Introduction
Transdução-transplante é um método útil para modelar doenças malignas hematológicas em ratinhos. Esta técnica tem sido particularmente valiosa para estudar malignidades mielóides que datam da primeira demonstração de que a expressão ectópica de BCR-ABL1 poderia fielmente recapitular leucemia mielóide crônica em ratos 1. Esta técnica foi posteriormente facilitou o estudo extensivo de JAK2 V617F e MPL W515K / L mutado neoplasia mieloproliferativa (MPN).
NMP são um grupo de doenças hematológicas, caracterizado por o excesso de produção de células mielóides maduras e fibrose da medula óssea. Essas doenças geralmente surgem a partir da expansão clonal de uma célula-tronco hematopoiéticas, que adquiriu uma mutação somática em qualquer Jak2, MPL, ou Calr. Transdução-transplante JAK2 V617F e MPL W515K L modelos / exibem as características clínicas da policitemia vera e mielofibrose 2-5 </ Sup>. Recentemente, também foi gerado um modelo de ratinho de NMP mutada-calreticulina com o método de transdução-transplante 6. Estes ratinhos desenvolvem uma doença essencial thrombocythemia-like com o aumento das plaquetas, aumento do número de megacariócitos e fibrose da medula óssea. Juntos, esses modelos não só forneceram a oportunidade para obter insights sobre a patogênese molecular do MPN, mas também a capacidade de desenvolver e estudar terapias em um ambiente pré-clínica.
Este manuscrito fornece uma descrição detalhada da metodologia de transdução-transplante, com foco na mutação CALRdel52. Esta técnica envolve a transplantação de células de medula óssea transduzidas retroviralmente expressando o mutante de construir em ratinhos receptores singeneicos irradiados.
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Protocol
Este estudo foi aprovado e executado de acordo com as recomendações do Comité Cuidado e Uso Institucional Animal da Universidade da Califórnia, Irvine. Todos os procedimentos foram realizados sob anestesia isoflurano e todos os esforços foram feitos para minimizar o sofrimento.
1. Produção de Retrovírus ecotrópico
- Preparar plasmídeos de alta qualidade com uma concentração de pelo menos 1 mg / mL usando um kit Maxi-prep comercial ou purificação de cloreto de césio.
Nota: Estes incluem um vector de espinha dorsal MSCV que codifica o gene de interesse (neste caso Calr 7,8) e o marcador de escolha (GFP, neo, etc.), bem como um plasmídeo empacotamento ecotrópico, codificação de gag-pol-env (referido como aqui plasmídeo). - Descongelar e expandir células 293T de baixa passagem em DMEM suplementado com 10% de FBS e L-glutamina com penicilina / estreptomicina (D10). Placa 5 x 10 6 células em um prato de 10 centímetros de tecido tratado com a cultura em um umidificadoincubador de cultura de tecido a 37 ° C e 5% de CO 2.
- Expandir células 293T em cultura. No dia antes da transfecção, as células lavagem por adição de 1 ml de PBS e aspirar o sobrenadante para um balão de vácuo.
- Para trypsinize células, adiciona-se 2 ml de tripsina a 0,05% e incubar pratos numa incubadora de cultura de tecidos humidificada durante 2-3 min a 37 ° C e 5% de CO 2.
- Para parar a tripsinização, adicionar 3 ml D10 de prato e células de transferência para um tubo de 15 ml. Girar células a 400 xg durante 10 minutos.
- Aspirar o sobrenadante para um agregado de células frasco de vácuo e ressuspender em 2 ml de D10.
- Contagem das células por exclusão do azul de tripano utilizando um hemocitómetro.
- Semente de 2 x 10 6 culas por prato em três tecidos de 10 cm pratos tratados com cultura por vírus gerados.
NOTA: Para melhores resultados, não permitem que as células de exceder 30-50% de confluência no momento da transfecção ou pode ser obtido um rendimento de vírus pobre. - Imediatamente antes da transfecção,media aspirado em um balão de vácuo e substituir com 5 ml D10 fresco.
- Para cada placa de Petri de 10 cm para ser transfectada preparar um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml esterilizado individual.
- Pipeta 760 ul de meio de soro reduzido em cada tubo de microcentrífuga, em seguida, adicionar cuidadosamente 40 mL de reagente de transfecção diretamente para a mídia. Incubar os tubos no capuz de cultura de tecidos à temperatura ambiente durante 5 min.
- Adicionar 30 g de MSCV vector com o gene de interesse (15 ug se utilizando o vector vazio), bem como 5 ug de plasmídeo a cada tubo respectivo e misturar suavemente por pipetagem para cima e para baixo. Incubar à temperatura ambiente no capuz de cultura de tecidos durante mais 15 min.
NOTA: vetores menores tendem a ter rendimentos virais mais elevadas. - Cuidadosamente adicionar o volume total de cada reacção (aproximadamente 800 mL) gota a gota em seu respectivo 10 centímetros de Petri e gentilmente incline o prato de lado a lado para misturar. células retornar ao cu tecido umidificadoincubadora LTURE.
- Após 8 h ou uma incubação durante a noite na incubadora de cultura de tecidos, meios aspirado para um frasco de vácuo e colocar suavemente com 10 ml de D10 fresco.
- Em 48 horas após a transfecção recolher o sobrenadante para uma seringa de 35 mL e filtrar através de uma membrana de 0,45 pm para remover detritos celulares.
- OPCIONAL: Coloque 10 ml de volta fresco D10 nas células 293T e vírus adicional pode ser colhida em 72 horas após a transfecção.
- Descarte as células 293T em resíduos de risco biológico quando nenhum vírus adicionais são coletadas.
- sobrenadante viral alíquota em volumes de uso único (por exemplo, 1 ml de título do vírus ou 6,5 ml para a infecção BM). vírus flash-congelamento com nitrogênio líquido e vírus armazenar a -80 ° C.
NOTA: Evitar ciclos de congelamento / descongelamento repetidos à medida que reduzir muito o título do vírus.
2. Determinar título viral Relativa por Citometria de Fluxo
- Thaw 3T3 e manter em D10. Cultura as células em um 10 centímetrosda cultura de tecidos tratados prato numa incubadora de cultura de tecidos humidificada a 37 ° C e 5% de CO 2.
- Realizar título virai em triplicado. Para preparar as células, lavar as células por adição de 1 ml de PBS e aspirar o sobrenadante para um balão de vácuo.
- Para trypsinize células, adiciona-se 2 ml de tripsina a 0,05% e incubar pratos numa incubadora de cultura de tecidos humidificada a 37 ° C e 5% de CO 2.
- Para parar a tripsinização, adicionar 3 ml D10 de prato e células de transferência para um tubo de 15 ml. Girar células a 400 xg durante 10 minutos.
- Aspirar o sobrenadante para um agregado de células frasco de vácuo e ressuspender em 2 ml de D10.
- Contagem das células por exclusão do azul de tripano utilizando um hemocitómetro.
- Semente células 3T3 a uma densidade de 1 x 10 5 células em quinze 60 mm pratos de tecido de cultura tratados com e incubar durante a noite.
- Adicione 1: 3, 1:10, 1:30, e 1: 100 de sobrenadante viral diluições descongelado, usando D10 em um total de 1 ml. Também incluem um controle livre de vírus.
- aspirar meDiâmetro de células 3T3 em um frasco de vácuo e substituir com 4 ml de D10.
- Sobrepor as células 3T3 com as diluições do sobrenadante viral e adicionar polibreno a uma concentração final de 8 ug / ml a cada placa. Incubar durante 48 horas na incubadora de cultura de tecidos a 37 ° C e 5% de CO 2.
- Determinar título virai em relação por citometria de fluxo:
- Para lavar as células, aspirar os meios de comunicação em um balão de vácuo e adicionar 5 ml PBS.
- Aspirar o PBS para um balão de vácuo. Adicionar 1 ml de 0,05% de tripsina e incubar a 37 ° C durante 2-5 minutos para separar as células do prato.
- Adicionar 3 ml D10 e pipeta cima e para baixo para destacar todas as células restantes da placa. Transferir as células num tubo de FACS e centrifugar a 400 xg durante 10 min.
- Decantar o sobrenadante e lavar as células com 3 ml de PBS. Centrifuga-se a 400 xg durante 10 min e o sobrenadante decantado. Ressuspender em 200 ul de PBS.
- Células executado em um citômetro de fluxo 9. Recolha entre 20.000 - 30.000 eventos dentro tele vive portão celular (determinado pelo FSC vs. SSC) e calcular a percentagem de GFP + e GFP - células.
NOTA: O título virai é considerada aceitável quando a diluição do sobrenadante rendimentos virais, pelo menos, 50% + 3T3 células GFP 01:30. Se esta diluição resulta em menos do que 50% de células GFP +, em seguida, sub-óptimos resultados de transdução pode ser obtido. O cálculo para determinar título virai foi adaptado a partir Limon et ai. , Blood (1997) 9. - Para determinar o título do vírus relativo, use a equação: título do vírus = formando partículas unidades (UFP) / ml = [(Número de 3T3 × frequência de células GFP +) / Volume de sobrenadante (ml)] × Factor de diluição.
3. transdução de Doadores Células de Medula Óssea
- Para preparar ratinhos dadores de medula óssea (BM) de colheita, primeiro anestesiar ratos por vaporizador de isoflurano com uma taxa de fluxo de 5% suplementar combinadaoxigénio em 1 L / min. Comprima pé para avaliar a resposta.
NOTA: Os ratinhos dadores (menos de 8 semanas de idade) deve ser preparado 5 dias antes da colheita de medula óssea (8 dias antes da transplantação). Um camundongos doadores irá fornecer células suficientes para pelo menos 2 receptores. - Injectar 150 mg / kg de 5-fluorouracilo (5-FU) por meio de injecção retro-orbital em ratos anestesiados usando um 27 L × ½ "agulha.
CUIDADO! 5-FU um agente quimioterapêutico anti-câncer. Sempre lidar com 5-FU dentro de uma Cobertura de vapores químicos certificada ou de um gabinete de biossegurança canalizado. Consulte o comitê de segurança de laboratório e animal da instituição para determinar uma rotulagem adequada de camundongos tratados com 5-FU.- Posicione o mouse anestesiado em seu lado e restringir usando tanto o polegar eo dedo indicador de modo a que o olho sai ligeiramente da cabeça.
- Começando com o lateral, agulha para o canto medial e com o bisel voltado para cima, insira a agulha em um 45° ângulo na direção medial e parar quando a agulha é inserida no meio do caminho. Lentamente injetar células e remover remova cuidadosamente agulha.
NOTA: Se esta técnica é realizada corretamente, o olho deve recuar um pouco e nenhuma resistência deve ser sentida após a inserção da agulha. - Examine o mouse para detectar quaisquer sinais de lesão, tais como inchaço ou hemorragia.
- Colheita da medula óssea 5 dias após o tratamento com 5-FU (3 dias antes da transplantação).
- Anestesiar ratos por vaporizador de isoflurano com uma taxa de fluxo de 5% de oxigénio suplementar combinada em 1 L / min. Comprima pé para avaliar a resposta.
- Sacrifício do mouse por deslocamento cervical. Esterilizar rato pulverizando generosamente com etanol 70%, até a pele ficar molhada.
- Usando dissecando tesoura, fazer uma incisão na pele e dissecar a fáscia longe dos músculos da perna. Em seguida, dissecar a mão fora de rato, cortando o fêmur na altura do quadril e da tíbia, no tornozelo.
- dobrara perna em um "L" forma e separar cada osso da perna, cortando na articulação do joelho com uma tesoura de dissecção.
- Para remover cartilagem nas extremidades distais de cada osso da perna, usar as tesouras de dissecação para raspar suavemente músculo direcção de uma extremidade do osso da perna, até a cartilagem é desengatada.
- Usando uma seringa com uma agulha de 27 G x ½ polegada, lave cada osso da perna com PBS suplementado com 2% de FBS ao longo de um membrana de nylon de 100 um de um tubo de 50 ml. osso nivelado até osso torna-se branco para maximizar o número de células colhidas.
- Utilizar o êmbolo de uma seringa para triturar as células através da membrana de nylon no interior do tubo cónico de 50 ml para se obter uma suspensão de célula única. Repita com a outra perna mouse.
- células Centrifugar a 4 ° C durante 10 min a 400 xg e rejeitar o sobrenadante. Ressuspender BM potássio em 5 ml de cloreto de amónio (ACK) tampão para lisar as células vermelhas do sangue. Incubar as células em gelo durante 10 min.
- Encha o tubo com PBS para parar a lise celular. Centrifuge células a 4 ° C durante 10 min a 400 xg e rejeitar o sobrenadante. Repita o passo de lise se o pellet BM tem da cor vermelha.
- Ressuspender em 5 ml de PBS e contagem de células por exclusão com azul de tripano utilizando um hemocitómetro.
- Ressuspender as células a 2 x 10 6 culas por M e um cocktail pré-STIM 2x que contém DMEM suplementado com 20% de FBS, L-glutamina, penicilina / estreptomicina, a IL-3 (14 ng / ml), IL-6 (24 ng / ml), e SCF (112 ng / ml). Placa de 2 ml por poço em placas de 6 cavidades.
- Incubam-se as células durante a noite a 37 ° C e 5% de CO 2.
- Adicionar 2 ml de sobrenadante virai para cada poço contendo células de MO e adicionar polibreno (8 ug / ml). chapas giram a 30 ° C durante 90 min a 1500 xg, em seguida, voltar a placa na incubadora de cultura de tecidos durante a noite.
- suspensão de células em tubos cónicos de pipeta e centrifugar a 4 ° C durante 10 minutos a 400 xg, não elimine a placa. Ressuspender as células em 2 ml fresco 2x cocktail pré-Stim por poço e voltar aos poços originais. Executar uma spinoculation 2º, repetindo os passos 3,7-3,9.
4. Células de transplantes em ratos destinatário
- Prepare ratinhos receptores singeneicos para transplante com uma dose de irradiação corporal total letal <24 hr antes da injecção de células de MO.
NOTA: irradiação dose letal para camundongos BALB / c é normalmente 800-900 cGy e 1.000-1.200 cGy para C57B / 6 10. A dose está tipicamente em duas sessões de irradiação espaçados, pelo menos, 3-4 horas de intervalo. - Continuação da etapa 3.11, células do doador colheita transduzida a partir das 6 placas de poços com cuidado pipetando sobrenadante para tubos cônicos. Lave cada poço com 1 ml de PBS para coletar células residuais e adicionar 50 ml tubos cônicos.
- Adicionar 0,5 ml de tripsina a 0,05% aos poços e incuba-se a 37 ° C na incubadora de cultura de tecido durante 5 minutos.
- Adicionar 1 ml D10 aos poços e retirar todas as células restantes por pipetagem suave. Adicionar células para o respectivo tubos a partir do passo 4.2 e sedimento por centrifugação a 4 ° C durante 10 min a 400 x g.
- Lavar células com PBS e centrifugação a 4 ° C durante 10 min a 400 x g. Ressuspender em 5 ml PBS e contagem de células usando um hemocitômetro por exclusão azul de tripano.
NOTA: Se o vector tem uma marcação GFP então quantificar a percentagem de células positivas para GFP com um citómetro de fluxo. - Ressuspender 5 x 10 5 - 2 X 10 6 células em 50 - 100 ul de PBS para injecção em ratinhos.
- Injetar células através de injecção retro-orbital em ratos anestesiados usando um 27 G x ½ "agulha estéril.
NOTA: Outras técnicas de injeção incluem tail-veia, baço, ou femoral.- Anestesiar mouse usando isoflurano e pitada pé para avaliar a resposta.
- Posicione o mouse de lado e restringir usando tanto o polegar eo dedo indicador de modo a que o olho sai ligeiramente da cabeça.
- Com o bisel voltado para cima, insira o needle lateral ao canto medial em um ângulo de 45 °.
NOTA: Se esta técnica é realizada corretamente, o olho deve recuar um pouco e nenhuma resistência deve ser sentida após a inserção da agulha. - Examine o mouse para detectar quaisquer sinais de lesão, tais como inchaço ou hemorragia.
NOTA: Seguindo ratos transplante terá baixa contagem do sangue para um número de semanas e por isso são suscetíveis à infecção. pode ser utilizada a profilaxia com antibióticos ou uso de água acidificada.
- Um mês após o transplante, medir a GFP% no sangue periférico como indicador para células doadoras enxertados, por citometria de fluxo.
NOTA: GFP sozinha não pode determinar o sucesso do enxerto de células. A transdução viral pode ter falhado ainda enxerto pode ter ocorrido. Neste caso, não há células GFP + seria detectado, mas o enxerto de células transplantadas foi bem-sucedida.- Tome 10 ml de sangue periférico bY punção da veia safena da perna com um 21 L x 1 ½ "seringa e adicioná-lo ao EDTA 100 mM em PBS, para prevenir a coagulação.
- Adicionar 1 mL de ACK para o sangue e lise em gelo durante 10 min. as células por centrifugação a 400 xg durante 10 min.
- Aspirar o sobrenadante num balão de vácuo e adicionar 1 ml de PBS suplementado com FBS a 2% para parar a lise. as células por centrifugação a 400 xg durante 10 min.
- Aspirar o sobrenadante num balão de vácuo e sedimento ressuspender em 100 ul de PBS suplementado com 2% de FBS.
- Executar amostras em um citômetro de fluxo e recolher 300.000 eventos dentro do portão de células vivas (determinado pelo FSC vs. SSC) e calcular a percentagem de GFP + e GFP - células 9.
- Além disso em 1 mês pós-transplante, realizar hemogramas completos (CBC) usando um analisador de hematologia veterinária automatizado 18 para monitorar a progressão da doença.
NOTA: Continue a monitorar a doença por%GFP no sangue periférico e CBC mensalmente. - Para terminar a experiência, anestesiar mouse usando isoflurano e pitada pé para avaliar a resposta. Sacrifício do mouse por deslocamento cervical e baço colheita e medula óssea para histopatologia.
NOTA: A duração do experimento é subjetivo e a data da rescisão deve ser avaliada com base no fenótipo da doença esperado.
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Representative Results
A técnica de transdução-transplante resulta na reconstituição hematopoiética dos ratinhos receptores com células que expressam o gene de interesse. A Figura 1 mostra uma visão geral do modelo de rato transdução-transplante de calreticulina mutado MPN. Resumidamente, retrovírus que expressam CALRwt ou CALRdel52 é utilizado para infectar células de MO de um ratinho dador C57B / 6. transduzidas células são transplantadas para irradiado C57B / 6 rato receptor e doador da célula enxerto ocorre durante o primeiro mês pós-transplante. A evidência de um fenótipo da doença torna-se aparentes 3 meses pós-transplante em ratinhos exibem aumento de plaquetas e de megacariócitos, seguido por fibrose da medula óssea em 6 - 10 meses pós-transplante. Se as células doadoras não enxertar, rato morte pode ocorrer dentro das primeiras 2 semanas após o transplante. Além pobres injecção ou trauma durante a injeção, outros erros técnicos podem causar má enxerto de transduçãocélulas D ou morte mouse. Estes incluem irradiação sub-óptima de ratinhos receptores, se isso ocorrer a maioria das células hematopoiéticas do receptor será em vez de origem do doador. Por outro lado, a irradiação excessiva de receptores pode fazer com que os ratinhos para o desenvolvimento de doença induzida por irradiação ou mesmo a morte. Os títulos viral baixa irá resultar em baixa eficiência de infecção de células dadoras. Como consequência baixos números de células dadoras irá expressar o gene de interesse e por isso os ratinhos podem não demonstrar o fenótipo desejado. Por esta razão, é crucial que os vírus com títulos elevados é utilizado para transduzir células dadoras. A Figura 2 ilustra a forma de calcular título virai em relação onde o GFP% é calculado a partir dos eventos recolhidos a partir do portão de células vivas. A Figura 2B ilustra um título com mais do que uma partícula viral por célula (diluição 1: 3), bem como com os títulos de partículas virais por célula individuais (1:30, 1:10, e 1: 100 de sobrenadante). Idealmente, pelo menos 50% de células GFP + seria detecTed com diluição 1:30 de sobrenadante viral. A Figura 3 mostra evidência de um receptor de transplante bem sucedido em que ratinhos CALRdel52 exibem um fenótipo com NMP aumento de plaquetas, aumento da megacariócitos na medula óssea, fibrose e medula óssea.
Figura 1: Visão de Transdução-Transplante Rato Modelo de Mieloproliferativos Neoplasias. A) Produção de Retrovírus e determinação do título viral ocorre 1 - 2 semanas antes do transplante. B) D (-8) (cinco dias antes da colheita de medula óssea), ratinhos dadores são tratados com 5-FU para destruir as células de linhagem comprometida e induzir ciclagem de células estaminais hematopoiéticas. C) Em D (-3), a medula óssea é colhido a partir de ossos de perna e cultivadas em 2x dia para o outro pré-STIM para induzir o ciclo celular de células estaminais hematopoiéticas. D) As células doadoras são infectadas com sobrenadante viral em D (-2) e as células são centrifugadas a 400 xg a 30 ° C durante 1,5 horas para o 1 r spinoculation. E) No D (-1), um spinoculation 2º é executada em células do doador. Além disso, os ratos são irradiados para destruir as células no nicho de medula óssea de acolhimento para permitir o enxerto de células do doador. F) transduzidas células do dador são transplantadas em ratinhos receptores singeneicos irradiados em D0. G) Se as células doadoras não enxertar em seguida, a morte ocorrerá por dia 12 - 14 após o transplante se irradiação dose letal foi utilizada. H) O fenótipo MPN torna-se evidente aos 3 meses pós-transplante. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Figura 2: Determinação do título viral por citometria de fluxo. células 3T3 são transduzidas com diferentes concentrações de virus de transdução e a eficiência é monitorado por meio de citometria de fluxo. A) Os eventos são recolhidos dentro do portão de células vivas como visualizado por FSC vs. SSC. As células mortas são excluídos da análise GFP. B) Os histogramas mostram GFP% para cada volume de sobrenadante viral testado. O título virai é aceitável quando pelo menos 50% de células 3T3 são GFP + quando infectados com uma diluição do sobrenadante viral 01:30. Usando a equação do passo 2.11.6, o título virai foi calculado com base numa contagem celular de 400000 células. O cálculo para título virai, a uma diluição 1:30 segue: [(400.000 x 0,56) / 1) x 30] = 6,72 x 10 6 PFU / ml. Por etapa 3.7, infectando 4 x 10 6 células com 2 ml de sobrenadante virai resultaria em cada célula receptora 3 partículas virais.iles / ftp_upload / 54624 / 54624fig2large.jpg "target =" _ blank "> Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Evidência de Doadores de sucesso celular Enxerto e MPN fenótipo. ratinhos receptores irradiados sobreviventes para além de 2 semanas após o transplante indica enxerto com sucesso de células injetadas. Um) transplantadas células dadoras podem ser monitorizadas por% GFP no sangue periférico. B) Além disso, devem ser tomadas as contagens CBC para monitorar a progressão da doença. Aumento de plaquetas são detectados tão cedo quanto dois meses pós-transplante em CALRdel52 quando comparado com CALRwt e controle do vetor vazio. C) No momento da rescisão, os ratos CALRdel52 apresentam características clássicas do fenótipo MPN incluindo esplenomegalia (não mostrado), hipercelularidade da medula óssea, a expansão da megakaryocyTES na medula óssea, fibrose e medula óssea. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Erro técnico | Causas | Resultado |
| Pobre Injection ou Trauma | rejeição de transplantes | Failure Transplant |
| Bad Qualidade de células do doador | rejeição de transplantes | Falha transplante ou Morte |
| Título baixo Virus | Pobre Transdução de HSC | Failure Transplant |
| Alta irradiação Dose | Irradiação doença induzida | Morte |
| Baixa Do IrradiaçãoSE | rejeição de transplantes | Failure Transplant |
| Mice de Doadores de idade (+12 semanas) | Entrada Baixa HSC | Failure Transplant |
Tabela 1: erros técnicos que podem resultar em rato Morte ou insucesso do transplante. Esta tabela lista exemplos de erros técnicos e suas causas associadas que poderiam ocorrer com o protocolo de transplante de medula óssea.
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Discussion
Este protocolo fornece uma descrição detalhada de como realizar os transplantes de medula óssea em ratinhos recapitular uma doença trombocitemia essencial, como com progressão para mielofibrose com mutação CALRdel52 como o controlador da doença. O transplante bem sucedido de células que expressam os resultados CALRdel52 no aumento de plaquetas, a expansão de megacariócitos e fibrose da medula óssea. Como o transplante de medula óssea é um processo de vários passos, é importante reconhecer passos onde erro técnico pode ser evitada para evitar uma má enxerto de células que expressam o gene de interesse ou mesmo morte do rato.
Um fator crítico para um modelo de transdução-transplante bem-sucedido que é frequentemente esquecido é a qualidade do vírus. Vírus com títulos elevados facilita a boa eficiência de transdução e, assim, uma forte base para a doença, ao passo que utilizando um vírus associado com baixo título irá resultar em menor número de células que expressam o gene de interesse. effici transduçãocia pode ser reforçada por reagentes que aumentam o contacto entre o vírus e células tais como polibreno e RetroNectin. A transdução de HSC é conhecida por ser difícil, mesmo com elevadas concentrações de vírus, retrovírus ecotrópicas infecta apenas as células em divisão. A finalidade dos meios de comunicação de "pré-Stim" (contendo SCF, IL-3 e IL-6) é o de induzir o ciclismo de HSCs quiescentes. O sistema lentiviral pode ser usado como uma abordagem alternativa, se é necessária a infecção de células que não se dividem.
Outro factor que pode ter um efeito sobre a geração de vírus é do tipo de reagente de transfecção utilizado. reagentes de transfecção óptimas deve ser determinado empiricamente como foram observadas diferenças marcantes na toxicidade celular entre os grupos de pesquisa. O reagente de transfecção usada aqui resultou em bom rendimento viral com toxicidade celular de baixo. Outros reagentes de transfecção comuns incluem fosfato de cálcio 11 e o reagente de transfecção não lipossómicos, tais como Fugene. Este protocolo utiliza como plasmídeoo vetor de embalagens com trophisms tecidos específicos para ratos e ratinhos. Se considerar outros modelos animais para a transdução-transplante, com outros vectores de embalagem trophisms mais amplas também poderia ser usado para gerar amphotrophic pantrophic (largo alcance trophisms) retrovírus (murganho, rato, humano) ou.
Uma vantagem adicional para o modelo de transdução-transplante de medula óssea é a capacidade investigar a vantagem competitiva de duas populações de doadores diferentes ou para expressar múltiplos genes de interesse, simultaneamente, usando marcadores únicos para designar cada população de interesse. Tais transplantes muitas vezes utilizam congénica ratinhos C57BL / 6 para rastrear as células doadoras para além da utilização de um marcador de GFP integrado. Porque cong�icas ratinhos C57BL / 6 pode expressar marcadores de leucócitos para qualquer CD45.1 ou CD45.2, as células dadoras podem ser obtidos a partir de um fundo e transplantadas para o outro. Além disso, uma estirpe híbrido F1 pode ser gerado para produzir descendência que expressa tanto CD45.1 e CD45.2marcadores. Alternativamente, o vector retroviral MSCV está disponível com várias marcas diferentes, incluindo unicistronic (por exemplo, FLAG HA) ou bicistr�ica (por exemplo, GFP, RFP, YFP, mCherry, hCD4) constrói. Estas construções podem ser usados simultaneamente em transplantes competitivos para permitir a discriminação entre populações de doadores e pode ser especialmente útil em situações em que a diferenciação através de expressão CD45.1 / CD45.2 não está disponível, como a / c estirpe de ratinhos BALB.
Outra vantagem da transdução-transplante é a capacidade para investigar as contribuições de tipos específicos de células para iniciação da doença. Embora este protocolo descreve apenas a transdução-transplante de medula óssea todo, outros projetos experimentais podem necessitar o enriquecimento ou isolamento de diferentes compartimentos HSC. Nestes casos, o número de células dadoras irá variar de acordo com a população de dadores específico utilizado. Além disso, as células de resgate de um dador não sensibilizado deveserem utilizados como um suplemento para suportar o rato até HSC enxerto e de expansão pode ocorrer. A Tabela 2 apresenta o número recomendado de células do doador para o transplante da medula óssea vários compartimentos 12-15.
| # De Células / Transplante de Destinatário | # De células de suporte / receptor da transplantação | |
| Medula Whole | 500,000-2,000,000 | n / D |
| c-Kit + | 1,000-10,000 | 200.000 |
| Lin-c-Kit + Sca-1 + (LKS) | 100-10.000 | 200.000 |
| LKS CD150 + CD48 - SP | 1-100 | 200.000 |
| LKS CD150 + CD34 - | 1-100 | 200.000 |
Tabela 2. Número de células do doador para transplante.
Além disso, transplantação secundária pode também ser realizada para avaliar a capacidade das células transduzidas para transplante em série doença.
Transdução-transplante é um método altamente versátil que é muito mais rápido e significativamente mais eficiente em comparação com modelos transgénicos knock-in ou o xenoenxerto. Ele permite determinar rapidamente se o gene de interesse é suficiente para induzir uma malignidade hematológica, e pode ser utilizado como um modelo pré-clínico in vivo para testar drogas. Outras vantagens da técnica de transdução-transplante é que ele evita a expressão em células não hematopoiéticas e que o local de inserção retroviral serve como um marcador clonal. Limitações desta técnica inclue níveis não fisiológicos de gene transduzido e diferenças no sítio de integração do gene 16,17. Tomando todos os benefícios e as limitações mencionadas acima em conta, transdução-transplante é a escolha óbvia para a modelagem inicial in vivo de oncogenes hematopoiéticas putativos.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cell Lines | |||
| DMEM | Corning | MT-10-013-CV | |
| 293T cells | ATCC | CRL-11268 | |
| 3T3 cells | ATCC | CRL-1658 | |
| Plasmids | |||
| EcoPak, also known as pCL-Eco | Addgene | 12371 | Retroviral packaging cell lines, such as EcoPack 2-293, may be used in place of the EcoPak plasmid and standard 293T cells. Additional γ-retrovirus envelope and packaging plasmids are available from Addgene and others. |
| MSCV-IRES-GFP (MIG) | Addgene | 20672 | Additional γ-retroviral transfer plasmids are available from Addgene and others. |
| Consumables | |||
| 27 G x 1/2" needles | BD | 305620 | |
| Fetal bovine serum | Corning | MT-35-010-CV | |
| Penicillin/streptomycin/L-glutamine | Corning | MT-30-009-CI | |
| Trypsin-EDTA (0.05%) | Corning | MT-25-052-CI | Can be homemade |
| PBS | Corning | MT-21-031-CV | |
| 10 cm dishes | Fisher | 172931 | |
| 15 ml conical tubes | Fisher | 12565268 | |
| 60 mm dishes | Fisher | 150288 | |
| Polybrene | Fisher | NC9840454 | |
| 5-FU | Fisher | A13456-06 | |
| 100 µm cell strainers | Fisher | 22363549 | |
| 50 ml conical tubes | Fisher | 12565270 | |
| 6-well plate | Fisher | 130184 | |
| FACS tubes | Fisher | 14-959-5 | |
| 0.45 μm syringe filters | Fisher | 0974061B | |
| Opti-MEM | Gibco | 31985-070 | |
| ACK buffer | Lonza | 10-548E | Can be homemade |
| Recombinant murine IL-3 | Peprotech | 213-13 | |
| Recombinant murine IL-6 | Peprotech | 216-16 | |
| Recombinant murine SCF | Peprotech | 250-03 | |
| X-tremeGENE 9 | Roche | 6365809001 | Transfection reagent |
| 1.5 ml centrifuge tubes | USA Scientific | 1615-5500 | |
| Equipment | |||
| BD Accuri C6 | |||
| X-ray irradiator |
References
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