizer.
Terwijl een traditionele vaporizer afhankelijk gasstroom en atmosferische druk passieve verdoving verdamping, een directe injectie vaporizer meet de totale verse gasstroom en injecteert de damp direct in de gasstroom 2. Sommige directe injectie vaporizers maken gebruik van een injectiespuit pomp verdoving toe te dienen in de gasstroom. Gecomputeriseerde besturingselementen kunnen deze systemen automatisch de spuit pompsnelheid het vloeistofvolume middel om de gewenste concentratie te bereiken van anestheticum injecteren. Injectiespuit aangedreven vaporizers zijn en goedgekeurd voor klinische en pediatrisch gebruik en vele vergelijkbare configuraties worden beschouwd alsesthetische behoud van apparaten in de klinische praktijk 11-16. Kort na de goedkeuring ervan, werden verdoving behoudend apparaten met injectiepomp verdampers aangepast voor gebruik in dierstudies 8,17,18. In tegenstelling tot een traditionele verdamper, is een directe injectie systeem met behulp van een injectiespuit pomp niet beperkt door een minimum debiet om de nauwkeurigheid te behouden. Daarom is deze technologie is geschikt voor gebruik in knaagdieren anesthesie wanneer dit anderszins lage stroomsnelheden nodig zijn. De voordelen en mogelijke kostenbesparingen in verband met deze verdamper ontwerp inspireerde de ontwikkeling van nieuwe anesthesie-systemen speciaal ontworpen voor knaagdieren 1,19,20. Dit nieuwe systeem omvat ook een ingebouwde luchtpomp, zodat de gebruiker verdooft zonder een gecomprimeerde gasbron. Als extra voordeel is het systeem vooraf gekalibreerd voor gebruik met zowel isofluraan en sevofluraan. Met de introductie van deze vaporizer technologie op het gebied proefdier, it is nu mogelijk om kleine proefdieren verdoven met stroomsnelheden dichterbij aanbevolen niveaus zonder dat samengeperste gas.
Protocol
Alle studies werden in overeenstemming met de regelgeving en institutionele richtlijnen afgerond. Het dier aspecten van deze studie werden geëvalueerd door de Kent Scientific Corporation Animal Use Program, door de Purdue Animal Care en gebruik Comite (PACUC) goedgekeurd en uitgevoerd in overeenstemming met de Gids voor de Zorg en gebruik van proefdieren 22.
Opmerking: de low-flow digitale anesthesie systeem dat wordt gebruikt in dit protocol is uitgerust met een geïntegreerde saturatiemeter.
1. Stel de Low-flow Anesthesie-systeem met geïntegreerde Pulsoximeter
- Voor Isofluraan Delivery
- Selecteer een drager gasbron. Om de interne luchtpomp gebruiken, schroeft Inlet Port op de rug, waardoor de interne pomp om de instroom kamer lucht.
- Sluit koolstoffilter om de haven uit te putten.
- Sluit de Y-adapter aan op de voorkant van de lage stroom, digitaal anesthesie-systeem. Gebruik de kleurgecodeerde clips aan de witte takken aan te sluiten op tHij neuskegel en blauw takken op de inductie kamer.
- Sluiten witte clip klemmen en open blauwe klem klemmen aan directe luchtstroom naar de kamer.
- Selecteer 2 ml spuit.
- Voor Fysiologische Monitoring, met behulp van de geïntegreerde Pulsoximeter
- Sluit de pulsoxymeter poot sensor-poort aan de achterkant van de low-flow anesthesie-systeem, met het label "AUX".
2. Configureer de instellingen
- voor Anesthesia
- Zet de anesthesie-systeem, en toegang tot het Set Up menu. Druk op instellen om toegang te krijgen tot het hoofdmenu> Anesthesie> Instellingen in het rood.
- Kies het anestheticum. Druk op Set Up to Type Anest markeren in het rood. Gebruik de Up en Down pijlen om Isofluraan selecteren.
- Stel de spuit grootte. Druk op Set Up om Syr Grootte te markeren. Gebruik de Up en Down pijlen om een 2 ml injectiespuit te selecteren.
- Stel de lege positie. Druk op Set Up om highlight Stel Lege in het rood. Beveiligde lege, volledig ingedrukt glazen spuit in de spuitpomp retention blok door het plaatsen van de spuit zodat de spuit Holding klem zit op de metalen kraag van de spuit. Druk op de omhoog of omlaag om de Pusher Blok verplaatsen, zodat de Pusher Block maakt licht contact met de bovenkant van de zuiger. Druk op select om lege positie in te stellen.
- Druk op Set Up te markeren verwijderen in het rood. Verwijder de spuit en vul de spuit met isofluraan met behulp van de fles top adapter.
- Sluit de spuit aan de anesthesie-systeem.
- Prime de verdoving levering slang. Druk op Set Up aan premier Tube in het rood te markeren. Druk op Down totdat de narcose reist door de spuit en in de zwarte fitting op de verdamper blok.
- Inschakelen anesthesie. Druk op Set Up te markeren inschakelen in het rood. Gebruik de pijlen omhoog en omlaag om Ja te selecteren. Druk op Run / Back om terug te keren naar het hoofdmenu.
- Selecteer eenir aanbod en minuut volume. Druk op Set Up to Air Supply in het rood te markeren. Gebruik de Up en Down pijlen om Interne Pomp te selecteren. Druk op Set Up om Minute Vol in het rood te markeren. Stel debiet tot 250 ml / min.
- Voor Fysiologische Monitoring
- Stel de minimale gedetecteerde hartslag Muis (240). Druk op instellen om toegang te krijgen tot het hoofdmenu> MouseStat. Gebruik omhoog en omlaag om minimale hartslag in te stellen.
3. Begin Anesthesia Delivery
- Induceren de muis
- Druk op Run / twee keer Terug naar run modus te gaan en beginnen met de luchtstroom.
- Plaats de muis in de inductie kamer, sluiten van het deksel stevig. Pas het anestheticum Concentratie knop naar 3%.
- Controleren totdat de muis de gewenste vlak van anesthesie, bepaald door meer verlies van evenwicht heeft bereikt. Pas het anestheticum Concentratie als dat nodig is.
- Zodra het dier verliest zijn oprichtreflex eennd voldoende verdoofd, draai de Anesthesia concentratie draaiknop om 0%. De auteurs hebben eerder gevonden dat het toestaan van de luchtstroom naar de inductie kamer 30-60 sec voldoende om de kamer te zuiveren zonder omkeren van de verdoving diepte 1 te spoelen.
- Snel te openen de witte klemmen om de lucht direct naar het gezichtsmasker, en sluit de blauwe klemmen leidt tot de inductie kamer.
- Open de kamer uit de buurt van onderzoeker, verwijdert u de muis, en onmiddellijk plaats de neuskegel.
- Centreer het dier op een infrarood verwarmingskussen, ingesteld op lichaamstemperatuur op 37 ° C te houden via een rectale sonde op een terugkoppellus.
- Wanneer de muis is stabiel op de neuskegel, aan te passen aan de concentratie van isofluraan tot 1,5% of als nodig is voor onderhoud door het draaien van de anestheticum Concentratie draaiknop.
- Verminder minuut volume voor het onderhoud. Het minimum debiet om het dier te ondersteunen is gelijk aan 1,5-2,2 maal minuut volume van het dier (voor een 30 g muis,ten minste 52 ml / min). Raadpleeg de instructies van de fabrikant voor een aanbevolen debiet instellen die specifiek zijn voor de neuskegel stijl en waar nodig aan te passen. Druk op instellen om toegang te krijgen tot het hoofdmenu, en druk op Set Up totdat Minute Vol is gemarkeerd in het rood. Gebruik de Up en Down pijlen om doelwit stroom aan te passen. Druk op Run / Back om terug te keren naar het hoofdscherm.
- Bevestig de diepte van de anesthesie, zoals bepaald door een gebrek aan terugtrekking reflex tijdens een interdigitale snuifje. Toepassing oogzalf om de ogen te voorkomen droogheid tijdens anesthesie.
4. Begin Fysiologische Monitoring
- Plaats de sensor op pad van de achterpoot. Plaats de sensor, zodat het rode lampje onder de poot en verlicht de poot. Gebruik de pijlen omhoog en omlaag op het scherm om de oxiwave weer te geven. Het dier is nu veilig verdoofd met behulp van een lage stroom, spuit-gedreven, digitale verdamper.
5. Verwijder de Animal
- Zet de ... uitAnesthesia Delivery.
- Om de levering van verdoving te stoppen, zet anestheticum Concentratie knop naar Min (of 0%) en dierlijke verwijderen uit gezichtsmasker.
- Bewaken van de muis tijdens de anesthesie herstel. Zodra de muis volledig ambulant is geworden, terug naar de kooi.
Representative Results
Dieren
3 adult C57 / BL6NTac vrouwelijke muizen (Taconic, leeftijd 6-7 weken, gewicht 15 +/- 1 g) werden verdoofd en onderhouden met 1,3-1,5% isofluraan tijdens de hartslag, zuurstofverzadiging, en ademhaling werden gecontroleerd. Alle muizen werden muizen ziektekiemen vrije zoals bepaald door routine vendor testen voor de aankomst van de faciliteit. De dieren waren gehuisvest in groep in microisolation kooien en voorzien van gratis toegang tot de standaard knaagdieren chow en water per fles.
isofluraan Usage
De low-flow anesthesie meet de hoeveelheid verdovingsmiddel die nog in de spuit gedurende het gebruik. Het volume in de injectiespuit, zoals gemeten door het anesthesiesysteem, werd genoteerd als het dier werd overgebracht naar de neus, en opnieuw aan het einde van de aanhoudingsperiode. Het uiteindelijke volume wzoals afgetrokken van het oorspronkelijke volume tot de hoeveelheid verdovingsmiddel verbruikt tijdens de onderhoudsperiode (figuur 1) te kwantificeren.
fysiologische parameters
Hartslag, SpO 2 en ademhalingsfrequentie werden gecontroleerd tijdens onderhoudswerkzaamheden via pulsoxymetrie (figuren 2-4). De lichaamstemperatuur werd op 37,5 ° C via een infrarood opwarming pad gehandhaafd. Elke muis werd met succes gehouden bij lage stroomsnelheden van 100 ml / min ruimtelucht onder een chirurgische vlak van anesthesie gedurende 60 min, zoals bepaald door een gebrek aan terugtrekking reflex van een interdigitale knijpen. De muis werd niet wakker of te reageren op interdigitale snufjes gedurende de onderhoudsperiode met tussenpozen toegepast. De dieren hartslag (figuur 2), bloedzuurstof (figuur 3), en ademhalingssnelheid (figuur 4) bleef relatsluitend stabiel gedurende het onderzoek. Als gevolg van dier en de sensor positionering, de ademfrequentie signaal van de muis 1 en Mouse 3 was intermitterend en de meting werd onderbroken. Bij het positioneren van het dier is ingesteld, het signaal verbeterd en de gemeten ademfrequentie was vergelijkbaar met anderen op vergelijkbare tijdstippen. De lage-stroom digitale anesthesie gebruikte gemiddeld 0,63 ml isofluraan tijdens de 60 min van de onderhoudsperiode (figuur 1).
Figuur 1:.. Isofluraan Gebruik De hoeveelheid isofluraan gebruikt in ml voor drie verschillende muizen gedurende 1 uur van de anesthesie onderhoud met behulp van de digitale low-flow anesthesie-systeem Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2:.. Hartslag De hartslag van de drie muizen in slagen per minuut (bpm) 5-60 min na de eerste verdoving inductie met de digitale low-flow anesthesie-systeem Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3:.. Zuurstofverzadigingsbereik Het bloed zuurstofverzadiging niveaus (%) van de drie muizen 5-60 min na de eerste verdoving inductie met de digitale low-flow anesthesie-systeem Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4:.. Ademhaling Rate De ademhaling van de drie muizen in ademhalingen per minuut (bpm) 5-60 min na de eerste verdoving inductie met de digitale low-flow anesthesie-systeem Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Discussion
De digitale low-flow anesthesiesysteem kan de gebruiker daadwerkelijk muizen tegen zeer lage stroomsnelheden verdoven zonder het gebruik van gecomprimeerd gas. Dit verschilt sterk van standaard passieve vaporizers, waarin meestal een gecomprimeerd brongas minimaal debiet van ongeveer 500 ml / min. Standard vaporizers gebruiken wijzerplaten die precisie tussen gradaties missen, en zij moet jaarlijks worden onderhouden om de nauwkeurigheid te behouden. Een spuit gedreven verdoving systeem kan een bepaalde concentratie van het verdovingsmiddel te leveren tegen de ingestelde stroom om de exacte benodigde snelheid van de injectiepomp te berekenen. Routine kalibraties zijn overbodig, wat resulteert in extra kosten en tijd te besparen.
De aanbevolen minimale debiet aan een dier op een niet-rebreathing circuit te handhaven is 1,5-2,2 maal minuut volume van het dier. De stroomsnelheid van 100 ml / min gebruikt in deze studie boven deze minimale voldoende verdoving leveren aan de dieren. Het debiet settings cruciaal zijn voor deze anesthesie afgiftetechniek het debiet direct gerelateerd aan de hoeveelheid isofluraan voor een gegeven tijdsbestek. Wanneer bij lage stroomsnelheden, kan deze techniek de hoeveelheid isofluraan vereist tijdens gebruik sterk verminderen, terwijl het dier toch effectief 1,19-21 verdoofd.
Nieuwe apparatuur kosten tussen de traditionele vaporizers en low-flow digitale vaporizers zijn vergelijkbaar. De digitale low-flow anesthesie systeem heeft de mogelijkheid om ofwel isofluraan of sevofluraan te leveren. Dit elimineert de noodzaak voor aangewezen isofluraan en sevofluraan precisie vaporizers, het verminderen van de initiële kosten voor apparatuur voor groepen met beide anesthetica. Recent verschenen vergelijkingen tussen verdamper technologieën hebben kostenbesparingen gesuggereerd verloop van tijd bij gebruik van een low-flow digitale verdamper 1,19,20. De resultaten van deze vergelijkingen kan worden gebruikt om potentiële kostenbesparingen benaderen de loop van een jaar. AlsSuming normaal gebruik de instellingen van een week uitgevoerd in 2 uur stappen, 5 dagen voor 52 weken, zal een traditionele isofluraan vaporizer 3.8 L van isofluraan, of twaalf 250 ml flessen verbruikt. Een lage-stroom digitale vaporizer gebruikt dezelfde frequentie zou verbruiken slechts 0,32 L of twee 250 ml flessen. Koolstoffilter consumptie is ook verminderd. Ervan uitgaande dat elke bus heeft 50 g weggevangen afvalgas, zal een traditionele verdamper ongeveer 21 houtskool bussen te vullen in de loop van een jaar. Ter vergelijking, een low-flow digitale vaporizer vereist 6 of minder. Een traditionele verdamper zou ongeveer 5 grote gasflessen per jaar, elk nodig met een capaciteit van 9.500 L. De interne luchtpomp, beschikbaar in sommige modellen van digitale low-flow vaporizers, elimineert de noodzaak voor samengeperste gas. Als samengeperst gas zou worden gebruikt, zou het systeem slechts 1 cilinder per jaar 1 gebruiken.
De techniek kan worden aangepast op basis van behoefte. Low-flow digitale vaporizers kan de gebruiker narcose diepte snel en nauwkeurig passen. Als de narcose diepte moet worden verhoogd of verlaagd, kan de gebruiker het verdovingsmiddel concentratie te verhogen in stappen van 0,1% met de draaiknop aan de bovenzijde van het systeem. Het debiet kan ook worden aangepast als dat nodig is tijdens de gehele procedure. Dit protocol maakt gebruik van een 2 ml spuit, maar grotere spuit maten zijn beschikbaar voor langere procedures. De interne luchtpomp biedt gebruikers de mogelijkheid om dieren te verdoven zonder dat een gecomprimeerde gasbron. Voor procedures die samengeperst gas of extra zuurstof, heeft de gebruiker de mogelijkheid om een gasbron naar de low-flow systeem aan te sluiten in plaats van omgevingslucht. De gebruiker kan doorgaan met de geselecteerde lucht bron te leveren gedurende de hele procedure, of kan schakelen tussen de interne pomp en een samengeperst gas bron als dat nodig is. Bijvoorbeeld kan de gebruiker het systeem ingesteld kamerlucht leveren via de interne pomp tijdens inductie en onderhoud, maar leveren aanvullende oxygen tijdens het herstel.
Hoewel er vele voordelen aan het gebruik van een lage stroom digitale vaporizer, zijn er beperkingen. Omdat een flush klep niet is opgenomen, handmatig spoelen van de kamer met schone lucht vóór de opening is de enige manier om de inductie kamer te zuiveren. Dit systeem is ontworpen voor gebruik bij slechts lage stroomsnelheden en maakt anesthesie niet leveren boven debiet van 800 ml / min, waarbij traditionele vaporizers kan met capaciteiten tot 10 l / min. Dit specifieke systeem is daarom alleen geschikt voor kleine diersoorten. Bovendien, het bezit is minder verdovingsmiddel vergelijking met een traditionele vaporizer. Er kunnen situaties waarin de injectiespuit moet worden gevuld tijdens een procedure. Echter, kunnen vertragingen tijdens het bijvullen worden verminderd door pre-vullen van een tweede spuit in de buurt om de lege injectiespuit te vervangen. Spuiten met een volume tot 10 ml zijn beschikbaar om de noodzaak van spuiten vullen mid-procedure te verminderen. Tenslotte, in tegenstelling tot traditionele verdamper, de lage-flow digitale verdamper vereist elektriciteit. Accu's zijn beschikbaar voor gebruik in gevallen waar elektrische stroom niet beschikbaar is of in het geval van een stroomstoring.
Eerdere studies hebben aangetoond dat lage-stroom digitale systemen verbruiken minder isofluraan, dragergas en houtskool canisters opzichte van een traditioneel anesthesiesysteem 1,19,20. De vermindering van de weggevangen verdoving gas kan ook een vermindering van verspilling verdoving gas te identificeren, hoewel verdere werkzaamheden nodig is in deze gebieden. Infrarood spectroscopie gas kan worden gebruikt voor het bewaken afval isofluraan productie en dosimeter kentekens kunnen worden gebruikt om de blootstelling aan isofluraan laboratoriumpersoneel toekomstige vergelijkingen kwantificeren.
Samengevat zal deze techniek voor anesthesie afgifte gunstig voor die optreden knaagdier anesthesie dankzij betere veiligheid, werkzaamheid en precisie ten opzichte van traditionele systemen.
Disclosures
Dit project werd gesteund met apparatuur en de financiering van Kent Scientific Corporation, de American Heart Association om CJ Goergen (SDG18220010), en Purdue University. De auteurs Krista Bigiarelli en Irina Toore zijn medewerkers van Kent Scientific Corporation dat de apparatuur die wordt gebruikt in dit artikel oplevert. Open access publicatie van dit artikel wordt gesponsord door Kent Scientific Corporation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthetic Equipment | |||
| SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SOMNO | Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter |
| MouseSTAT Pulse Oximeter & Heart Rate Monitor | Kent Scientific Corporation | SS-MSTAT-Module | Integrated into SomnoSuite |
| MouseSTAT Mouse Paw Sensor | Kent Scientific Corporation | MSTAT-MSE | |
| 2 ml Glass Syringe | Kent Scientific Corporation | SOMNO-2ML | |
| Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0705 | |
| Low Profile Facemask, x-small | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0304 | |
| Animal Warming | |||
| PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming | Kent Scientific Corporation | PS-RT | Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe |
| Anesthetic Agents and Medications |
|||
| Isoflurane (250 ml bottle) | Piramal Healthcare | ||
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo |
References
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).
- Chakravarti, S., Basu, S. Modern Anaesthesia Vapourisers. Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 4th ed, Mosby. St. Louis, MI. 335 (2011).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M. Dose-regulated automated anesthesia (Abstract). Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. Uptake of desflurane during anaesthesia. Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Voightsverger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th edn, The National Academic Press. Washington DC. (2011).
