Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Developmental Biology

Индукция Острый скелетных мышц регенерации путем инъекций Cardiotoxin

doi: 10.3791/54515 Published: January 1, 2017

Summary

Эта рукопись описывает подробный протокол, чтобы вызвать острый скелетной регенерации мышц у взрослых мышей и последующих манипуляций мышц, таких как рассечение, замораживание, разделка, рутинного окрашивания и мышечное волокно поперечного сечения анализа площади.

Abstract

Скелетная регенерации мышц является физиологическим процессом, который происходит у взрослых скелетных мышц в ответ на повреждение или болезнь. Острая травма индуцированных скелетных мышц регенерации является широко используемым, мощная модель системы для изучения событий, участвующих в регенерации мышц, а также механизмов и различных игроков. Действительно, детальное знание этого процесса имеет важное значение для лучшего понимания патологических состояний, которые приводят к скелетной мышечной дегенерацией, и это помогает в определении новых целевых терапевтических стратегий. Настоящая работа описывает подробную и воспроизводимый протокол, чтобы вызвать острый скелетной регенерации мышц у мышей через одну внутримышечной инъекции cardiotoxin (CTX). CTX принадлежит к семейству змеиного яда токсинов и вызывает миолиза из мышечных волокон, которые в конечном итоге вызывает события регенерации. Динамика скелетной мышечной регенерации оценивали с помощью гистологического анализа срезов мышц. Протокол такжеиллюстрирует экспериментальные процедуры вскрытия, замораживания и сокращения мышц передней большеберцовой, а также рутинное окрашивание Hematoxylin и эозином, который широко используется для последующего морфологического и морфометрического анализа.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Млекопитающим взрослых скелетных мышц образуются группами fascicules многоядерные мышечные клетки (миофибриллы), которые являются специализированными для сокращения. Каждый мышечное волокно представляет собой продолговатый синцитиально, окруженный сарколеммой (плазматической мембраны) и содержащие миофибрилл, которые состоят из регулярно и многократно организованных сократительных белков (актина и миозина). Во взрослой жизни и в состоянии покоя, скелетные мышцы имеют очень низкий оборот их миоядер 1; В самом деле, миоядер, которые расположены на периферии мышечное волокно, под сарколемму, арестовываются в фазе G0 клеточного цикла и не способны пролиферировать 1,2.

Скелетные мышцы имеют своеобразную способность регенерировать после повреждения, достигая гомеостаза после нескольких событий ремоделирование тканей, которые тесно связаны друг с другом. После острого повреждения или травмы, дегенерации индуцируется, с последующим процессам регенерациикоторые включают различные клеточные популяции, в том числе постоянного населения мышечных клеток, сателлитные клетки (SCS). Действительно, при отсутствии каких - либо внешних стимулов, сателлитные клетки находятся в состоянии покоя и расположены в специализированной нише между сарколеммой и базальной пластинки 3,4. После травмы или болезни, ГКС активизируются, пролиферируют, мигрируют в поврежденные участки, и в конечном итоге дифференцироваться, давая начало формирующихся миофибрилл 5. Активированные Стволовые установить перекрестные помехи с различных клеточных популяций, в основном воспалительные клетки, которые набираются в месте травмы 6-8. Это наводок позволяет клеткам следовать регулируемую парадигму , с помощью которых молекулярные сигналов возбуждения структурных изменений, в конечном итоге приводит к гомеостаза 9. Кроме того, ГКС, воспалительных и интерстициальных клеток, кровеносных сосудов процессов, а также повторно иннервации событий также участвуют, действуя согласованно, чтобы исправить это высокоорганизованная и SСтруктура специализированном.

Существует большой интерес к изучению различных аспектов скелетной мышечной регенерации, не только понять физиологию мышцы, но и улучшить терапевтические стратегии, которые требуют более глубокого знания всего процесса. Несколько экспериментальных подходов в настоящее время доступны для изучения личности и функции различных клеточных популяций, сигнальных путей и молекулярных механизмов, участвующих. Мышиные модели острого повреждения представляют собой мощный инструмент для исследования многих аспектов этого процесса. Различные часто используемые методы , чтобы вызвать острое повреждение мышц позволяют исследователям следить за процессом регенерации в естественных условиях, от самых ранних этапов до конца процесса. Этот протокол описывает шаги из внутримышечной инъекции змеиного яда-производного cardiotoxin (CTX), который вызывает миолиза и запускает процесс регенерации, вплоть до анализа образцов ткани. После CTX инъекции, милиCE может быть принесена в жертву в различные моменты времени в зависимости от экспериментальных условий, а скелетные мышцы могут быть разрезаны и обработаны для дальнейшего анализа. Наконец, мы опишем протокол окрашивания срезов тканей для выполнения морфологических наблюдений и основные количественные анализы. Этот протокол позволяет для исследования острой скелетной мышечной регенерации в естественных условиях в высокой воспроизводимостью 10.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Все эксперименты проводились в строгом соответствии с руководящими принципами для институциональных исследований на животных и одобрены Департаментом здравоохранения, охраны здоровья животных, питания и продовольственной безопасности итальянского Министерства здравоохранения в соответствии с законом о экспериментов на животных. Шейки процедуры дислокационные могут варьироваться в зависимости от одного учреждения к другому на основе IACUC или ее эквивалента требований.

1. Cardiotoxin инъекция в мышцы передней большеберцовой

  1. Подготовьте 10 мкМ рабочий раствор cardiotoxin (CTX) путем разбавления cardiotoxin маточного раствора в стерильном забуференном фосфатом физиологическом растворе (PBS), или в воде, перед началом процедуры.
    Примечание: СТХ растворим в воде при концентрации 1 мг / мл. Приготовьте 70 мкМ исходного раствора. Алиготе и хранить при температуре -20 ° C. СТХ используется для этого протокола представляет собой смесь cardiotoxins, имеющих молекулярную массу приблизительно 7000 Да.
    ВНИМАНИЕ: Предлагается носитьдвойные перчатки, маска, гигиена и защитные очки (в качестве альтернативы защитные очки, рекомендуется работать под капотом) и быть очень осторожным, чтобы избежать любого контакта с раствором, даже если разводили.
  2. Обезболить мышей путем внутрибрюшинной инъекции кетамина и ксилазина (80 мг / кг и 10 мг / кг массы тела), или из другого одобренного имеющегося анестетика.
  3. С помощью мыши лицевой стороной вверх, опрыскивать задние конечности с 70% -ным этанолом. Чтобы визуализировать точное местоположение передней большеберцовой (TA) мышцы, с помощью скальпеля, вырезать волосы прочь на передней части голени, под коленом.
    Примечание: Эта мышца TA возникает из проксимального тела большеберцовой кости, спускаясь сбоку от кости и заканчивая лодыжкой. Его длинная сухожилие проходит в ногу через лодыжку (см рисунок 1А).
  4. Draw ~ 100 мкл раствора в шприц, потянув поршень назад медленно.
  5. Удалите пузырьки воздуха, держа шприц вертикально (с иглой вверх). Осторожно потяните поршень вниз и нажмите на сторону шприца, чтобы помочь пузырьки воздуха, прикрепленные к внутренней части трубы приходят вверх. Медленно нажмите на поршень, чтобы высвободить большие воздушные пузырьки. Несколько капель жидкости выйдет иглу. На данный момент, убедитесь, чтобы забрать жидкость снова в трубу, а не разгонять, учитывая токсичность cardiotoxin.
  6. Вывод раствор в шприц, пока желаемая доза не будет достигнута. Вводят 20 мкл раствора CTX для каждой мышцы TA.
  7. Вставьте иглу в центре ТП, следуя позиции Tibia кости в качестве руководства, из сухожилия в направлении колена. Поскольку ТП представляет собой тонкую ткань, выполняют инъекцию , не вдаваясь слишком глубоко (вставить иглу глубоко 2/3 мм, при приблизительно 10 ° до 20 °) угол, и избежать выхода за пределы самого (рис 1А) мышцы.
  8. Не вынимайте иглу сразу после инъекции, но не менее 2 - 3 сек, чтобы предотвратить утечкувозраст CTX падает из мышцы.
  9. После процедуры поместить клетку на подогретую тарелку (при 37 ° С) до тех пор, пока у мышей бодрствуем, так как анестезирующего средства и этанол использовали снижения температуры тела.

2. Изоляция передней большеберцовой

Примечание: Мышцы могут быть выделены в различные моменты времени после инъекции cardiotoxin в соответствии с экспериментальным требованиям.

  1. Жертвоприношение мышь путем смещения шейных позвонков.
  2. Спрей задних конечностей с 70% -ным этанолом. Во время процедуры животное может быть прикреплена к опоре, чтобы держать его вниз.
  3. Порезать кожу на уровне проксимального сухожилия (выше стопы), вставьте один из лезвий ножниц под кожей, и разрезают кожу вверх, в направлении колена. С помощью щипцов, подтянуть кожу и обнажить мышцы полностью. Осторожно снимите кожу и волосы от области интереса.
  4. Устранить фасции медленно щипать или резки (с гов-кончике пинцета или с мелкими микро анатомические ножницы) крайнюю периферию мышцы на противоположной стороне большеберцовой кости (рис 1б). После того, как сломана, аккуратно удалите облицовку с помощью тонких наконечников пинцета; Во избежание повреждения основные мышцы.
    Примечание: Как и в случае других мышц и органов, ТП покрыта фасцией (глубокой фасции голени), тонкий лист соединительной ткани , которая лежит глубоко под кожей , и который должен быть удален , чтобы легко изолировать основные мышцы.
  5. Визуализируйте дистального TA сухожилие и сухожилие разгибателя выше стопы, которые смежное. Сухожилие разгибатель большого пальца (EDL) мышце расположена чуть ниже сухожилие TA. Сухожилиями взрослых мышей видны невооруженным глазом.
  6. Удалите мышцы TA следующую одну из двух следующих методов:
    1. Отрезать обе жилы с мелким микро рассекает ножницы и тянуть их к ближней стороне, Holdinг сухожилия с пинцетом. Разделяют два сухожилия, потянув их мягко в противоположных направлениях, чтобы отделить мышцы.
    2. С помощью тонких наконечников пинцета, отделить дистального TA сухожилие от разгибатель сухожилия, пропуская кончик ниже самого сухожилия (рис 1C, верхняя картинка). Аккуратно вставьте пинцет ниже ТА , чтобы отделить его от основных мышц (рис 1C, нижний рисунок).
    3. Удерживая пинцет под мышцу , чтобы держать его слегка приподняты, перерезал сухожилие TA, и осторожно потяните ее вверх , пока только область ниже колена прилагается (рис 1D, показано на рисунке слева). Вырезать TA ниже колена, после края мышцы с ножницами (рис 1D, фото справа).
      Примечание: Если мышца остается слегка прикреплены к бокам, с помощью тонкой микро рассекает ножницы , чтобы помочь отделить его.
      Примечание: Если пинцет не легко помещается ниже ТА,возможно , что фасция не была полностью удалена, и она все еще может быть видна на верхней части мышцы. В этом случае полностью удалить фасцию , прежде чем продолжить.

3. Свежезамороженная Мышцы Техника

  1. Поместите небольшое количество трагакант или аналогичного клеевой замораживании соединения (например, оптимальная температуры резания (ОКТ) соединения) на срез пробки. Добавьте ломтик в пробку на обратной стороне перед замораживанием, в случае необходимости (рис 2А).
  2. Для того чтобы получить поперечные срезы мышцы, тонут ТА в трагакант, вставив дистального сухожилие и оставив примерно 3/4 мышцы снаружи, убедившись , что есть мышцы в перпендикулярном положении по отношению к пробке (рис 2А).
  3. Заполните алюминиевую банку (в качестве альтернативы, металлическая чаша или стеклянный стакан), с изопентана. Приостановка банку изопентана в содержащей отмера жидкос Дьюараd азота, не позволяя жидкий азот, чтобы войти в банку.
    Примечание: изопентан необходимо достичь нужной температуры (от -150 до -160 ° C) для оптимального замораживания ткани. Правильная температура достигается, когда некоторые белые твердые частицы образуют в нижней части банки и изопентана становится слегка вязкая.
    Примечание: Не замораживать образец до образования твердых частиц, так как это может привести к замораживанию артефактов. С другой стороны, если изопентана становится полностью твердым, оставьте его при комнатной температуре до тех пор, пока не будет оттаивают, убедившись, что некоторые белые частицы все еще присутствуют.
  4. Использование Mixter щипцов, быстро окунуть пробку мышцы в изопентан, держа мышцы расположены вниз, и убедитесь в том, чтобы освободить пробку, когда он полностью погружен в жидкость. Таким образом, в то время как образец плавает, только обратная сторона пробки должна быть видна в жидкости.
  5. Оставьте саmple в изопентана в течение 1 мин.
  6. Использование Mixter пинцетом (или аналогичных пинцетом), возьмите мышцы и погрузить его в жидкий азот в течение по крайней мере 2 мин.
  7. Оберните образцы индивидуально в меченого алюминиевой фольги и сразу же поместить их в сухом льду (-70 ° C), или непосредственно хранить их в -80 ° C морозильнике.
    Примечание: На протяжении всей процедуры, от шагов 3.4 до 3.7, крайне важно для поддержания нужной температуры и предотвратить образцы таянии (например, во время передачи в -80 ° C морозильнике.). Возрастающие температуры приводит к неконтролируемому оттаиванием и повторным замерзанием водных микрокристаллов, которые присутствуют в тканях и в конечном итоге приводит к образованию артефактов, или разрушение мышечных волокон (визуализируется на участках ткани в виде больших белых дыр в центре волокна).

4. криостат секционирования мерзлых Мышцы

  1. Установите камеру криостата температуры ТO от -20 до -22 ° C.
  2. Поместите образец окурок, лезвие и образца в камере криостата, что позволяет им уравновешиваться в течение не менее 30 мин.
  3. Поместите небольшое количество замерзающей соединения (например, соединение) Октябре на образец заглушкой и погрузить пробку образца перед морозильных соединения затвердевает. В то же время, поместите лезвие в держателе лезвий.
  4. Совместите образец и лезвие с помощью прилагаемых винта , чтобы ориентировать держатель образца с держателем ножа (Рисунок 2B).
  5. Установить толщину профиля до 10 мкм. Продолжайте, чтобы разрезать ткань. При каждом повороте приводного колеса, держатель образца продвигает контролируемое расстояние в сторону ножа.
  6. Поместите секции на поляризованном слайде ( от 8 до 10 раздела на слайд) (рис 2С).
  7. После секционирования, хранить слайды при температуре -80 ° C.
    Примечание: Образец можно хранить в морозильной камере C -80 ° и повторно использовать для furtheг секционирования, при правильном обращении и хранении.

5. гистологического Окрашивание (гематоксилином и эозином Пятна)

Примечание: Несколько гистологические пятна могут быть выполнены на участках мышц в соответствии с анализом. Рутинная гистологическое пятно для морфологического и морфометрического анализа является гематоксилином и эозином (H & E) bichromic пятно. Гематоксилин окрашивает ядер глубокий фиолетовый. Ядерное окрашивание контрастному эозином (розовый / красный), который окрашивает эозинофильные структуры, такие, как миофибрилл в цитоплазме.

  1. Полностью воздушно-сухие замороженные слайды с разделами в течение 10 - 15 мин при комнатной температуре, подать слайдов в окрашивании лоток и поставить лоток в окрашивании корыта.
  2. Окрашивают в течение 1 мин с гематоксилином.
  3. Положите окрашивания корыто под довольно слабой струей водопроводной воды в течение 10 мин, чтобы смыть гематоксилином.
  4. Погрузите слайды в течение 5 мин в 95% этаноле, если будет использоваться спиртовой раствор эозина (пропустить тего шаг в случае водного раствора эозина).
  5. Проводят контрастное в течение 1 мин с эозином раствором.
  6. Промыть водой для устранения чрезмерного раствора эозин.
    Примечание: Оптимальные сроки окрашивания либо с гематоксилином или эозином должны быть определены для каждой новой партии.
  7. Дегидрировать образцов в серии градуированных этанола: 50% и 70% (несколько секунд каждый). Быстро погружают в 95% этаноле, а затем 2 изменений в 100% этанола, 5 мин каждый.
  8. Ясно в 2 смены ксилола, каждые 5 минут или дольше. Этот шаг должен выполняться в соответствии с химическим капотом.
  9. Установите слайды с ксилолом на основе монтажной среды, применяя несколько капель монтажа среды на слайде и покрытие с покровным. Установочная среда также может быть применен к покровным и покровным положить на слайде.
    1. Избегайте образования пузырьков воздуха между предметным и покровным. Для удаления пузырьков воздуха, держать скольжение по вертикали (после монтажа) и выжмите избыток мохота среда и пузырьки воздуха, осторожно нажимая на покровное с тупыми щипцами (или подобным тупым инструментом).
  10. Храните слайды под капотом в течение нескольких часов или на ночь, чтобы позволить ксилол полностью испариться, прежде чем перейти к анализу.
  11. Выполните морфологического и морфометрического анализа H & E-окрашенных регенерирующих участков мышц с использованием неперекрывающихся последовательных изображений, по меньшей мере, одного целого раздела мышц на мышь. Захват изображений с ярко-поле микроскопа с 20-кратным увеличением.
    Примечание: Минимальное количество 5 мышей рекомендуется для получения статистической значимости результатов измерений.
    Примечание: программное обеспечение для анализа изображений доступен для этой цели, такие как бесплатно скачать программное обеспечение ImageJ (http://imagej.nih.gov/ij/).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Н & Е окрашивание позволяет для оценки морфологии процесса регенерации в определенные моменты времени в течение скелетной мышечной регенерации. Рисунок 3 показывает анализ течения времени проводили на поврежденных мышц TA мышей дикого типа. Мышцы были изолированы на 3, 7, 15, и через 30 дней после инъекции CTX, а схематизирована на фигуре 3А. Типичные фотографии H & E-окрашенных поперечных срезов показывают динамику скелетных восстановления мышц с течением времени (рис 3B-E). На 3 -й день после травмы, структурная архитектура мышцы полностью разрушен, и оба выродилась мышечные волокна (некротической зоны) и мононуклеарные клетки хорошо видны (рис 3B). Эта гетерогенная группа клеток в основном состоит из переходных усилительной сателлитных клеток (миобластов), воспалительные клетки , завербованных из крови 11, и интерстициальный и эндотелиальных клеток , которые партиCIPATE в процессе регенерации, который запускается на месте повреждения. В этом контексте, новые регенерирующие миофибриллы образуются путем слияния и дифференцировки миобластов. Главной особенностью области регенеративной является наличие небольших базофильных миофибрилл с центрально расположенными ядрами и темно-окрашенных цитоплазмы (рис 3C). На данном этапе, воспаление все еще видно, хотя она постепенно уменьшается. Размер регенерирующих миофибрилл увеличивается с течением времени, что приводит к эозинофильных регенерируют миофибрилл характеризуется центрально расположенными ядрами (рис 3D, E). Регенерированной миофибриллы видны на более поздних стадиях регенерации и до конца процесса. Здоровые миофибриллы появляются высокоорганизованной и близко друг к другу, с розовой цитоплазмой и с ядрами, размещенных на периферии волокон, под сарколеммы. Эти миофибриллы обычно присутствуют далеко от места CTX инъекции и травмы, и они более редкиеLY представляют собой области, где регенерация окончательно завершена. В самом деле, регенерированных волокон характеризуются наличием центрально расположенных ядер, которые перемещаются на периферию лишь через несколько месяцев после травмы.

Цифровые изображения окрашенных участков мышечных захватываются путем добавления масштабной линейки для пространственной калибровки, которая необходима для точного измерения областей, представляющих интерес, выделяя контуры заинтересованных областей. Измерение площади мышечное волокно поперечного сечения (CSA) представляет собой надежный анализ морфометрических, который широко используется для количественного определения различий в регенерации тенденции между различными группами мышей. Такой анализ требует измерения областей централизованно ядросодержащих миофибрилл, в том числе, по меньшей мере 500 и до 1000 волокон на участке. И среднее регенерирующим и регенерируется зоны мышечное волокно и гауссово распределение этих областей являются индикаторами прока регенерацииESS. Увеличение мышечное волокно CSA обычно ассоциируется с улучшенным и / или ускоренного регенеративного ответа. Напротив, отказ надлежащей регенерации связано с уменьшением CSA. Здесь мы сообщали анализ мышечное волокно CSA, указаны в качестве как в среднем (рис 3F) и распределение (рис 3G) в мышечное волокно CSA в различные моменты времени. Основные моменты анализа, как распределение областей мышечное волокно изменяется с течением времени, и как смещается в сторону больших CSA размера волокон как процесс регенерации продолжается.

Рисунок 1
Рисунок 1. внутримышечной инъекции и выделение большеберцовой мышцы. А. внутримышечной инъекции cardiotoxin в мышцах передней большеберцовой. B. Удаление мышечной фасции. Белая стрелка указывает на тонкие наконечниками пинцета, которые зажимают мышцы, чтобы удалить тысе фасции. C. Верхняя картинка показывает анатомическое положение дистального TA сухожилие. Нижняя картина показывает, как поднять TA и удалить его, избегая при этом повреждения мышц. D. Левая картина: TA снимается, потянув дистального сухожилие вверх. Белая стрелка указывает дистальный EDL сухожилия. Правая картинка: удерживая сухожилие с пинцетом, верхний край TA отрезан ниже колена. Белая стрелка указывает на место резки. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

фигура 2
Рисунок 2. Свежий Замораживание мышц и криостат секционирования мерзлых мышцам. А. Методика включения свежей мышечной в трагаканта. Мышца ТА погружена в десну от сухожилие, при этом около 3/4 снаружи иподдерживается в перпендикулярном положении по отношению к пробке. B. Представитель изображения процедуры для криостата секционирования. Пробка помещается в небольшом количестве замораживании соединения на образец заглушкой. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 3
Рисунок 3. Анализ временных Курс скелетных мышц регенерации. А. Экспериментальная схема острой скелетной мышечной травмы. BE. Типичные картины гематоксилином и эозином окрашенных секций cardiotoxin (CTX) -обработанной мышцы в указанные дни после травмы. B. Черная сплошная линия (на левой части рисунка), замыкает пару некротических волокон, вероятно, захвачена воспалительными клетками. Пунктирная линия (правая сторонакартины) отмечает площадь инфильтрации мононуклеарные клетки. С. Один незрелые мышечное волокно с центрально расположенной ядра обозначается черным кружком. DE. Большие регенерированные эозинофильные миофибриллы, с центрально расположенными ядрами отмечены черными кружками. Шкала баров составляет 100 мм. F. Средняя центрально - ядросодержащих значений размера мышечное волокно в секциях TA мышц. Значения представляют собой среднее ± SEM, 5 мышей / группа. Г. мышечное волокно в поперечном сечении распределения площади (CSA) в 6, 15 и 30 дней после инъекции CTX. Значения представляют собой среднее ± SEM, 5 мышей / группа. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Здесь мы опишем протокол , чтобы вызвать острое поражение в скелетных мышцах (например, внутримышечной инъекции CTX). Он широко используется в качестве мощного инструмента для изучения динамики скелетной мышечной регенерации в естественных условиях. СТХ инъекция индуцирует дегенерацию мышечных волокон, что вызвано деполяризацию сарколеммы и сжатие волокон 12, и запускает каскад событий , что приводит к мышечной регенерации. Скелетные мышцы рассекают в желаемых временных точках после инъекции и травмы, в соответствии с экспериментальными требованиями, и используется для последующего гистологического анализа. Рассеченные мышцы могут быть либо заморожены, после включения в крио-защищающее средств массовой информации, или включен в парафин. Тем не менее, эти процедуры требуют стадию предварительной фиксации с параформальдегидом, который может генерировать артефакты и могут в конечном счете повлиять на последующий анализ. Замораживание ткани непосредственно может предотвратить эту проблему. Следует отметить, что многиеПервичные антитела работают исключительно или более эффективно на свежих замороженных срезах мышц 13, что делает эту процедуру более надежным. Морфометрическое обычно проводится анализ на курсе экспериментов времени, которые позволяют для оценки различий в процессах регенерации между группами мышей с того же возраста и с определенными генетическими мутациями и / или фармакологических методов лечения. Хотя протокол СТХ-индуцированного повреждения является высокой воспроизводимостью по себе, возможное ограничение связано с оператором-зависимой изменчивости CTX инъекции. Чтобы преодолеть это ограничение, то предпочтительно, чтобы весь эксперимент с временным ходом выполняется одним и тем же оператором.

Степень регенерации мышц может быть определена количественно как процент от здоровых волокон, некротических областей и воспаления, а также регенерирующее и регенерированных областей по всей площади. Тем не менее, этот подход в основном используется при изучении событий хронического повреждения, такие как в дистрофических MDX миCE, а не на моделях острого повреждения. Действительно, в то время как дистрофические мышцы характеризуются асинхронными событиями дегенерации и регенерации, острое повреждение следует четко определенных и опосредованный событий. Одним из недостатков этих анализов, которые требуют эмпирической идентификации морфологических признаков, описанных выше, является то, что они не являются полностью объективными. Для поддержки экспериментальных выводов, морфологический анализ всегда должен быть дополнен с возможностью дальнейшего анализа, такие как иммунофлуоресцентного анализа конкретных молекулярных маркеров, поддержать экспериментальные выводы. По этой причине предпочтительно использовать параллельный анализ, чтобы однозначно интерпретировать результаты. Например, регенерирующие миофибриллы положительно окрашивали для эмбриональных тяжелой цепи миозина (eMyHC), что выражается конкретно во вновь образованных мышечных волокон. Таким образом, определение количества eMyHC-окрашенными миофибрилл может быть выполнена бок о бок с морфологическим анализом.

Анализ CSA является более надежным количественным определением и может быть выполнена либо на H & E-окрашенных срезов или на мышечных срезах, окрашенных с ламинин, знаменующий край мышечных волокон; Количественное осуществляется с использованием соответствующих макросы ImageJ, как описано выше. В обоих случаях, всегда необходимо сначала оценить качество секций и исключить участки ткани, которые появляются деформированные или скручена.

Помимо морфологических анализов тканей, Н & Е-окрашенные срезы предусмотрена возможность идентификации других конкретных функций, таких, как наличие фиброза и / или жировой ткани. В самом деле, фиброзом происходит от чрезмерного накопления внеклеточного матрикса , который происходит , если регенерация нарушается или при хронических заболеваниях 14. Действительно, накопление внеклеточного матрикса видна в виде бледно-материала, осажденного между регенерированных миофибрилл в H & E-гистологического окрашивания. Несколько раундов CTX инъекции могут быть использованы то мимических хроническое заболевание, при котором мышечные волокна подвергаются волны дегенерации и регенерации и рубцовой ткани накапливается аберрантно. Тем не менее, более надежные протоколы доступны для индукции мышечной фиброзом 15, и специфические гистологические окрашивание могут быть выполнены , чтобы определить и количественно оценить эти структуры, такие как трехцветный или Сириус Красное окрашивание Массона. Формирование жировой ткани отчетливо видна в H & E-окрашенные срезы в виде округлых белых структур между миофибрилл, придавая важное указание на наличие жировой ткани, которая количественно масляным красным окрашиванием. И, наконец, скелетные секции мышцы, полученные в соответствии с протоколом, описанным можно использовать для выполнения анализа иммунофлуоресценции с использованием специфических антител и протоколов.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Cardiotoxin from Naja mossambica mossambica SIGMA ALDRICH C9759
Syringe For Insulin BD Micro-Fine+ Needle 30 G x 8 mm - Da 0.3 mL BD 324826
Tragacanth Gum MP BIOMEDICALS,LLC 104792
2-Methylbutane (Isopentane) SIGMA ALDRICH 78-78-4.
OCT Killik Solution For Inclusion Cryostat Bio-optica  05-9801
Feather Microtome Blade S35 Bio-optica  01-S35
Glass Slide Superfrost Plus Menzel-Gläser 09-OPLUS
Dumon #5 Mirror Finish Forceps  2BIOLOGICAL INSTRUMENTS 11251-23
Scissors Straight Sharp/Sharp 2BIOLOGICAL INSTRUMENTS 15024-10
Scissors Noyes Straight 2BIOLOGICAL INSTRUMENTS 15012-12
Fine Iris Scissors Straight Sharp/Sharp 10.5 cm 2BIOLOGICAL INSTRUMENTS 14094-11
Eukitt Bio-optica 09-00100
Slide Coverslip BIOSIGMA VBS651
Xylene SIGMA ALDRICH 214736
Ethanol 100% sigma-Aldrich 02860-2.5L
Hematoxyline J.T. BAKER 3873
Eosin SIGMA ALDRICH HT110116
Cryostat LEICA CM3050 S

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Morgan, J. E., Partridge, T. A. Muscle satellite cells. Int J Biochem Cell Biol. 35, (8), 1151-1156 (2003).
  2. Roca, I., Requena, J., Edel, M. J., Alvarez-Palomo, A. B. Myogenic Precursors from iPS Cells for Skeletal Muscle Cell Replacement Therapy. J Clin Med. 4, (2), 243-259 (2015).
  3. Cheung, T. H., Rando, T. A. Molecular regulation of stem cell quiescence. Nat Rev Mol Cell Biol. 14, (6), 329-340 (2013).
  4. Dumont, N. A., Wang, Y. X., Rudnicki, M. A. Intrinsic and extrinsic mechanisms regulating satellite cell function. Development. 142, (9), 1572-1581 (2015).
  5. Hawke, T. J., Garry, D. J. Myogenic satellite cells: physiology to molecular biology. J Appl Physiol. 91, (1985), 534-551 (1985).
  6. Saclier, M., et al. Differentially activated macrophages orchestrate myogenic precursor cell fate during human skeletal muscle regeneration. Stem Cells. 31, (2), 384-396 (2013).
  7. Pillon, N. J., Bilan, P. J., Fink, L. N., Klip, A. Cross-talk between skeletal muscle and immune cells: muscle-derived mediators and metabolic implications. Am J Physiol Endocrinol Metab. 304, (5), E453-E465 (2013).
  8. Bentzinger, C. F., Wang, Y. X., Dumont, N. A., Rudnicki, M. A. Cellular dynamics in the muscle satellite cell niche. EMBO Rep. 14, (12), 1062-1072 (2013).
  9. Costamagna, D., Costelli, P., Sampaolesi, M., Penna, F. Role of Inflammation in Muscle Homeostasis and Myogenesis. Mediators Inflamm. 2015, (2015).
  10. Charge, S. B., Rudnicki, M. A. Cellular and molecular regulation of muscle regeneration. Physiol Rev. 84, (1), 209-238 (2004).
  11. Arnold, L., et al. Inflammatory monocytes recruited after skeletal muscle injury switch into antiinflammatory macrophages to support myogenesis. J Exp Med. 204, (5), 1057-1069 (2007).
  12. Chang, C. C., Chuang, S. T., Lee, C. Y., Wei, J. W. Role of cardiotoxin and phospholipase A in the blockade of nerve conduction and depolarization of skeletal muscle induced by cobra venom. Br J Pharmacol. 44, (4), 752-764 (1972).
  13. Meng, H., et al. Tissue triage and freezing for models of skeletal muscle disease. J Vis Exp. (89), (2014).
  14. Mann, C. J., et al. Aberrant repair and fibrosis development in skeletal muscle. Skelet Muscle. 1, (1), (2011).
  15. Pessina, P., et al. Novel and optimized strategies for inducing fibrosis in vivo: focus on Duchenne Muscular Dystrophy. Skelet Muscle. 4, (1), 7 (2014).
Индукция Острый скелетных мышц регенерации путем инъекций Cardiotoxin
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Guardiola, O., Andolfi, G., Tirone, M., Iavarone, F., Brunelli, S., Minchiotti, G. Induction of Acute Skeletal Muscle Regeneration by Cardiotoxin Injection. J. Vis. Exp. (119), e54515, doi:10.3791/54515 (2017).More

Guardiola, O., Andolfi, G., Tirone, M., Iavarone, F., Brunelli, S., Minchiotti, G. Induction of Acute Skeletal Muscle Regeneration by Cardiotoxin Injection. J. Vis. Exp. (119), e54515, doi:10.3791/54515 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter