Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Environment

Оценка лабильного органического углерода в почве Использование процедур последовательного Фумигация инкубационного

doi: 10.3791/54614 Published: October 29, 2016

Abstract

Методы управления и изменения окружающей среды могут изменить питательных веществ почвы и круговорота углерода. Почва лабильным органического углерода, легко разлагаются C бассейн, очень чувствителен к помехам. Он также является основным субстратом для почвенных микроорганизмов, которая имеет основополагающее значение для круговорота питательных веществ. Из-за этих атрибутов, лабильным органический углерод (LOC) был идентифицирован в качестве параметра индикатора для здоровья почвы. Количественная скорость оборота LOC также помогает в понимании изменений в процессах велосипедного питательных веществ в почве. Последовательный метод фумигации инкубации был разработан для оценки LOC почвы и потенциальную скорость оборота C. Метод требует фумигации проб почвы и количественной оценки CO 2 -С respired в течение инкубационного периода 10 дней в течение ряда циклов фумигации-инкубации. Лабильная органического углерода и потенциальный коэффициент текучести C затем экстраполированы из накопленного СО 2 с отрицательной экспоненциальной модели. Порядок проведения этого метода описываютd.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Из-за его жизненно важную роль в Углерод (С) и круговорот питательных веществ и его чувствительность к изменению почвы, LOC почвы является важным параметром для измерения как показатель качества почвенного органического вещества. Леса и агроэкосистемы в значительной степени зависят от минерализации питательных веществ в почве органического вещества в качестве источника питательных веществ. Деятельность по управлению может изменить размер пула и скорость оборота почвы органического углерода, что приводит к изменениям в поставке питательных веществ 1. Почва органического углерода состоит из двух основных фракций непокорного C, который имеет текучесть кадров в несколько тысяч лет, и LOC, который имеет текучесть кадров от нескольких недель до нескольких лет 2,3,4. Почва лабильным C состоит из легко разлагающихся субстратов , таких как микробной биомассы С, с низким молекулярным весом соединений (аминокислоты, простые углеводы) из растительного rhizodeposition, а также побочных продуктов разложения и выщелачивания из растений помета 1,4,5. Поскольку почва лабильным С легко разлагаются, товысокочувствительными к практике управления и природных явлений , которые нарушают или изменяющих почвы 6. Почва лабильным C служит в качестве основного источника энергии для почвенных микроорганизмов в разложении органического вещества 7. В качестве такого, LOC воздействий круговороте питательных веществ в большей степени , чем устойчивые формы почвенного органического C 8. Почвенные микроорганизмы также ответственны за большинство гетеротрофной дыхания , которое происходит при разложении непокорного органического вещества почвы с помощью облегченного заливной эффекта LOC 9,10,11. Это дыхание играет существенную роль в глобальных циклах C , потому что почва органического углерода примерно вдвое больше , чем в атмосфере C 11.

В результате его важность в наземных экосистемах, несколько методов были разработаны для оценки LOC почвы. Эти методы могут быть разграничены на три общих классификаций: физические, химические и биохимические. Денситометрические методы разделения являются физические метODS , которые состоят из отделения почвы органического углерода в тяжелых или легких фракций или в грубой и тонкой органической частиц C 12,13,14,15. Методы разделения относительно легко выполнить, но они не часто дают стабильные результаты , поскольку эти фракции меняются в зависимости от минерального состава типа почвы, растительного материала размера и плотности, а также почвы совокупной консистенции 13,15. Методы разделения также производят только количественную информацию о LOC 15.

Несколько химических методов доступны для оценки LOC. Водной экстракции из органического углерода относительно легко осуществимо, и методы часто дают легко воспроизводимые результаты. Тем не менее, эти извлечений не связаны весь спектр доступных субстратов для микроорганизмов 15. Существует несколько способов окисления для химического фракционирования почвенного органического углерода были разработаны. Методы окисления имеют преимущество, характеризующие количество и качество лабильного органического углерода, Хотя некоторые методы требуют работы с опасными химическими веществами и существует изменчивость среди методов в воспроизводимости результатов 15. Способ экстракции кислотой гидролиз другой тип химической процедуры фракционирования , который может измерять количество и качество LOC, но результаты этого метода не способствуют интерпретации его биологических свойств 13,15.

Биохимические методы интерпретации LOC почвы были разработаны. Лабильная органического углерода может быть измерена как CO 2 , выброшенного микроорганизмами в дыхательных анализах. Эти анализы дают оценки истинного минерализуемого органического вещества, но , как правило , только самые неустойчивые соединения являются минерализованные в ходе теста 15. Почва микробной биомассы С измеряли фумигации-инкубирования 16 и фумигации-экстракции 17 была использована для разработки выводов о LOC. Тем не менее, эти процедуры дают оценки C в микробной биомассы, а не LOC. Обе процедуры включают окуривание вычитание значений от не-окурены почвы для определения микробной биомассы C, но было высказано предположение , что значения , полученные без вычитания не-фумигации почвы обеспечивают измерение лабильных органических фракций С в дополнение к микробной биомассы 18 ,

Процедура 13 последовательного фумигации-инкубирование (СФИ) для измерения LOC является биохимическим методом адаптировано из процедуры 16 фумигации-инкубационного почвы микробной биомассы измерения C. Метод СФИ имеет ряд преимуществ по сравнению с другими методами оценки LOC. Концептуальная основа для метода состоит в том, что LOC является микробиологически разлагаемые C, который регулирует рост микробов и что LOC физически доступным и химически разлагаются почвенными микроорганизмами. В полевых условиях, микробный рост, как правило, ограничивается наличием углерода, наличие питательных веществ, доступных порового пространства, и / или хищничества. Эти факторы являются почти ELIMIтакелажные путем фумигации, создавая беспрепятственные условия для роста микробов. Нет питательных веществ не будут удалены в течение инкубационного периода метода. В течение нескольких фумигации и инкубационных циклов, микробный рост становится ограниченным количеством C и качеством (лабильность) 13. Накопленная CO 2 respired во время циклов инкубации используется экстраполировать LOC с простой отрицательной экспоненциальной модели 11,13,19. Потенциальная скорость оборота C также может быть получен из наклона экспоненциальной модели, поэтому метод СФИ имеет преимущество по сравнению с большинством других методов LOC одновременно оценки концентрации и потенциальную скорость оборота LOC 11. Для других методов, информация о потенциальных темпов оборачиваемости LOC может быть установлено только в том случае индикаторы , такие как 14 C используются 13. Метод СФИ, таким образом, относительно простой и недорогой метод для получения измерения обоих LOC и его потенциальных темпов оборота.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Сбор почвы получить образцы представителя условий в экспериментальной зоне и в пределах экспериментальных установок 20

  1. Определение различий в свойствах сайта, таких как склоновых и свойств почвы, включая текстуры, объемная плотность, рН, органические глубины горизонта, и / или концентрации питательных веществ. Определить какие-либо различия в типе растительности в пределах участков. Использование известных или опубликованных оценок коэффициентов вариации для свойства сайта, чтобы оценить количество образцов, необходимых для достижения заранее заданных относительной погрешности.
  2. Образец почвы с помощью бура или другого устройства сбора в шаблон, основанный на месте и экспериментальных условиях на единицу продукции.
    1. Для однородных условий, используйте случайный узор выборки в пределах каждой экспериментальной единицы.
      1. Назначение выборочных точек на скорости либо полностью случайных местах в пределах экспериментальной единицы или в зигзагом.
      2. Образец почвы в каждой случайной точке или в точках, назначенных в зигзагообразной скороговоркойп. Отмахнуться органическое вещество с поверхности минеральной почвы перед использованием шнек или другое устройство сбора выкопать образца почвы.
        Примечание: Метод СФИ был разработан с использованием почвенных горизонтов из Оа и ниже 13. Дальнейшие испытания необходимы, если горизонт над Оа могут быть проверены с помощью метода SFI.
      3. Смешайте все образцы, собранные в пределах экспериментальной установки в одну емкость и физически смешивать отдельные образцы в контейнере для создания составного образца для каждой экспериментальной единицы.
    2. Для гетерогенных условиях, которые гораздо более распространены, использовать систематический характер выборки в пределах каждой экспериментальной единицы.
      1. Образцы почвы вдоль разрезу в центре каждой экспериментальной установки таким образом, что расстояние между точками выборки в пределах трансекте меньше, чем расстояние, необходимое для представления изменчивости в пределах экспериментальных единиц.
      2. Образцы почвы вдоль нескольких разрезах в пределах каждого ехриментальное блок, который образуют рисунок сетки в относительно больших экспериментальных установок или экспериментальных установок с несколькими источниками изменчивости.
      3. Смешайте все образцы, собранные вдоль каждого разреза в одну емкость и физически смешивать отдельные образцы внутри контейнера для создания составного образца для каждого разреза.

2. Подготовка почвы для анализа SFI

  1. Место образцы в ледяной упаковке заполнены охладитель сразу после сбора в полевых условиях.
  2. По прибытии на объект, на котором образцы не должны храниться до проведения анализа, место образцов в холодильнике при температуре 4 ° С до подготовки проб и процедуры SFI не проводятся.
  3. Сито образцы почвы через сито х 6,4 мм на 6,4 мм. Очистите сетку с водой между каждым образцом для предотвращения загрязнения между образцами.
  4. Для каждого образца измеряют три 100 г подвыборки и помещают 100 г подвыборки в стакане емкостью 250 мл. Обложка EACч химический стакан с Parafilm и оставить их на столешницу в течение 10 дней при 25 ° C.

3. Принимать Подобразцы для определения печи сухого веса

  1. В конце 10-дневного предварительной инкубации образцов почвы, удалить парафином из каждого образца.
  2. Запишите вес алюминиевого весить лодку. Принимать по 1 г почвы из всех образцов и место в лодке весят.
  3. Запишите вес влажной почвы и весят лодку.
  4. Поместите взвешивании лодки с почвой в печи при температуре 105 ° С. После того, как образцы достижения постоянного веса, который, как правило, через 48 ч, запись веса взвешивании лодки и почвы.
  5. Вычтите вес весить лодки от весов, взятых из влажной почвы и сухой почвы в взвешивании лодки, чтобы получить влажный и сухой вес почвы. Выведите сухой: влажная соотношение почвы путем деления веса сухой почвы путем влажного веса почвы.

4. Образцы почвы фумигации

  1. Поместите влажным бумажным полотенцем в нижней части по меньшей мере двух (море могут быть необходимы в зависимости от количества образцов) 10,5 л стеклянной вакуумной эксикаторе с фарфоровых тарелок.
  2. Для всех образцов, взвешивают 30 г почвы на три отдельных стеклянных флаконах. Используйте ампул достаточно велик, чтобы вместить 40 г почвы и достаточно узкие, чтобы поместиться в отверстие 40 мм, если используется конструкция инкубационный контейнер описано в разделе 5.
  3. При использовании маркировочной лентой для идентификации каждого 30 г подвыборки почвы, используйте карандаш, потому что фумигация деградирует чернила.
  4. Поместите два из трех 30 г подвыборки для каждого образца почвы в вакуум-сушилке для окуривания и один подвыборки в вакуум-эксикаторе, что не будет проводить окуривание.
  5. В химическом стакане емкостью 100 мл, положите слой Кипелки достаточно, чтобы покрыть дно стакана.
  6. Налейте 50 мл этанола , свободных от хлороформа (CHCl 3) в химический стакан емкостью 100 мл со слоем Кипелки. Поместите 100 мл химический стакан с кипящим камнями и CHCl 3 в центре эксикаторе , заполненной 30 г почвыподвыборки. Провести этот шаг под вытяжкой.
  7. Под вытяжкой, используйте вакуум , чтобы вскипятить CHCl 3 дезинфицировать два комплекта подвыборках в образце почвы.
    1. Подключить вакуум в вакуум-эксикаторе с вакуумной трубкой. Запустить вакуум и смотреть , как CHCl 3 начинает кипеть.
    2. Разрешить CHCl 3 кипеть в течение 30 секунд и отсоедините вакуумный шланг от эксикаторе , чтобы позволить воздуху течь обратно в эксикаторе. Этот шаг способствует вступлению CHCl 3 газа в образцах почвы. Повторите дважды.
    3. Выполните четвертый и последний кипении CHCl 3, что позволяет ему кипеть в течение 2 мин.
    4. С помощью вакуума все еще работает, закройте уплотнение на вакуум-эксикаторе так, что вакуум в эксикатор поддерживается. Выключите пылесос и отсоедините вакуумный шланг от эксикаторе.
  8. Уплотнение эксикатор, содержащий не-фумигации образцы, помещая крышку на эксикаторе и герметизации вакуумной пробкой. пшнурок Эксикаторы (фумигации и не фумигации) в затемненной области (например, в шкафу) в течение 24 часов. Не повторяйте вакуумные процедуры подраздела 4.7 на эксикаторе, содержащем не фумигации образцы.

5. Собрать Контейнеры для почвы Инкубация образцов

  1. Нажмите 15 см длины стеклянного стержня с помощью размера 10 резиновой пробкой с отверстием в центре. Диаметр штока должна быть достаточной, чтобы соответствовать через отверстие прилегать.
  2. Добавьте 0,5 л полупрозрачные широкий рот полипропиленовые бутылки с идентификацией, которая соответствует фумигации и не фумигированной идентификации подвыборки.

6. Вакуумирование Хлороформ из Эксикаторы под вытяжкой

  1. Откройте пробку на вакуумном эксикаторе, чтобы поток воздуха в эксикаторе. Снимите крышку с эксикаторе, и взять образцы и влажное полотенце из эксикаторе.
  2. Используйте вакуум , чтобы эвакуировать CHCl 3 газа из образцов почвы.
    1. Включите вакуумный насос и дайте насосу поработать в течение пяти минут. Отсоедините вакуумный шланг от эксикаторе, чтобы поток воздуха в эксикаторе.
    2. Повторите шаг 6.3.2 в четыре раза.

7. Перемещение каждой подвыборки почвы в инкубационного контейнер (рисунок 1) Провести 10 дней инкубации

  1. Пипетка 1 мл деионизованной воды в инкубационном контейнере. Подключите пустой стеклянный пузырек к стеклянной палочкой, простирающейся от размера 10 стопора, используя резиновую ленту. Открытый конец стеклянного пузырька должна быть обращена к основанию пробки. Флакон Стекло должно иметь размер, достаточный, чтобы вместить до 40 мл жидкости.
  2. Поместите флакон, содержащий 30 г подвыборки почвы в инкубационном контейнере.
  3. Добавляют 1 г не-фумигации почвы из исходного образца почвы к каждому из своих соответствующих подвыборках (фумигации и не фумигации) в качестве inoculuм.
  4. Пипетка 1 мл 2 М NaOH в стеклянную ампулу, соединенного с пробкой / стеклянной палочкой. Нажать стопор / стеклянный стержень на верхнюю часть инкубационной емкости. Накройте верхнюю часть инкубационной емкости парапленкой.
  5. Создать инкубационный контейнер, который не содержит почвы. Соберите от трех до пяти не-почвенные инкубации контейнеры.
    Примечание: Кислота , используемая для титровать образцов контейнера нет почвенного покрова имеет важное значение для определения СО 2 минерализации в течение инкубационного периода, который описан ниже в подразделе 9.3. Как таковые, несколько контейнеров не-почвы создаются в качестве защиты от неправильного обращения или титрования инкубационного контейнера не почвенного покрова , который создаст ошибку при расчете минерализацией CO 2 для всех образцов. Кислота, используемая для титровать образцы из не-почвенных контейнеров должны быть близки по значениям; значение весьма непохожи кислоты среди образцов контейнеров нет почвенного покрова, скорее всего, является результатом неправильного обращения образца или титрования. Выполните процедуры раздела 5 для сборки инкубационных контейнеров.
  6. Выполните процедуры 7.1 и 7.4.
  • Поместите все инкубации контейнеры в затемненной области хранения при 25 ° C. Оставьте все инкубационные контейнеры в зоне хранения в течение 10 дней.
  • 8. Выполните Титрование на каждой подвыборки к Количественно CO 2 , выделяемого микробной Дыхания в течение инкубационного периода

    1. Извлеките стеклянный пузырек, содержащий 2 М NaOH из инкубационной емкости.
    2. Пипетка 2 мл 1 М BaCl 2 в стеклянную пробирку , содержащую 2 M NaOH.
    3. Добавьте одну каплю фенолфталеина (C 20 H 14 O 4) из пипетки или пипеткой в стеклянную пробирку , содержащую смесь BaCl 2 и NaOH. Поместите магнитной мешалкой в ​​стеклянную пробирку и помещают стеклянный пузырек на мешалке.
    4. С активированной мешалке, медленно добавляют 0,1 N HCl с бюретки до повторногоd окрашивание смеси в стеклянном сосуде станет прозрачной.
    5. Регистрируют количество HCl, необходимое для изменения окраски смеси в стеклянный флакон.

    9. Определение микробной биомассы C из данных , собранных во время первой фумигации-инкубационного цикла 16,21,22

    1. Определить сухой вес почвы в каждой подвыборки путем умножения его влажный вес сухой: влажная весовом соотношении, полученного на стадии 3.8.
    2. Определить среднее количество HCl, используемого для титруйте не-инкубационных почвы контейнеров.
    3. Подсчитайте CO 2 минерализованной в течение 10-суточной инкубации с использованием формулы:
      Уравнение 1
      где CO 2 = CO 2 минерализованные в течение 10-дневной инкубации
      NS = Кислота, используемая для титрования проб в инкубационном контейнере нет почвенного покрова
      S = Кислота, используемая для титрования образцов, содержащих почву в инкубационном контейнере
      М = молярность гое HCl
      Е = 6, эквивалентный вес
      W = сухой вес почвы, содержащихся в инкубационном контейнере
    4. Вычислить микробной биомассы C с использованием формулы:
      Уравнение 2
      где BioC = микробной биомассы C
      F = CO 2 минерализованные из почвы подвыборках , что окуривали
      NF = CO 2 минерализованные из почвы подвыборках , которые не являлись фумигации
      K = доля микробной биомассы C минерализованных до СО 2
      1. Определите значение для K либо прямого измерения 14 С минерализацией в предварительных испытаниях с почвой или опубликованных значений 22. Значение 0,45 обычно используется для K для этого анализа 23.
    5. Выполните последовательную фумигации и циклов инкубации повторяя секциям 4-8 семь раз для почвенных подвыборках, которые были фумигации в первом фумигации-инкубационного цикла.

    10. Determине Лабильная C и C Потенциал Оборот Скорость передачи с помощью СО 2 минерализованных в течение восьми фумигации и инкубация циклов

    1. Используйте следующую формулу для определения коэффициента коррекции для почвенным добавляют к образцам после каждого фумигации:
      Уравнение 3
      Где IC = поправочный коэффициент для посевного материала
      C '= количество CO 2 от не-фумигации подвыборки в течение первой 10-дневной инкубации
      г = отношение Масса почвенным к фумигации почвы в цикле инкубации первого фумигации
      С т = Инкубационный цикл (1, 2 ... 8), такое , что С т-1 = 0 , когда T = 1
    2. Используйте следующую формулу для оценки CO 2 , выброшенного во время каждой инкубации для каждой подвыборки:
      Уравнение 4
      где Ct = CO 2 выпущен во время инкубации
      NS = кислота, используемая для титровать образцовпри работе без почвы инкубационного контейнера
      S = Кислота, используемая для титрования образцов, содержащих почву в инкубационном контейнере
      IC = поправочный коэффициент для посевного материала (определяется на этапе 10.1)
      Е = 6, эквивалентный вес
      W = сухой вес почвы, содержащихся в инкубационном контейнере
    3. Выведите лабильный органический C с использованием нелинейной регрессии.
      1. Организация таблицу , которая включает в себя для каждого образца идентификаторов для образца, количество инкубационного цикла (1, 2 ... 8), и СО 2 , выброшенного во время инкубации (полученный на стадии 10.2).
      2. Использование программного обеспечения, способного нелинейной регрессии, подходят следующие модели к набору данных:
        Уравнение 5
        где CSUM = сумма CO 2 , выброшенного в течение восьми циклов инкубации
        LOC = почвы лабильной органического углерода
        K = потенциал время оборота
        т = Инкубационный цикл (1, 2 ... 8)
    4. Преобразовать потенциальный оборот тИМЕ с шага 10.3.2 в дни путем умножения инверсию к на 10 из-за цикла инкубации 10 дней.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Representative Results

    or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

    Метод СФИ был использован , как описано в этой статье , в серии экспериментов , проведенных на юго - востоке Соединенных Штатов 24,25,26,27. Вместе эти эксперименты охватывает различные типы растительности, в том числе Loblolly сосны (Pinus Таеда L.), проса (Panicum virgatum L.), тополь (Populus осокорь Бартрам ех Marsh.) И сои (Glycine макс L. Merr.). Метод был чувствителен при определении различий в LOC и / или потенциальных темпов оборота C между оплодотворением и кадрирование практике лечения во всех исследованиях. Был перекрытием в диапазоне LOC и потенциальных темпов оборота сообщалось в этой серии исследований (рисунок 2). Вариации в диапазонах LOC в этих исследованиях подчеркнуть чувствительность метода SFI при выявлении различий в лабильной С и потенциального оборота C. Система кадрирование ладанной сосны и проса аллея была гreatest диапазон LOC среди типов растительности; Исследования этого типа растительности охватывает широкий спектр условий эксплуатации по сравнению с другими типами растительности. Участки варьировалась в типе почвы и возраста ладанной сосны от несовершеннолетнего яруса до позднего вращения. Chronosequence от возраста, вероятно ярус создали самый большой вариации органических материалов вещества среди видов растительности, представленные здесь репрезентативных результатов. Изучено проса типа пастбищной растительности в самом широком массиве почвенных текстур, а также демонстрируют относительно высокую дисперсию в отчетных значений. Тип растительности сои имели относительно высокие значения LOC среди типов сайтов, которые, скорее всего, связанные с ежегодным отложением мертвой надземной и подземной биомассы в почву во время ее урожая. Лоблолли сосновые плантации, которые характеризуются относительно непокорных кислой сосны помета в качестве основного источника органического вещества почвы, выставлены самые высокие потенциальные показатели текучести кадров C-амОнг типов растительности отобранных здесь репрезентативных результатов. Диапазон значений , представленных в этой серии исследований , также находится в пределах диапазона найденных в диапазоне почв , используемых для разработки метода SFI 13 и в последующих экспериментах , проведенных с субтропических лесов в Китае одним из ученых , которая разработала метод SFI 11,28.

    Рисунок 1
    Рисунок 1. Инкубационный контейнер для проведения последовательной процедуры фумигации инкубации для лабильного органического углерода и потенциального определения скорости оборота C. Слева находится бутылка Nalgene, VIAL отстранен от стопорного стержня содержит NaOH, и флакон , содержащий 30 г почвы показали , разделенных для демонстрационных целей. Контейнер справа имеет почву и стопорный стержень, расположенный внутри бутылки Nalgene парапленкой вдоль вершины, как будет сделано во время инкубации.Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

    фигура 2
    Рисунок 2. Диапазон лабильного органического углерода и потенциальной скорости оборота C , как измерено с последовательным методом фумигации инкубации в различных почв и растительности в условиях юго - востоке Соединенных Штатов. Изменяется сообщили адаптированы частично из предыдущих исследований 24,25,26,27. Типы растительности являются: (1) ладанной плантации сосны, (2) ладанной сосны и bahiagrass пастбищ, (3) Система ладанной сосны и проса переулка кадрирование, (4) проса пастбища, (5) сои, и (6) тополь плантацию. Бары представляют стандартное отклонение. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию гоэто цифра.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Soil auger sampling kit JMC PN039 Several other manufacturers of punch augers are available
    Parafilm Curwood PM999
    Aluminum weighing boats Fisherbrand 08-732-103
    General purpose drying oven Fisher Scientific 15-103-0511 Many other manufacturers of general purpose laboratory ovens are available
    10.5 L vacuum desiccator Corning 3121-250
    Glass scintillation vial Wheaton 968560
    Glass threaded vials, 41 ml Fisherbrand 03-339-21N
    Chloroform, stabilized with amylenes Sigma-Aldrich 67-66-3
    Boiling chips Fisher Scientific S25201
    Glass rod Fisherbrand S63449
    Size 10 rubber stopper Fisherbrand 14-130P Rubber stoppers can be purchased as solid and drilled in center to install glass rod or bought with a hole to insert glass rod
    Wide-mouth PPCO bottle, 0.5 L ThermoScientific 3121050016
    Sodium hydroxide, reagent grade Sigma-Aldrich S5881
    Barium chloride Sigma-Aldrich 202738
    Phenolphthalein indicator Fisher Scientific S25466
    Hydrochloric acid solution, 0.1 N Fisher Scientific SA54-4

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

    1. Blair, G., et al. Soil carbon fractions based on their degree of oxidation, and the development of a carbon management index for agricultural systems. Aust. J. Agric. Res. 46, 1459-1466 (1995).
    2. Schimel, D. S., et al. Soil organic matter dynamics in paired rangeland and cropland toposequences in North Dakota. Geoderma. 36, 201-214 (1985).
    3. Parton, W. J., et al. Analysis of factors controlling soil organic matter levels in great-plains grasslands. Soil Sci. Soc. Am. J. 51, 1173-1179 (1987).
    4. Wu, H., et al. Labile organic C and N mineralization of soil aggregate size classes in semiarid grasslands as affected by grazing management. Biol. Fertil. Soils. 48, 305-313 (2011).
    5. Jones, D. L., et al. Plant and mycorrhizal regulation of rhizodeposition. New Phytol. 163, 459-480 (2004).
    6. Harrison, K. G., et al. The effect of changing land use of soil radiocarbon. Science. 262, 725-726 (1993).
    7. Jinbo, Z., et al. Land use effects on the distribution of labile organic carbon fractions through soil profiles. Soil Sci Soc. Am. J. 70, 660-667 (2006).
    8. Whalen, J. K., et al. Carbon and nitrogen mineralization from light- and heavy-fraction additions to soil. Soil Biol Biochem. 32, 1345-1352 (2000).
    9. Gregorich, E. G., et al. Towards a minimum data set to assess soil organic matter quality in agricultural soils. Can. J. Soil Sci. 74, 367-385 (1994).
    10. Hamer, U., et al. Priming effects in different soil types induced by fructose, alanine, oxalic acid and catechol additions. Soil Biol. Biochem. 37, 445-454 (2005).
    11. Feng, W., et al. Shifting sources of soil labile organic carbon after termination of plant carbon inputs in a subtropical moist forest of southwest China. Ecol. Res. 26, 437-444 (2011).
    12. Tisdall, J. M. Formation of soil aggregates and accumulation of soil organic matter. Structure and Organic Matter Storage in Agricultural Soils. Carter, M. R., Stewart, B. A. Lewis Publishers. 57-96 (1996).
    13. Zou, X. M., et al. Estimating soil labile organic carbon and potential turnover rates using a sequential fumigation-incubation procedure. Soil Biol. Biochem. 37, 1923-1928 (2005).
    14. Cambardella, C. A., Elliott, E. T. Particulate soil organic matter changes across a grassland cultivation sequence. Soil Sci. Soc. Am. J. 56, 777-783 (1992).
    15. Strosser, E. Methods for determination of labile soil organic matter: an overview. J. Agrobiol. 27, 49-60 (2010).
    16. Jenkinson, D. A., Powlson, D. S. The effects of biocidal treatment on metabolism in soil V: a method for measuring soil biomass. Soil Biol. Biochem. 8, 209-213 (1976).
    17. Vance, E. D., et al. An extraction method for measuring soil microbial biomass C. Soil Biol. Biochem. 19, 703-707 (1987).
    18. De-Polli, H., et al. Chloroform fumigation-extraction labile C pool (microbial biomass C "plus") shows high correlation to microbial biomass C in Argentinian and Brazilian soils. Cienc. Suelo. 25, 15-22 (2007).
    19. Olson, J. S. Energy storage and the balance of producers and decomposers in ecological systems. Ecology. 44, 322-331 (1963).
    20. Pennock, D., et al. Chapter 1, Unit 1, Soil sampling designs. Soil Sampling and Methods of Analysis. Carter, M. R., Gregorich, E. G. CRC Press, Taylor & Francis Group, LLC. (2008).
    21. Luizao, R. C. C., et al. Seasonal variation of soil microbial biomass: the effects of clearfelling a tropical rainforest and establishment of pasture in the central Amazon. Soil Biol. Biochem. 24, 805-813 (1992).
    22. Horwath, W. R., Paul, E. A., et al. Microbial biomass. Methods of soil analysis part 2: microbiological and biochemical properties. Weaver, R. W. Soil Science Society of America, Inc. 753-773 (1994).
    23. Jenkinson, D. S., Ladd, J. N. Microbial biomass in soil: measurement and turnover. Soil Biochemistry. Paul, E. A., Ladd, J. N. Marcel Dekker. 415-471 (1981).
    24. Blazier, M. A., et al. Poultry litter fertilization impacts on soil, plant, and water characteristics in loblolly pine (Pinus taeda L.) plantations and silvopastures in the mid-South USA. Principles, application, and assessment in soil science. Gungor, E. B. O. InTech, Inc. 43-74 (2011).
    25. Blazier, M. A., et al. Straw harvesting, fertilization, and fertilizer type alter soil biophysical properties in a loblolly pine plantation in the mid-South USA. Biol. Fertil. Soils. 45, 145-153 (2008).
    26. Blazier, M. A., et al. Loblolly pine age and density affects switchgrass growth and soil carbon in an agroforestry system. For. Sci. 58, 485-496 (2012).
    27. Blazier, M. A., et al. Nitrogen and carbon of switchgrass, loblolly pine, and cottonwood biofuel production systems in the Southeast United States. For. Sci. 61, 522-534 (2015).
    28. Zhang, M., et al. Decomposition differences of labile carbon from litter to soil in a tropical rain forest and rubber plantation of Xishuagbanna, southwest China. Eur. J. Soil Biol. 55, 55-61 (2013).
    29. Nelson, D. W., Sommers, L. E. Total carbon, organic carbon, and organic matter. Methods of soil analysis. Part 3: chemical methods. Sparks, D., et al. Soil Science Society of America, Inc. 961-1090 (1996).
    30. Huang, L., et al. Correlation among soil microorganisms, soil enzyme activities, and removal rates of pollutants in three constructed wetlands purifying micro-polluted river water. Soil Biol. Biochem. 70, 221-228 (2012).
    31. Kong, L., et al. Enzyme and root activities in surface-flow constructed wetlands. Chemosphere. 76, 601-608 (2009).
    32. Cui, L., et al. Evaluation of nutrient removal efficiency and microbial enzyme activity in a baffled subsurface-flow constructed wetland system. Bioresour. Technol. 146, 656-662 (2013).
    33. Jenkinson, D. S. Determination of microbial biomass carbon and nitrogen in soil. Advances in nitrogen cycling in agricultural ecosystems. Wilson, J. R. CAB International. 368-386 (1988).
    34. Sparling, G. P., et al. Interference from plant roots in the estimation of soil microbial ATP, C, N, and P. Soil Biol. Biochem. 17, 275-278 (1985).
    35. Christie, P., Beatte, J. A. M. Significance of sample size in measurement of soil microbial biomass by the chloroform fumigation-incubation method. Soil Biol. Biochem. 19, 149-152 (1987).
    36. McLaughlin, K. K., Hobbie, S. E. Comparison of labile soil organic matter fractionation techniques. Soil Sci. Soc. Am. J. 68, 1616-1625 (2004).
    37. Xia, X., et al. Variation of soil labile organic carbon pools along an elevational gradient in the Wuyi Mountains, China. J. Resour. Ecol. 1, 368-374 (2010).
    Оценка лабильного органического углерода в почве Использование процедур последовательного Фумигация инкубационного
    Play Video
    PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

    Cite this Article

    Blazier, M. A., Liechty, H. O. Assessment of Labile Organic Carbon in Soil Using Sequential Fumigation Incubation Procedures. J. Vis. Exp. (116), e54614, doi:10.3791/54614 (2016).More

    Blazier, M. A., Liechty, H. O. Assessment of Labile Organic Carbon in Soil Using Sequential Fumigation Incubation Procedures. J. Vis. Exp. (116), e54614, doi:10.3791/54614 (2016).

    Less
    Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
    View Video

    Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

    Waiting X
    simple hit counter