Abstract
경영 환경 변화는 토양의 영양과 탄소 순환을 변경할 수 있습니다. 토양 불안정한 유기 탄소, 용이 분해 C 풀, 교란에 매우 민감하다. 또한 영양소 사이클링 근본적인 토양 미생물에 대한 기본 기판이다. 때문에 이러한 특성으로, 불안정한 유기 탄소 (LOC)은 토양 건강의 지표 매개 변수로 확인되었습니다. LOC의 회전율을 정량화하면 토양 영양 순환 과정의 변화를 이해 돕는다. 순차 훈증 배양 방법은 토양 LOC 및 잠재적 C 전환율을 측정하기 위해 개발되었다. 상기 방법은 토양 시료 훈증 및 훈증 인큐베이션 사이클 일련 통해 10 일간 배양 기간 CO 2 -C 호흡 정량화 필요. 불안정한 유기 탄소 (C)와 잠재적 인 C 회전율은 음의 지수 모델과 축적 된 CO 2에서 추정된다. 이 방법을 수행하기위한 절차에 대해 설명하다디.
Introduction
때문에 탄소 (C)와 영양 순환 및 토양 변화에 감도에서의 중요한 역할, 토양 LOC는 토양 유기물 품질의 지표로 측정하는 중요한 매개 변수입니다. 큰 정도 숲과 agroecosystems은 영양소의 소스로 토양 유기물에서 영양분의 광물에 따라 달라집니다. 관리 활동은 영양 공급 한 변화의 결과로, 토양의 유기 탄소 (C)의 풀 크기와 이직률을 변경할 수 있습니다. 토양 유기 탄소 (C)는 몇 년 2,3,4에 몇 주에서 이직률이 분해성 수천 년의 이직률이 C, 및 LOC의 두 가지 주요 분수로 구성되어 있습니다. 토양 불안정한 C는 식물 쓰레기 1,4,5에서 미생물 바이오 매스 C, 저 분자량 화합물 (아미노산, 단순 탄수화물) 식물 rhizodeposition에서, 분해 부산물 및 침출수로 쉽게 분해 기판으로 구성되어 있습니다. 토양 불안정한 C 용이 분해성 때문입니다방해 또는 토양 6 변경 관리 관행과 자연 현상에 매우 민감. 토양 불안정한 C는 유기 물질 (7)의 분해 토양 미생물의 주 에너지 원으로 기능한다. 토양 유기 탄소 (C) 8의 안정적인 형태보다 더 큰 정도 등, LOC에 미치는 영향 영양 순환으로. 토양 미생물은 LOC 9,10,11의 프라이밍 효과에 의해 촉진 분해성 토양 유기물의 분해시 발생하는 종속 영양 호흡의 대부분에 대한 책임이 있습니다. 토양 유기 탄소 (C)가 약 두 배 대기 C (11)이기 때문에 호흡 글로벌 C 사이클에 상당한 역할을한다.
육상 생태계의 중요성으로 인해, 여러 가지 방법이 토양 LOC를 추정하기 위해 개발되었다. 물리적, 화학적, 생화학 적 :이 방법은 일반적으로 세 가지 분류로 묘사 될 수있다. 농도계 분리 방법은 물리적 메트있다무겁거나 가벼운 분수로 또는 일반 및 미세 입자 유기 탄소 (C) 12,13,14,15로 토양의 유기 탄소 (C)를 분리 구성 ODS. 분리 방법은 수행하기가 비교적 용이하지만, 종종 그렇지 이들 분획 토양 유형 미네랄 조성물, 식물 재료의 크기와 밀도 및 토양 집합체 일관성 (13, 15)에 따라 변화하기 때문에 일관성있는 결과를 생성한다. 분리 방법은 LOC 약 15 만 정량적 인 정보를 생산하고 있습니다.
여러 가지 화학적 방법은 LOC 추정 사용할 수 있습니다. 유기 탄소 수용액으로 추출을 수행하기가 비교적 용이하고, 상기 방법은 종종 쉽게 재현 가능한 결과를 제공한다. 그러나 이러한 추출 미생물 15 수 기판의 전체 스펙트럼을 포함하지 않습니다. 토양 유기 C의 화학적 분류에 대한 여러 가지 산화 방법이 개발되었다. 산화법은 양과 불안정한 유기 C의 품질 특성의 이점을 가지고일부 방법은 유해 화학 물질과 작업을 필요로 및 결과 (15)의 재현성 방법 중 변동성이 있지만. 산 가수 분해 추출법 양과 LOC의 품질을 측정 할 수있는 화학적 분류 절차의 다른 형태이지만,이 방법의 결과는 그 생물학적 특성 (13, 15)의 해석을 용이하게하지 않는다.
토양 LOC 해석의 생화학 적 방법이 개발되었다. CO 2 호흡 분석에서 미생물에 의해 방출으로 불안정한 유기 C가 측정 될 수있다. 이러한 분석은 진정한 mineralizable 유기물의 추정을 제공하지만, 일반적으로는 가장 불안정한 화합물은하기 검정법 중 15 광물이다. 훈증-배양 (16) 및 훈증 추출 (17)에 의해 측정 된 토양 미생물 바이오 매스 C는 LOC에 대한 추론을 개발하는 데 사용되었습니다. 그러나 이러한 절차는 미생물 바이오 매스보다는 LO에서 C의 추정치를 제공C. 두 훈증 절차 미생물 생물량 C를 결정하는 비 훈증 토양의 값의 감산을 포함하지만, 값이 비 훈증 토양 감산없이 수득 제안 미생물 바이오 매스 (18)에 더하여 C의 불안정한 유기 부분의 측정치를 제공 한 .
LOC를 측정하기위한 순차 훈증-배양 (SFI) 프로 시저 (13)는 토양 미생물 바이오 매스 C 측정을위한 훈증-배양 과정 (16)에서 적응 생화학 적 방법이다. SFI 방법은 LOC를 추정하는 다른 방법에 대해 몇 가지 장점을 갖는다. 방법에 대한 개념적 기초 LOC는 미생물의 성장을 지배하는 미생물 분해 C이며, 그 LOC 물리적 접근 및 토양 미생물에 의해 화학적으로 분해 것입니다. 전계 조건에서 미생물의 성장은 일반적으로 탄소 가용성 영양소 가용성 가능한 공극 공간 및 / 또는 포식에 의해 제한된다. 이러한 요소는 거의 elimi 있습니다미생물 성장에 방해받지 않고 조건을 만들어, 훈증에 의해 신도. 어떤 영양분이 방법의 배양 기간 동안 제거되지 않습니다. 여러 훈증 및 배양주기의 과정을 통해, 미생물 성장은 C의 양과 질 (불안정성) (13)에 의해 제한된다. 배양 사이클 동안 축적 된 CO 2 호흡은 단순한 음의 지수 모델 11,13,19와 LOC를 추정하는 데 사용됩니다. SFI 방법 동시에 농도 LOC (11)의 전위 회전율을 추정 대부분 LOC 방법을 통해 장점을 가지고 있으므로 잠재적 C 회전율 또한, 지수 모델의 기울기로부터 유도 될 수있다. 이러한 14 C 등의 추적자 (13)를 사용하는 경우 다른 방법의 경우, LOC의 잠재적 인 이직률에 대한 정보는 확인 할 수 있습니다. SFI 방법 따라서 LOC 및 잠재적 회전율 모두의 측정을 획득하기위한 상대적으로 간단하고 저렴한 기술이다.
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Protocol
1. 단위 (20) 실험 지역 내에서 실험 내에서 약관의 샘플 대표를 얻기 위해 토양을 수집
- 같은 질감, 부피 밀도, 산도, 유기 수평선 깊이, 및 / 또는 영양소 농도를 포함하여 경사와 토양 특성과 같은 사이트 속성의 차이를 확인합니다. 플롯 내의 식생 유형의 차이를 확인합니다. 사이트 속성이 미리 지정된 상대 오차를 달성하는 데 필요한 샘플의 수를 추정하기 위해 변동 계수의 알려진 또는 게시 된 추정치를 사용합니다.
- 현장 실험 장치 상태에 기초하여 패턴의 오거 또는 다른 수집 장치를 사용하여 토양 샘플.
- 균일 한 조건은 각 실험 장치 내에서 무작위 표본 추출 패턴을 사용합니다.
- 실험 단위 내에서 또는 지그재그 패턴으로 완전히 임의의 위치 중 하나에서 샘플 포인트를 할당합니다.
- 각각의 임의의 지점에서 또는 지그재그 두둑에 할당 된 지점에서 샘플 토양엔. 토양 시료를 발굴 오거 또는 다른 수집 장치를 사용하기 전에 무기 토양의 표면으로부터 유기물을 따로 브러시.
참고 : SFI 방법은 오아에서 13 아래 토양 지평을 사용하여 개발되었다. OA에 상기 시야가 SFI 방법을 이용하여 시험 할 수있는 경우 추가 시험이 필요하다. - 하나의 용기에 실험 장치에서 수집 된 모든 샘플을 결합하고 물리적으로 실험 장치에 대한 복합 샘플을 만들기 위해 컨테이너 내에서 개별 샘플을 섞는다.
- 훨씬 더 일반적인 이종 조건은 각 실험 단위 내에서 체계적 샘플링 패턴을 사용합니다.
- 횡단면 내의 표본 점 간의 거리가 실험 장치 내에 다양성을 나타내는데 필요한 거리보다 작도록 각각의 실험 장치의 중앙의 횡단면을 따라 토양 샘플.
- 각각의 예에서 여러 횡단 따라 샘플 토양비교적 큰 실험 단위 또는 변동 여러 소스와 실험 단위 격자 패턴을 형성 perimental 장치.
- 하나의 용기에 각각의 횡단면을 따라 수집 된 모든 샘플을 결합하고 물리적으로 각 횡단면에 대한 복합 샘플을 만들기 위해 컨테이너 내에서 개별 샘플을 섞는다.
- 균일 한 조건은 각 실험 장치 내에서 무작위 표본 추출 패턴을 사용합니다.
2. SFI의 분석을 위해 토양을 준비
- 얼음 팩에 넣어 시료를 현장에서 수집 한 후 쿨러 즉시 가득합니다.
- 시설에 도착하면되는 샘플은 샘플 준비 및 SFI 절차가 수행 될 때까지 4 ℃에서 냉장 분석, 장소 샘플까지 저장할 수 있습니다.
- 6.4 mm X 6.4 mm 메쉬 체를 통해 체 토양 샘플. 샘플 사이의 오염을 방지하기 위해 각 샘플 사이에 물 메쉬를 청소합니다.
- 각 샘플의 경우, 세 개의 100g의 부 표본을 측정하고 250 ml의 비이커에 100g의 부 표본을 배치합니다. 커버 EAC파라 필름과 시간 비커와 25 ° C에서 10 일 동안 수조에 그들을 둡니다.
오븐 건조 무게의 측정 3. 테이크의 부 표본
- 토양 시료의 10 일간 예비 배양의 마지막에, 각각의 시료로부터 파라 필름을 제거한다.
- 알루미늄의 무게는 보트의 무게를 기록한다. 모든 샘플에서 토양 1 g을 보트의 무게를 놓습니다.
- 축축한 흙의 무게를 기록하고 보트의 무게.
- (가) 105 ° C의 오븐에서 토양 보트의 무게를 놓습니다. 샘플은 일반적으로 48 시간 이후의 기록 가중치 보트 토양 무게 인 항량에 도달 한 후.
- 촉촉하고 건조 토양 무게를 얻기 위해 무게 보트에서 습한 토양과 건조 토양의 촬영 무게에서 보트의 무게를 무게를 뺍니다. 습한 토양 중량 건조 토양의 무게를 나누어 습한 토양 비율 : 건조를 유도.
4. 훈증 토양 샘플
- (MOR 적어도 두개의 바닥에서 젖은 종이 타월을 놓고E는 자기 플레이트 10.5 L 유리 진공 데시 케이 터) 샘플의 수에 따라 필요할 수있다.
- 모든 샘플의 경우, 세 개의 분리 된 유리 병에 토양 30 g의 무게. 섹션 5에 설명 된 배양 용기 디자인을 사용하는 경우 40mm의 구멍에 맞도록 토양 40g을 보관 유지하는데 충분한 크기가 충분히 좁은 유리 병을 사용합니다.
- 라벨 테이프를 사용하여 각 30g의 토양 표본을 식별하는 경우 훈증 잉크를 저하하기 때문에, 연필을 사용합니다.
- 훈증을 실시하지 않습니다 진공 데시 케이 터에 진공 훈증 용 건조기 하나의 표본으로 각각의 토양 샘플에 대한 세 가지 30g의 서브 샘플의 두 놓습니다.
- 100㎖의 비이커에, 비커의 바닥을 덮을 돌 비등 층을 배치했다.
- 끓는 돌 층을 100 ㎖의 비이커에 에탄올없는 클로로포름 50 ㎖ (클로로포름)을 붓는다. 30 g을 흙으로 가득 데시 케이 터의 중심에 끓는 돌과 클로로포름과 100 ㎖ 비커를 놓고부 표본. 흄 후드에서이 단계를 실시한다.
- 흄 후드에서 토양 샘플 당 부 표본의 두 세트를 훈증하는 클로로포름을 끓여 진공을 사용합니다.
- 진공 튜브와 진공 건조기에 진공을 연결합니다. 진공을 시작하고 클로로포름이 비등하기 시작보세요.
- 공기가 데시 케이 터로 역류 할 수 있도록 데시 케이 터에서 진공 튜브를 30 초 동안 끓여 분리 클로로포름을 허용합니다. 이 단계는 토양 시료에 클로로포름 가스 진입을 촉진한다. 두 번 반복합니다.
- 이 2 분 동안 끓여 할 수 있도록, 클로로포름의 네 번째이자 마지막 종기를 수행합니다.
- 진공이 계속 실행으로 건조기 내에서 진공이 유지되도록, 진공 데시 케이 터에 시일을 닫는다. 진공을 끄고 데시 케이 터에서 진공 튜브를 분리합니다.
- 데시 케이 터에 덮개를 배치하고, 진공 마개를 밀봉하여, 비 샘플 소독을 포함하는 데시 케이 터를 밀봉. 피24 시간 동안 (예를 들면, 캐비닛 등) 어두운 영역에있는 데시 케이 터 (소독 및 비 소독을) 레이스. 비 소독 샘플이 들어있는 데시 케이 터에 항 4.7의 진공 절차를 반복하지 마십시오.
5. 토양 샘플 보육에 대한 컨테이너를 조립
- 중앙에 드릴 구멍이 크기 10 고무 마개를 통해 15cm 길이의 유리 막대를 밀어 넣습니다. 로드 직경 꼭 구멍을 통해 적응하기에 충분해야한다.
- 소독 및 비 소독 표본 식별에 해당하는 식별 0.5 L 반투명 넓은 입 폴리 프로필렌 병 레이블.
흄 후드에서 데시 케이 터에서 6 피난 클로로포름
- 데시 케이 터로의 공기 흐름을 허용하도록 진공 데시 케이 터에 마개를 연다. 데시 케이 터에서 뚜껑을 제거하고 샘플 및 데시 케이 밖으로 젖은 수건을.
- 토양 샘플에서 클로로포름 가스를 대피 진공을 사용합니다.
- 진공 펌프를 켜고 펌프가 5 분 동안 실행할 수 있습니다. 데시 케이 터에 공기 흐름을 허용하는 데시 케이 터에서 진공 튜브를 분리합니다.
- 단계를 반복 6.3.2 네 번.
7. 10 일 보육을 실시하는 배양 용기 (그림 1)에 각각의 토양 표본을 이동
- 피펫 배양 용기에 1 ㎖ 탈 이온수. 고무 밴드를 사용하여 크기 10 스토퍼로부터 연장 글라스로드에 빈 유리 병을 연결합니다. 유리 병의 개방 단부가 상기 스토퍼의 기부에 직면한다. 유리 병은 유체의 40 ml의까지 수용하기에 충분한 크기 여야한다.
- 배양 용기에 30g의 토양 표본을 포함하는 병을 놓습니다.
- inoculu로 (소독 비는-소독) 해당 서브 샘플의 각각 원래의 토양 샘플에서 비 소독 토양 1g 추가엠.
- 피펫 스토퍼 / 유리로드에 접속 된 유리 바이알에 2 M NaOH를 1 ㎖. 배양 용기의 상단에 스토퍼 / 유리 막대를 밀어 넣습니다. 파라 필름 배양 용기의 상부 커버.
- 더 토양을 포함하지 배양 용기를 만듭니다. 3 ~ 5 무 토양 배양 용기를 조립합니다.
주 : 무 토양 용기의 샘플을 적정하는데 사용되는 산은 항 9.3 이하에서 설명하는 배양 기간 동안 CO 2 광물의 결정에 필수적이다. 이러한 여러 노 토양 용기는 잘못 취급하거나 모든 샘플에 대한 CO 2 광물 계산에서 오류를 만들 것없는 토양 배양 용기의 적정에 대한 보호로 생성되기 때문에. 값에 가까워 야 노 토양 용기에서 샘플을 적정하는 데 사용되는 산; 무 토양 샘플 용기 중에서 매우 이질적 산가 가능성 잘못된 시료 처리 또는 적정의 결과이다. - 7.1과 7.4의 절차를 따르십시오.
8. 인큐베이션 기간 동안 미생물의 호흡에 의해 생산 된 CO 2를 정량화하기 위해 각 표본에 적정을 수행
- 배양 용기에서 2 M 수산화 나트륨이 들어있는 유리 병을 제거합니다.
- 피펫 2 M 수산화 나트륨을 함유하는 유리 바이알에 1 M BaCl 2 2 ㎖.
- 페놀프탈레인 한 방울 추가 (C 20 H 14 O 4) BaCl 2 및 수산화 나트륨의 혼합물을 함유하는 바이알에 피펫이나 의약품 드롭퍼로부터. 유리 병에 자기 교반 막대를 넣고 저어 접시에 유리 병을 배치합니다.
- 활성화 된 교반 판으로, 천천히 다시 때까지 뷰렛 0.1 N 염산을 추가유리 병에 혼합물의 D 채색은 명확집니다.
- 유리 바이알에서 혼합물의 착색을 변경하는데 필요한 염산의 양을 기록한다.
9. 첫 번째 훈증-배양주기 16,21,22 동안 수집 된 데이터에서 미생물 바이오 매스 C를 결정
- 단계 3.8에서 얻어진 촉촉한 무게 비율 : 건조하여 촉촉한 무게를 곱하여 각 표본 토양의 건조 중량을 결정합니다.
- 무 토양 배양 용기를 적정하는 데 사용되는 염산의 평균 금액을 결정합니다.
- 식을 사용하여 10 일간 배양시 CO 광물이 계산 :
여기서 CO 2 = CO 10 일간 배양 동안 2 광물
NS = 산성이없는 토양 배양 용기에 시료를 적정하는 데 사용
S = 산성은 배양 용기에 토양을 포함 샘플을 적정하는 데 사용
일의 M은 = 몰 농도전자 염산
E = 6 당량
배양 용기에 함유 된 토양의 W = 건조 중량 - 수식을 사용하여 미생물 바이오 매스 C를 계산합니다 :
BioC는 미생물 바이오 매스 C를 = 위치
소독 된 토양 부 표본에서 F = CO 2 광물
비 소독했다 토양 부 표본에서 NF = CO 2 광물
K = 미생물 바이오 매스 C의 광물의 비율은 2 CO하기- 토양과 예비 시험 또는 게시 값을 22에서 14 C 광물의 직접 측정 중 하나가 K의 값을 결정합니다. 0.45의 값은 일반적으로 상기 분석 23 K에 대해 사용된다.
- 첫 번째 훈증-배양주기에 소독 된 토양 부 표본에 대한 섹션을 4-8 일곱 번 반복하여 순차적 훈증 및 배양주기를 수행합니다.
10 Determ오프라인으로 불안정 C와 여덟 훈증 및 배양 사이클의 과정을 통해 CO 2 광물을 사용하여 잠재적 인 C 회전율 평가
- 각 훈증 후의 시료에 첨가 토양 접종하기위한 보정 계수를 결정하기 위해 다음 식을 사용하여
IC는 접종에 대한 보정 계수 = 어디
C '= CO 2의 양이 아닌 소독 표본에서 처음 10 일간 배양 중
첫 번째 훈증 배양주기 훈증 토양에 접종 토양의 r은 = 무게 비율
C의 t = 배양주기 (1, 2 ... 8), 같은 C의 t-1 = 0 때 t = 1이 - 각 표본에 대한 각각의 배양 중에 방출 된 CO 2를 추정하기 위해 다음 공식을 사용
코네티컷 = CO 2는 배양 중에 출시 곳
NS = 산성 샘플을 적정하는데 사용무 토양 배양 용기에
S = 산성은 배양 용기에 토양을 포함 샘플을 적정하는 데 사용
IC (단계 10.1에서 결정된) 접종에 대한 보정 계수 =
E = 6 당량
배양 용기에 함유 된 토양의 W = 건조 중량 - 비선형 회귀 분석을 사용하여 불안정한 유기 탄소 (C)를 유도.
- 샘플에 대한 각각의 샘플 식별자가 포함 된 스프레드 시트를 구성, 배양 중에 출시 배양 사이클 수 (1, 2 ... 8), 및 CO 2 (단계 10.2에서 유래).
- 비선형 회귀 할 수있는 소프트웨어를 사용하면, 데이터 집합에 다음 모델에 맞게 :
CSUM은 여덟 배양 사이클 동안 방출 CO (2)의 합계 = 어디
LOC = 토양 불안정한 유기 탄소 (C)
K = 잠재적 회전율 시간
t = 배양주기 (1, 2 ... 8)
- 잠재적 인 매출 t 변환때문에 10 일의 배양주기 (10)에 의해 K의 역을 곱하여 일에 단계 10.3.2에서 IME.
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Representative Results
미국 남동부 24,25,26,27 실시 일련의 실험에서이 문서에 설명 된대로 SFI 방법이 사용되어왔다. 함께, 이러한 실험은 loblolly 소나무 (Pinus taeda L.), 스위치 그래스 (Panicum virgatum L.), 미루를 포함하여, 식물 종류의 다양한에 포함 (미루 나무 람 전 습지.), 대두 (글리신 최대 L. MERR.). 이 방법은 수정 중 LOC 및 / 또는 잠재적 인 C 회전율 속도의 차이를 결정하고 모든 연구에서 연습 치료를 자르기에 민감했다. LOC 및 연구 (그림 2)의이 시리즈에보고 된 잠재적 매출 비율의 범위에서 중복이 있었다. 이러한 연구에서보고 된 LOC의 범위에서 변화는 불안정한 C 및 C 전위 회전율 차이 검출에 SFI 방법의 감도를 강조. loblolly 소나무와 스위치 그래스 골목 자르기 시스템은 g 있었다식물의 종류 중 LOC의 reatest 범위; 이 식물 유형의 연구는 다른 식물의 종류에 대해 현장 조건의 넓은 어레이를 포괄. 사이트는 늦게 회전에 토양 유형 및 청소년에서 loblolly 소나무 overstory의 시대에 변화. overstory 시대의 chronosequence 가능성이 대표적인 결과를 여기에 제시된 식물 유형 중 유기물 입력에서 가장 큰 변화를 만들었습니다. 지팽이 목초 식물 유형은 토양 텍스처의 넓은 배열로 연구되었으며, 또한,보고 된 값의 상대적 차이를 나타냈다. 콩 식물 유형은 가능성이 그 수확하는 동안 토양에 죽은 전술 및 지하부 바이오 매스의 연간 증착과 관련 된 사이트 유형 중 상대적으로 높은 LOC 값을했다. 토양 유기물의 지배적 인 소스로 상대적으로 완강히 저항하는 산성 소나무 쓰레기 특징으로 Loblolly 소나무 농장은 가장 높은 잠재적 인 C 회전율 요금입니다 전시대표적인 결과를 보시려면 여기를 선택한 식물 유형 옹. 시험이 일련의보고 값의 범위는 SFI 방법 (13)을 개발하기 위해 사용되는 토양의 범위 내에있는 것과의 상기 SFI 방법을 개발 과학자 의해 중국 아열대 숲으로 실시한 후 실험의 범위 내에있다 11,28.
왼쪽은 낼진 병 인에 NaOH를 포함하는 스토퍼로드에서 정지, 토양 30g이 들어있는 유리 병을 분리 표시 유리 병. 불안정한 유기 탄소 (C)와 잠재적 인 C 회전율 결정을위한 순차적 인 훈증 배양 절차를 수행하기위한 그림 1. 배양 용기 데모 목적을 위해. 오른쪽에있는 컨테이너는 토양과 배양 중에 수행되는 바와 같이 상단 파라 필름으로 낼진 병 내에 위치 스토퍼로드가 있습니다.이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
불안정한 유기 탄소 (C)와 미국 남동부에서 다른 토양과 식생 조건에서 연속 훈증 배양 방법과 측정 가능성 C 회전율 그림 2. 범위.보고 범위는 이전의 연구 24,25,26,27에서 일부 적용됩니다. 식물 유형은 다음과 같습니다 (1) loblolly 소나무 농장, (2) loblolly 소나무와 bahiagrass 목장, (3) loblolly 소나무와 지팽이 골목 자르기 시스템, (4) 지팽이 목장, (5) 콩, (6) 미루 농장입니다. 바는 표준 편차를 나타냅니다. 일의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오그림입니다.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Soil auger sampling kit | JMC | PN039 | Several other manufacturers of punch augers are available |
| Parafilm | Curwood | PM999 | |
| Aluminum weighing boats | Fisherbrand | 08-732-103 | |
| General purpose drying oven | Fisher Scientific | 15-103-0511 | Many other manufacturers of general purpose laboratory ovens are available |
| 10.5 L vacuum desiccator | Corning | 3121-250 | |
| Glass scintillation vial | Wheaton | 968560 | |
| Glass threaded vials, 41 ml | Fisherbrand | 03-339-21N | |
| Chloroform, stabilized with amylenes | Sigma-Aldrich | 67-66-3 | |
| Boiling chips | Fisher Scientific | S25201 | |
| Glass rod | Fisherbrand | S63449 | |
| Size 10 rubber stopper | Fisherbrand | 14-130P | Rubber stoppers can be purchased as solid and drilled in center to install glass rod or bought with a hole to insert glass rod |
| Wide-mouth PPCO bottle, 0.5 L | ThermoScientific | 3121050016 | |
| Sodium hydroxide, reagent grade | Sigma-Aldrich | S5881 | |
| Barium chloride | Sigma-Aldrich | 202738 | |
| Phenolphthalein indicator | Fisher Scientific | S25466 | |
| Hydrochloric acid solution, 0.1 N | Fisher Scientific | SA54-4 |
References
- Blair, G., et al. Soil carbon fractions based on their degree of oxidation, and the development of a carbon management index for agricultural systems. Aust. J. Agric. Res. 46, 1459-1466 (1995).
- Schimel, D. S., et al. Soil organic matter dynamics in paired rangeland and cropland toposequences in North Dakota. Geoderma. 36, 201-214 (1985).
- Parton, W. J., et al. Analysis of factors controlling soil organic matter levels in great-plains grasslands. Soil Sci. Soc. Am. J. 51, 1173-1179 (1987).
- Wu, H., et al. Labile organic C and N mineralization of soil aggregate size classes in semiarid grasslands as affected by grazing management. Biol. Fertil. Soils. 48, 305-313 (2011).
- Jones, D. L., et al. Plant and mycorrhizal regulation of rhizodeposition. New Phytol. 163, 459-480 (2004).
- Harrison, K. G., et al. The effect of changing land use of soil radiocarbon. Science. 262, 725-726 (1993).
- Jinbo, Z., et al. Land use effects on the distribution of labile organic carbon fractions through soil profiles. Soil Sci Soc. Am. J. 70, 660-667 (2006).
- Whalen, J. K., et al. Carbon and nitrogen mineralization from light- and heavy-fraction additions to soil. Soil Biol Biochem. 32, 1345-1352 (2000).
- Gregorich, E. G., et al. Towards a minimum data set to assess soil organic matter quality in agricultural soils. Can. J. Soil Sci. 74, 367-385 (1994).
- Hamer, U., et al. Priming effects in different soil types induced by fructose, alanine, oxalic acid and catechol additions. Soil Biol. Biochem. 37, 445-454 (2005).
- Feng, W., et al. Shifting sources of soil labile organic carbon after termination of plant carbon inputs in a subtropical moist forest of southwest China. Ecol. Res. 26, 437-444 (2011).
- Tisdall, J. M. Formation of soil aggregates and accumulation of soil organic matter. Structure and Organic Matter Storage in Agricultural Soils. Carter, M. R., Stewart, B. A. , Lewis Publishers. 57-96 (1996).
- Zou, X. M., et al. Estimating soil labile organic carbon and potential turnover rates using a sequential fumigation-incubation procedure. Soil Biol. Biochem. 37, 1923-1928 (2005).
- Cambardella, C. A., Elliott, E. T. Particulate soil organic matter changes across a grassland cultivation sequence. Soil Sci. Soc. Am. J. 56, 777-783 (1992).
- Strosser, E. Methods for determination of labile soil organic matter: an overview. J. Agrobiol. 27, 49-60 (2010).
- Jenkinson, D. A., Powlson, D. S. The effects of biocidal treatment on metabolism in soil V: a method for measuring soil biomass. Soil Biol. Biochem. 8, 209-213 (1976).
- Vance, E. D., et al. An extraction method for measuring soil microbial biomass C. Soil Biol. Biochem. 19, 703-707 (1987).
- De-Polli, H., et al. Chloroform fumigation-extraction labile C pool (microbial biomass C "plus") shows high correlation to microbial biomass C in Argentinian and Brazilian soils. Cienc. Suelo. 25, 15-22 (2007).
- Olson, J. S. Energy storage and the balance of producers and decomposers in ecological systems. Ecology. 44, 322-331 (1963).
- Pennock, D., et al. Chapter 1, Unit 1, Soil sampling designs. Soil Sampling and Methods of Analysis. Carter, M. R., Gregorich, E. G. , CRC Press, Taylor & Francis Group, LLC. (2008).
- Luizao, R. C. C., et al. Seasonal variation of soil microbial biomass: the effects of clearfelling a tropical rainforest and establishment of pasture in the central Amazon. Soil Biol. Biochem. 24, 805-813 (1992).
- Horwath, W. R., Paul, E. A., et al. Microbial biomass. Methods of soil analysis part 2: microbiological and biochemical properties. Weaver, R. W. , Soil Science Society of America, Inc. 753-773 (1994).
- Jenkinson, D. S., Ladd, J. N. Microbial biomass in soil: measurement and turnover. Soil Biochemistry. Paul, E. A., Ladd, J. N. , Marcel Dekker. 415-471 (1981).
- Blazier, M. A., et al. Poultry litter fertilization impacts on soil, plant, and water characteristics in loblolly pine (Pinus taeda L.) plantations and silvopastures in the mid-South USA. Principles, application, and assessment in soil science. Gungor, E. B. O. , InTech, Inc. 43-74 (2011).
- Blazier, M. A., et al. Straw harvesting, fertilization, and fertilizer type alter soil biophysical properties in a loblolly pine plantation in the mid-South USA. Biol. Fertil. Soils. 45, 145-153 (2008).
- Blazier, M. A., et al. Loblolly pine age and density affects switchgrass growth and soil carbon in an agroforestry system. For. Sci. 58, 485-496 (2012).
- Blazier, M. A., et al. Nitrogen and carbon of switchgrass, loblolly pine, and cottonwood biofuel production systems in the Southeast United States. For. Sci. 61, 522-534 (2015).
- Zhang, M., et al. Decomposition differences of labile carbon from litter to soil in a tropical rain forest and rubber plantation of Xishuagbanna, southwest China. Eur. J. Soil Biol. 55, 55-61 (2013).
- Nelson, D. W., Sommers, L. E. Total carbon, organic carbon, and organic matter. Methods of soil analysis. Part 3: chemical methods. Sparks, D., et al. , Soil Science Society of America, Inc. 961-1090 (1996).
- Huang, L., et al. Correlation among soil microorganisms, soil enzyme activities, and removal rates of pollutants in three constructed wetlands purifying micro-polluted river water. Soil Biol. Biochem. 70, 221-228 (2012).
- Kong, L., et al. Enzyme and root activities in surface-flow constructed wetlands. Chemosphere. 76, 601-608 (2009).
- Cui, L., et al. Evaluation of nutrient removal efficiency and microbial enzyme activity in a baffled subsurface-flow constructed wetland system. Bioresour. Technol. 146, 656-662 (2013).
- Jenkinson, D. S. Determination of microbial biomass carbon and nitrogen in soil. Advances in nitrogen cycling in agricultural ecosystems. Wilson, J. R. , CAB International. 368-386 (1988).
- Sparling, G. P., et al. Interference from plant roots in the estimation of soil microbial ATP, C, N, and P. Soil Biol. Biochem. 17, 275-278 (1985).
- Christie, P., Beatte, J. A. M. Significance of sample size in measurement of soil microbial biomass by the chloroform fumigation-incubation method. Soil Biol. Biochem. 19, 149-152 (1987).
- McLaughlin, K. K., Hobbie, S. E. Comparison of labile soil organic matter fractionation techniques. Soil Sci. Soc. Am. J. 68, 1616-1625 (2004).
- Xia, X., et al. Variation of soil labile organic carbon pools along an elevational gradient in the Wuyi Mountains, China. J. Resour. Ecol. 1, 368-374 (2010).
