Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Environment

Vurdering av labile organisk karbon i jord Bruke Sekvensiell utgassing Inkubasjon Prosedyrer

doi: 10.3791/54614 Published: October 29, 2016

Abstract

Forvaltningspraksis og miljøendringer kan endre jord næringsstoff og karbon sykling. Jord labil organisk karbon, en lett nedbrytbart C bassenget, er svært følsomme for forstyrrelser. Det er også det primære substratet for jord mikroorganismer, som er grunnleggende for næringssyklus. På grunn av disse egenskaper, har labile organisk karbon (LOC) blitt identifisert som en indikator parameter for jord helse. Kvantifisere omløpshastighet på LOC hjelpemidler også i å forstå endringer i jord næringsstoff sykling prosesser. En sekvensiell utgassing inkubasjon Metoden er utviklet for å estimere jord LOC og potensiell C omløpshastighet. Metoden krever fumigating jordprøver og kvantifisere CO 2-C respirerer løpet av en 10 dagers inkubasjonstid over en rekke desinfeksjonen-ruge sykluser. Labil organisk C og potensiell C omløpshastighet blir deretter ekstrapolert fra akkumulert CO 2 med en negativ eksponentiell modell. Prosedyrer for å gjennomføre denne metoden er å beskrived.

Introduction

På grunn av sin viktige roller i karbon (C) og næringssyklus og dens følsomhet til jord endring blir jord LOC en viktig parameter for å måle som en indikator på jord organisk materiale kvalitet. Skoger og agroøkosystemer i stor grad være avhengig av mineralisering av næringsstoffer i jordsmonnet organisk materiale som en kilde for næringsstoffer. Ikke-finansielle endre utvalgsstørrelsen og omløpshastighet på jord organisk C, noe som resulterer i endringer i næringstilgang en. Jord organisk C består av to hovedfraksjoner av trassig C, som har omsetning priser på flere tusen år, og LOC, som har omsetning priser fra noen uker til noen få år 2,3,4. Jord labil C består av lett spaltbare substrater såsom mikrobiell biomasse C, lav-molekylvekt-forbindelser (aminosyrer, enkle karbohydrater) fra plante rhizodeposition, og nedbrytnings biprodukter og leachates fra plante kull 1,4,5. Fordi jord labilt C er lett nedbrytbart, er detsvært følsomme for praksis og naturfenomener som forstyrrer eller endre jord seks. Jord labile C tjener som den primære energikilde for jordmikroorganismene i nedbrytning av organisk materiale 7. Som sådan, loe virkninger næringssyklus i større grad enn det stabile former av jord organisk C-8. Jordmikroorganismer er også ansvarlig for de fleste av nedbrytning som oppstår under nedbrytning av gjenstridige jord organisk materiale tilrettelagt av grunning effekten av LOC 9,10,11. Dette respirasjon spiller en betydelig rolle i globale C-sykluser fordi jorda organisk C er omtrent det dobbelte av atmosfærisk C 11.

Som et resultat av sin betydning i økosystemer, har flere metoder blitt utviklet for å estimere jord LOC. Disse metodene kan være avgrenset i tre generelle klassifikasjoner: fysiske, kjemiske og biokjemiske. Densitometriske separasjonsmetoder er fysisk methods som består av å skille jord organisk C i tunge eller lette fraksjoner eller i grov og fin partikkel organisk C 12,13,14,15. Separasjonsmetoder er relativt enkle å utføre, men de gjør ikke ofte produsere konsistente resultater fordi disse fraksjonene varierer med jordtype mineralsammensetning, plantemateriale størrelse og tetthet, og jord samlet konsistens 13,15. Separasjonsmetoder produserer også bare kvantitativ informasjon om LOC 15.

Flere kjemiske metoder er tilgjengelige for LOC estimering. Vandig ekstraksjon av organisk karbon er relativt lett å utføre, og de metodene gir ofte lett reproduserbare resultater. Men disse extractions ikke involverer hele spekteret av tilgjengelige underlag for mikroorganismer 15. Flere oksidasjonsfremgangsmåter for kjemisk fraksjonering av jord organisk C har blitt utviklet. Oksidasjon metoder har fordelen av å karakterisere mengden og kvaliteten på labile organiske C, Selv om noen metoder krever arbeid med farlige kjemikalier, og det er variasjon blant metodene i reproduserbarhet av resultater 15. Syren hydrolyse utvinning metoden er en annen type kjemisk fraksjone prosedyre som kan måle mengden og kvaliteten på LOC, men resultatene av denne metoden ikke lette tolkningen av sine biologiske egenskaper 13,15.

Biokjemiske fremgangsmåter for tolkning av jord LOC er blitt utviklet. Labil organisk C kan måles som CO 2 utgitt av mikroorganismer i respirasjon analyser. Disse analysene gir anslag på ekte mineralizable organisk materiale, men vanligvis bare de mest labile forbindelser er mineralisert under analysene 15. Jord mikrobiell biomasse C målt ved utgassing-inkubasjon 16 og utgassing-utvinning 17 har blitt brukt til å utvikle slutninger om LOC. Men disse prosedyrene gir estimater av C i mikrobiell biomasse snarere enn LOC. Begge desinfesering prosedyrer inkluderer subtraksjon av verdier fra ikke-fumigated jord for å bestemme mikrobiell biomasse C, men det har vært antydet at verdiene oppnådd uten subtraksjon av ikke-fumigated jord gi et mål på labile organiske fraksjoner av C, i tillegg til mikrobiell biomasse 18 .

Den sekvensielle fumigation-inkubasjon (SFI) prosedyre 13 for måling LOC er en biokjemisk metode tilpasset fra gassing-inkubasjon prosedyre 16 for jord mikrobiell biomasse C måling. SFI metoden har noen fordeler i forhold til andre metoder for å estimere LOC. Et begrepsmessig grunnlag for fremgangsmåten er at LOC er det mikrobielt nedbrytbar C som styrer mikrobiell vekst, og som LOC er fysisk tilgjengelig og kjemisk nedbrytbar ved jord mikroorganismer. Under feltbetingelser, er mikrobiell vekst typisk begrenset av karbon tilgjengelighet, næringsstoffer, tilgjengelige porerom, og / eller rov. Disse faktorene er nesten Eliminert ved utgassing, skaper uhindret forhold for mikrobiell vekst. Ingen næringsstoffer blir fjernet under inkubasjonsperioden av fremgangsmåten. I løpet av flere desinfesering og ruge sykluser, blir mikrobiell vekst begrenses av C kvantitet og kvalitet (labilitet) 13. Akkumulert CO 2 respirerer under ruge sykluser brukes til å ekstrapolere LOC med en enkel negativ eksponentiell modell 11,13,19. Potensialet C omløpshastighet kan også utledes fra helningen av den eksponentielle modellen, slik at SFI metoden har den fordel fremfor de fleste andre LOC fremgangsmåter for samtidig å estimere de konsentrasjoner og potensiell omsetningshastighet på LOC 11. For andre metoder, kan informasjon om mulige omsetning priser av LOC bare fastslås om sporstoffer som 14 C er brukt 13. SFI fremgangsmåte er således en forholdsvis enkel og billig teknikk for å oppnå målinger av både LOC og dets potensielle omsetning priser.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Samle Jord å få prøver Representant for forhold innenfor eksperimentell området og innen eksperimentelle enheter 20

  1. Identifisere eventuelle forskjeller i reiser egenskaper så som helling og jordegenskaper inkludert tekstur, tetthet, pH-verdi, organisk horisont dybde, og / eller næringsstoffkonsentrasjonene. Identifisere eventuelle forskjeller i vegetasjonstype innenfor plott. Benytte kjente eller publiserte estimater av variasjonskoeffisientene for reiser egenskaper for å estimere antall prøver kreves for å oppnå en forhåndsspesifisert relative feil.
  2. Prøve jord ved hjelp av en skrue eller annen oppsamlingsanordning i et mønster basert på stedet og eksperimentelle enhet forhold.
    1. For homogene forhold, bruk en stikkprøvekontroll mønster i hver eksperimentell enhet.
      1. Tildele prøvepunkter på enten helt tilfeldige steder i den eksperimentelle enhet eller i et sikksakk mønster.
      2. Prøve jord ved hvert tilfeldig punkt eller på punkter som er tildelt i sikksakk pattern. Børste bort organisk materiale fra overflaten av mineraljord før du bruker auger eller annen oppsamlingsanordning for å grave jordprøve.
        MERK: SFI metoden ble utviklet ved hjelp av jord horisonter fra Oa og under 13. Videre testing er nødvendig hvis horisonter over Oa kan testes ved hjelp av SFI-metoden.
      3. Kombiner alle prøver samlet innenfor den eksperimentelle enheten inn i en enkelt beholder og fysisk blande de individuelle prøvene inne i beholderen for å skape en sammensatt prøve for hver eksperimentell enhet.
    2. For heterogene tilstander, som er mye mer vanlig å bruke en systematisk prøvetaking mønster i hver eksperimentell enhet.
      1. Eksempel jord langs transekt i midten av hver eksperimentell enhet slik at avstanden mellom prøvepunkter innenfor den transekt er mindre enn avstanden som trengs for å representere variasjon innenfor de eksperimentelle enheter.
      2. Eksempel på jord langs flere transekter innenfor hvert experimental enhet som danner et rutemønster i relativt store eksperimentelle enheter eller eksperimentelle enheter med flere kilder til variabilitet.
      3. Kombiner alle prøvene som er samlet langs hver transekt inn i en enkelt beholder og fysisk blande de individuelle prøvene inne i beholderen for å skape en sammensatt prøve for hver enkelt transekt.

2. Forbered Jord for SFI-analysen

  1. Plasser prøver i en is-pack fylt kjøler umiddelbart etter samlingen i feltet.
  2. Ved ankomst til anlegget hvor prøvene skal lagres før analyse, plassere prøvene i et kjøleskap ved 4 ° C inntil prøvepreparering og SFI prosedyrer utføres.
  3. Sikte jordprøver gjennom en 6,4 mm x 6,4 mm sil. Rengjør mesh med vann mellom hver prøve å hindre forurensning mellom prøvene.
  4. For hver prøve, måle tre 100 g delprøver og plassere de 100 g delprøver i et 250 ml begerglass. Cover each beger med Parafilm og la dem på en benkeplate i 10 dager ved 25 ° C.

3. Ta underutvalg for Oven-tørrvekt Fastsettelse

  1. Ved slutten av den 10-dagers preinkubering av jordprøver, fjerne Parafilm fra hver prøve.
  2. Ta opp vekten av en aluminium veie båt. Ta en g jord fra alle prøver og sted i veie båt.
  3. Ta opp vekten av fuktig jord og veie båt.
  4. Plasser veie båter med jord i en ovn ved 105 ° C. Etter at prøvene oppnå en konstant vekt, som vanligvis er etter 48 timer, plate vekter av veie båter og jord.
  5. Trekk veie båt vekt fra vektene er tatt av fuktig jord og tørr jord innenfor veie båt for å komme fuktig og tørr jord vekt. Utled tørr: fuktig jord forholdet ved å dele tørr jord vekten av fuktig jord vekt.

4. desinfisere jordprøver

  1. Legg en fuktig papir håndkle i bunnen av minst to (more kan være nødvendig, avhengig av antallet prøver) 10,5 L glass vakuum desiccators med porselensplater.
  2. For alle prøver, veier 30 g jord i tre adskilte glassampuller. Bruk ampuller store nok til å holde 40 g jord og smale nok til å passe i en 40 mm åpning hvis inkubasjonstiden container utforming er beskrevet i kapittel 5 brukes.
  3. Hvis du bruker merking tape for å identifisere hver 30 g jord subsample, bruke blyant fordi utgassing forringer blekk.
  4. Plasser to av de tre 30 g underutvalg for hver jordprøve inn i et vakuum eksikkator for gassing og en subsample inn i et vakuum eksikkator som ikke vil gjennomføre utgassing.
  5. I et 100 ml begerglass, plasserer et lag med kokende steiner tilstrekkelig til å dekke bunnen av begerglasset.
  6. Hell 50 ml etanol-fri kloroform (CHCI3) inn i 100 ml begerglass med et lag av koke steiner. Sett 100 ml begerglass med kokende steiner og CHCl3 i sentrum av et tørkeapparat fylt med 30 g jordunderutvalg. Gjennomføre dette trinnet under en avtrekkshette.
  7. Under en avtrekkshette, bruke en støvsuger for å koke CHCl3 å desinfisere to sett med delprøver per jordprøve.
    1. Koble vakuum til vakuum eksikator med vakuumslangen. Start vakuum og se CHCl3 begynner å koke.
    2. Tillat CHCl3 til å koke i 30 sekunder og koble fra vakuumrøret fra eksikator for å tillate luft å strømme tilbake inn i eksikator. Dette trinnet fremmer CHCI3 gass inntreden i jordprøvene. Gjenta to ganger.
    3. Utfør en fjerde og siste koke av CHCI3, slik at det å koke i 2 min.
    4. Med vakuum fortsatt i gang, lukker tetningen på vakuum-eksikator slik at vakuum i eksikator opprettholdes. Slå av vakuum og koble vakuumslangen fra eksikator.
  8. Tett eksikator inneholdende de ikke-fumigated prøvene ved å plassere et lokk på eksikkator og forsegler vakuum stopperen. Psnøre de desiccators (fumigated og ikke-fumigated) i et mørkt område (for eksempel et skap) i 24 timer. Ikke gjenta vakuum prosedyrer ledd 4,7 på eksikator som inneholder ikke-fumigated prøver.

5. Monter Beholdere for jordprøve Inkubasjon

  1. Presse en 15 cm lengde glasstav via en størrelse 10 gummipropp med et hull i midten. Stangen Diameteren bør være tilstrekkelig til å passe inn gjennom hullet tett.
  2. Merk 0,5 L skinne brede munnen polypropylen flasker med identifikasjon som tilsvarer fumigated og ikke-fumigated subsample identifikasjon.

6. Evakuer Kloroform fra Desiccators under en avtrekkshette

  1. Åpne stopperen på en eksikkator å tillate luftstrøm inn i eksikator. Ta av lokket fra tørkeapparat, og ta prøvene og fuktig håndkle ut av tørkeapparat.
  2. Bruk en støvsuger for å evakuere CHCI3 gass fra jordprøver.
    1. Slå på vakuumpumpen og tillate pumpen å løpe i fem minutter. Koble vakuumslangen fra tørkekammer for at luftstrømmen inn i eksikator.
    2. Gjenta trinn 6.3.2 fire ganger.

7. Flytt Hver Jord subsample inn en Inkubasjon Container (figur 1) for å gjennomføre en 10 dagers inkubasjon

  1. Pipetter 1 ml avionisert vann inn i beholderen inkubasjon. Koble en tom glassflaske for å glasstaven som strekker seg fra størrelsen 10 stopperen ved hjelp av en gummistrikk. Den åpne ende av hetteglass som skal vende mot bunnen av proppen. Den hetteglass bør være av en størrelse tilstrekkelig til å holde opp til 40 ml væske.
  2. Plasser et hetteglass med 30 g jord subsample inn i inkubasjon beholderen.
  3. Tilsett 1 g av ikke-fumigated jord fra den opprinnelige jordprøven for hver av sine tilsvarende delprøver (fumigated og ikke-fumigated) som inoculum.
  4. Pipetter 1 ml 2 M NaOH, og i hetteglass som er koblet til stopperen / glasstaven. Skyve stopperen / glasstaven på toppen av inkuberingen beholderen. Dekker toppen av inkubasjonen beholder med Parafilm.
  5. Lag en inkubasjon beholder som inneholder jord. Monter tre til fem ikke-jord ruge beholdere.
    MERK: Syren som anvendes for å titrere prøver av den ikke-jord beholder er avgjørende for bestemmelse av CO 2 mineralisering i løpet av inkubasjonsperioden, som er beskrevet nedenfor i punkt 9.3. Som sådan, flere ikke-jord containere er opprettet som et vern mot feil håndtering eller titrering av en no-jord inkubasjon beholder som ville skape en feil i CO 2 minera beregning for alle prøvene. Syren som brukes til å titrere prøver fra nei-jord beholdere bør være nær i verdier; en svært ulik syreverdi blant de ikke-jord container prøver er trolig et resultat av feil prøvehåndtering eller titrering. Følg fremgangsmåten i § 5 for å montere ruge beholdere.
  6. Følg prosedyrene for 7,1 og 7,4.
  • Legg alle ruge containere i et mørkt lagringsområde ved 25 ° C. La alle ruge containere i lagringsområdet i 10 dager.
  • 8. Utfør Titrering på hver subsample å kvantifisere CO 2 Produsert av mikrobiell åndedrett under inkubasjonstiden

    1. Fjern hetteglass som inneholder 2 M NaOH fra inkubasjon beholderen.
    2. Pipetter 2 ml av en M bacl to inn i hetteglass som inneholder 2 M NaOH.
    3. Legg en dråpe fenolftalein (C 20 H 14 O 4) fra en pipette eller medisin dropper inn i hetteglass som inneholder en blanding av bacl 2 og NaOH. Plasser en magnetisk oppsikt bar i hetteglass og plasser hetteglass på en røre plate.
    4. Med røreplate aktivert Tilsett langsomt 0,1 N HCl med en byrette til gjend fargen på blandingen i hetteglass blir klar.
    5. Registrere mengden av HCl som kreves for å endre fargen av blandingen i hetteglass.

    9. Bestem mikrobiell biomasse C fra data samlet inn under første utgassing-inkubasjon Cycle 16,21,22

    1. Bestemme tørrvekten av jorden i hver subsample ved å multiplisere dets fuktig vekt av den tørre: fuktig vektforhold oppnådd i trinn 3.8.
    2. Bestem den gjennomsnittlige mengden av HCl brukes til å titrere de ikke-jord ruge beholdere.
    3. Beregn CO 2 mineraliserte i løpet av 10-dagers inkubasjon ved å benytte formelen:
      ligning 1
      hvor CO 2 = CO 2 mineralisert i løpet av 10-dagers inkubasjon
      NS = Acid brukes til å titrere prøver i no-jord inkubasjon container
      S = Acid anvendes for å titrere prøver som inneholdt jord i inkubasjonsblandingen beholderen
      M = molariteten av the HCl
      E = 6, er ekvivalentvekten
      W = tørrvekt av jord inneholdt i beholderen inkubasjon
    4. Beregn mikrobiell biomasse C ved å benytte formelen:
      ligning 2
      hvor BioC = mikrobiell biomasse C
      F = CO 2 mineralisert fra jord delprøver som ble fumigated
      NF = CO 2 mineralisert fra jord delprøver som var ikke-fumigated
      K = brøkdel av mikrobiell biomasse C mineralisert til CO 2
      1. Bestem verdien for K enten ved direkte måling av 14 C mineralisering i innledende tester med jord eller publiserte verdier 22. En verdi på 0,45 er ofte brukt for K for denne analysen 23.
    5. Utfør sekvensiell utgassing og ruge sykluser ved å gjenta punkt 4-8 sju ganger for jord delprøver som ble fumigated i første gassing-inkubasjon syklus.

    10. Determine labile C og potensial C omløpshastighet Bruke CO 2 mineralisert i løpet av de åtte Fumigation og Inkubasjon Cycles

    1. Bruk følgende formel for å bestemme en korreksjonsfaktor for jorda podestoff lagt til prøver etter hvert utgassing:
      ligning 3
      Hvor IC = korreksjonsfaktor for podestoff
      C '= Mengde CO 2 fra røyk fumigated subsample løpet av den første 10-dagers inkubasjon
      r = vektforhold på inokulum jord til fumigated jord i den første gassing inkubering syklus
      C t = inkubasjon syklus (1, 2 ... 8), slik at C t-1 = 0 når t = 1
    2. Bruk følgende formel for å beregne CO 2 frigjøres under hver inkubasjon for hver subsample:
      ligning 4
      hvor Ct = CO 2 frigjøres under inkubasjon
      NS = Acid brukes til å titrere prøveri no-jord inkubasjon container
      S = Acid anvendes for å titrere prøver som inneholdt jord i inkubasjonsblandingen beholderen
      IC = korreksjonsfaktor for podestoff (bestemt i trinn 10.1)
      E = 6, er ekvivalentvekten
      W = tørrvekt av jord inneholdt i beholderen inkubasjon
    3. Utlede labile organiske C ved hjelp av ikke-lineær regresjon.
      1. Organisere et regneark som omfatter for hver prøve identifikatorer for prøven, inkubering syklus nummer (1, 2 ... 8), og CO 2 frigjøres under inkubasjonen (avledet i trinn 10.2).
      2. Ved hjelp av programvare i stand til ikke-lineær regresjon, passer den følgende modell til datasettet:
        ligning 5
        hvor CSUM = summen av CO 2 slippes i løpet av de åtte ruge sykluser
        LOC = jord labile organiske C
        k = potensiell omsetning tid
        t = inkubasjon syklus (1, 2 ... 8)
    4. Konverter potensiell omsetning time fra trinn 10.3.2 inn i dager ved å multiplisere den inverse av k ved 10 på grunn av den 10 dagers inkubasjon syklus.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Representative Results

    SFI-metoden har vært brukt som beskrevet i denne artikkelen i en serie eksperimenter utført i det sørøstlige USA 24,25,26,27. Sammen utgjør disse forsøkene omfattet en rekke vegetasjonstyper, inkludert Loblolly furu (Pinus taeda L.), switch (Panicum virgatum L.), Cottonwood (Populus deltoides Bartram ex Marsh.), Og soyabønner (Glycine max L. Merr.). Metoden var følsom på å bestemme forskjeller i LOC og / eller potensielle C omsetning priser blant befruktning og beskjæring praksis behandlinger i alle studier. Det var overlapping i rekken av LOC og potensielle omsetning priser rapportert i denne serien av studier (figur 2). Variasjoner i de områder av LOC rapportert i disse studiene fremheve følsomheten av SFI metode for å påvise forskjeller i labil C og potensiell C omsetning. Loblolly furu og switch smug dyrkingssystemet hadde greatest rekke LOC blant vegetasjonstyper; studier av denne vegetasjonstype omfattet et bredt spekter av stedet i forhold til de andre vegetasjonstypene. Nettstedene variert i jordtype og alder på Loblolly furu Overstory fra juvenil til sen-rotasjon. Den chronosequence av Overstory alder sannsynlig skapt den største variasjonen i organisk materiale innganger blant de vegetasjonstypene som presenteres her for representative resultater. Den switch beite vegetasjonstype ble studert på det bredeste utvalg av jord teksturer, og det også utstilt en relativt høy variasjon i rapporterte verdier. Soyabønner vegetasjonstype hatt relativt høye LOC verdier blant nettstedet typer, som sannsynligvis var forbundet med den årlige avsetningen av døde ovenfor og nedenfor bakken biomasse til jorda i løpet av sin avling. Loblolly furuplantasjer, som er preget av relativt trassig surt furu kull som den dominerende kilden til jord organisk materiale, viste de høyeste mulige C Omsetningshastigheten erong vegetasjonstyper som er valgt her for representative resultater. Utvalget av verdiene rapportert i denne serien av studiene er også innenfor rekkevidde av de som finnes i området av jord som brukes til å utvikle SFI metode 13 og i senere eksperimenter utført med subtropiske skoger i Kina med en av forskerne som utviklet SFI-metoden 11,28.

    Figur 1
    Figur 1. Inkubasjon container for å gjennomføre sekvensiell gassing inkubasjon prosedyre for labile organiske C og potensiell C omløpshastighet besluttsomhet. Til venstre er den Nalgene flaske, hette suspendert fra en propp stang å inneholde NaOH, og et hetteglass som inneholder 30 g jord vist adskilt for demonstrasjonsformål. Beholderen til høyre har jord og stoppestangen posisjonert inne i Nalgene flasken med Parafilm langs toppen som ville bli gjort i løpet av inkuberingen.Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

    Figur 2
    Figur 2. Utvalg av labile organiske C og potensiell C omløpshastighet målt med sekvensiell gassing inkubasjon metode i ulike jord- og vegetasjonsforholdene i det sørøstlige USA. Ranges rapportert er tilpasset delvis fra tidligere studier 24,25,26,27. Vegetasjonstyper er: (1) Loblolly furu plantasje, (2) Loblolly furu og bahiagrass beite, (3) Loblolly furu og switch smug dyrkingssystemet, (4) switch beite, (5) soyabønner, og (6) Cottonwood plantasjen. Stolper representerer standardavvik. Klikk her for å se en større versjon av ther figur.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Soil auger sampling kit JMC PN039 Several other manufacturers of punch augers are available
    Parafilm Curwood PM999
    Aluminum weighing boats Fisherbrand 08-732-103
    General purpose drying oven Fisher Scientific 15-103-0511 Many other manufacturers of general purpose laboratory ovens are available
    10.5 L vacuum desiccator Corning 3121-250
    Glass scintillation vial Wheaton 968560
    Glass threaded vials, 41 ml Fisherbrand 03-339-21N
    Chloroform, stabilized with amylenes Sigma-Aldrich 67-66-3
    Boiling chips Fisher Scientific S25201
    Glass rod Fisherbrand S63449
    Size 10 rubber stopper Fisherbrand 14-130P Rubber stoppers can be purchased as solid and drilled in center to install glass rod or bought with a hole to insert glass rod
    Wide-mouth PPCO bottle, 0.5 L ThermoScientific 3121050016
    Sodium hydroxide, reagent grade Sigma-Aldrich S5881
    Barium chloride Sigma-Aldrich 202738
    Phenolphthalein indicator Fisher Scientific S25466
    Hydrochloric acid solution, 0.1 N Fisher Scientific SA54-4

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

    1. Blair, G., et al. Soil carbon fractions based on their degree of oxidation, and the development of a carbon management index for agricultural systems. Aust. J. Agric. Res. 46, 1459-1466 (1995).
    2. Schimel, D. S., et al. Soil organic matter dynamics in paired rangeland and cropland toposequences in North Dakota. Geoderma. 36, 201-214 (1985).
    3. Parton, W. J., et al. Analysis of factors controlling soil organic matter levels in great-plains grasslands. Soil Sci. Soc. Am. J. 51, 1173-1179 (1987).
    4. Wu, H., et al. Labile organic C and N mineralization of soil aggregate size classes in semiarid grasslands as affected by grazing management. Biol. Fertil. Soils. 48, 305-313 (2011).
    5. Jones, D. L., et al. Plant and mycorrhizal regulation of rhizodeposition. New Phytol. 163, 459-480 (2004).
    6. Harrison, K. G., et al. The effect of changing land use of soil radiocarbon. Science. 262, 725-726 (1993).
    7. Jinbo, Z., et al. Land use effects on the distribution of labile organic carbon fractions through soil profiles. Soil Sci Soc. Am. J. 70, 660-667 (2006).
    8. Whalen, J. K., et al. Carbon and nitrogen mineralization from light- and heavy-fraction additions to soil. Soil Biol Biochem. 32, 1345-1352 (2000).
    9. Gregorich, E. G., et al. Towards a minimum data set to assess soil organic matter quality in agricultural soils. Can. J. Soil Sci. 74, 367-385 (1994).
    10. Hamer, U., et al. Priming effects in different soil types induced by fructose, alanine, oxalic acid and catechol additions. Soil Biol. Biochem. 37, 445-454 (2005).
    11. Feng, W., et al. Shifting sources of soil labile organic carbon after termination of plant carbon inputs in a subtropical moist forest of southwest China. Ecol. Res. 26, 437-444 (2011).
    12. Tisdall, J. M. Formation of soil aggregates and accumulation of soil organic matter. Structure and Organic Matter Storage in Agricultural Soils. Carter, M. R., Stewart, B. A. Lewis Publishers. 57-96 (1996).
    13. Zou, X. M., et al. Estimating soil labile organic carbon and potential turnover rates using a sequential fumigation-incubation procedure. Soil Biol. Biochem. 37, 1923-1928 (2005).
    14. Cambardella, C. A., Elliott, E. T. Particulate soil organic matter changes across a grassland cultivation sequence. Soil Sci. Soc. Am. J. 56, 777-783 (1992).
    15. Strosser, E. Methods for determination of labile soil organic matter: an overview. J. Agrobiol. 27, 49-60 (2010).
    16. Jenkinson, D. A., Powlson, D. S. The effects of biocidal treatment on metabolism in soil V: a method for measuring soil biomass. Soil Biol. Biochem. 8, 209-213 (1976).
    17. Vance, E. D., et al. An extraction method for measuring soil microbial biomass C. Soil Biol. Biochem. 19, 703-707 (1987).
    18. De-Polli, H., et al. Chloroform fumigation-extraction labile C pool (microbial biomass C "plus") shows high correlation to microbial biomass C in Argentinian and Brazilian soils. Cienc. Suelo. 25, 15-22 (2007).
    19. Olson, J. S. Energy storage and the balance of producers and decomposers in ecological systems. Ecology. 44, 322-331 (1963).
    20. Pennock, D., et al. Chapter 1, Unit 1, Soil sampling designs. Soil Sampling and Methods of Analysis. Carter, M. R., Gregorich, E. G. CRC Press, Taylor & Francis Group, LLC. (2008).
    21. Luizao, R. C. C., et al. Seasonal variation of soil microbial biomass: the effects of clearfelling a tropical rainforest and establishment of pasture in the central Amazon. Soil Biol. Biochem. 24, 805-813 (1992).
    22. Horwath, W. R., Paul, E. A., et al. Microbial biomass. Methods of soil analysis part 2: microbiological and biochemical properties. Weaver, R. W. Soil Science Society of America, Inc. 753-773 (1994).
    23. Jenkinson, D. S., Ladd, J. N. Microbial biomass in soil: measurement and turnover. Soil Biochemistry. Paul, E. A., Ladd, J. N. Marcel Dekker. 415-471 (1981).
    24. Blazier, M. A., et al. Poultry litter fertilization impacts on soil, plant, and water characteristics in loblolly pine (Pinus taeda L.) plantations and silvopastures in the mid-South USA. Principles, application, and assessment in soil science. Gungor, E. B. O. InTech, Inc. 43-74 (2011).
    25. Blazier, M. A., et al. Straw harvesting, fertilization, and fertilizer type alter soil biophysical properties in a loblolly pine plantation in the mid-South USA. Biol. Fertil. Soils. 45, 145-153 (2008).
    26. Blazier, M. A., et al. Loblolly pine age and density affects switchgrass growth and soil carbon in an agroforestry system. For. Sci. 58, 485-496 (2012).
    27. Blazier, M. A., et al. Nitrogen and carbon of switchgrass, loblolly pine, and cottonwood biofuel production systems in the Southeast United States. For. Sci. 61, 522-534 (2015).
    28. Zhang, M., et al. Decomposition differences of labile carbon from litter to soil in a tropical rain forest and rubber plantation of Xishuagbanna, southwest China. Eur. J. Soil Biol. 55, 55-61 (2013).
    29. Nelson, D. W., Sommers, L. E. Total carbon, organic carbon, and organic matter. Methods of soil analysis. Part 3: chemical methods. Sparks, D., et al. Soil Science Society of America, Inc. 961-1090 (1996).
    30. Huang, L., et al. Correlation among soil microorganisms, soil enzyme activities, and removal rates of pollutants in three constructed wetlands purifying micro-polluted river water. Soil Biol. Biochem. 70, 221-228 (2012).
    31. Kong, L., et al. Enzyme and root activities in surface-flow constructed wetlands. Chemosphere. 76, 601-608 (2009).
    32. Cui, L., et al. Evaluation of nutrient removal efficiency and microbial enzyme activity in a baffled subsurface-flow constructed wetland system. Bioresour. Technol. 146, 656-662 (2013).
    33. Jenkinson, D. S. Determination of microbial biomass carbon and nitrogen in soil. Advances in nitrogen cycling in agricultural ecosystems. Wilson, J. R. CAB International. 368-386 (1988).
    34. Sparling, G. P., et al. Interference from plant roots in the estimation of soil microbial ATP, C, N, and P. Soil Biol. Biochem. 17, 275-278 (1985).
    35. Christie, P., Beatte, J. A. M. Significance of sample size in measurement of soil microbial biomass by the chloroform fumigation-incubation method. Soil Biol. Biochem. 19, 149-152 (1987).
    36. McLaughlin, K. K., Hobbie, S. E. Comparison of labile soil organic matter fractionation techniques. Soil Sci. Soc. Am. J. 68, 1616-1625 (2004).
    37. Xia, X., et al. Variation of soil labile organic carbon pools along an elevational gradient in the Wuyi Mountains, China. J. Resour. Ecol. 1, 368-374 (2010).
    Vurdering av labile organisk karbon i jord Bruke Sekvensiell utgassing Inkubasjon Prosedyrer
    Play Video
    PDF DOI

    Cite this Article

    Blazier, M. A., Liechty, H. O. Assessment of Labile Organic Carbon in Soil Using Sequential Fumigation Incubation Procedures. J. Vis. Exp. (116), e54614, doi:10.3791/54614 (2016).More

    Blazier, M. A., Liechty, H. O. Assessment of Labile Organic Carbon in Soil Using Sequential Fumigation Incubation Procedures. J. Vis. Exp. (116), e54614, doi:10.3791/54614 (2016).

    Less
    Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
    View Video

    Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

    Waiting X
    simple hit counter