Summary
Undersøgelser af neuronal morfogenese hjælp Drosophila larvestadiet dendritiske arborization (da) neuroner gavn af in situ visualisering af neuronale og epidermale proteiner ved immunofluorescens. Vi beskriver en fremgangsmåde, der forbedrer immunofluorescensanalyse af DA-neuroner og omgivende epidermisceller ved fjernelse muskelvæv fra larve kropsvæggen.
Abstract
Drosophila larver dendritiske arborization (da) neuroner er en populær model til undersøgelse mekanismer neuronal morfogenese. DA neuroner udvikle sig i forbindelse med de epidermale celler, de innerverer og dermed deres analyse fordele fra in situ visualisering af både neuronalt og epidermalt udtrykte proteiner ved immunfluorescens. Traditionelle metoder til fremstilling af larver fileter til immunofluorescens eksperimenter forlade intakt muskelvæv, der dækker det meste af kroppen væggen, præsentere en række udfordringer til billeddannelse neuronale og epidermale proteiner. Her beskriver vi en fremgangsmåde til fjernelse muskelvæv fra Drosophila larvernes fileter. Denne protokol muliggør billeddannelse af proteiner, som ellers skjules af muskelvæv, forbedrer signal-støj-forhold, og letter brugen af super-opløsning mikroskopi for at studere da neuron udvikling.
Introduction
Drosophila larval dendritiske arborization (DA) neuroner udgør en værdifuld model til undersøgelse neuronal udvikling på grund af deres modtagelighed for genetisk manipulation og den lethed, hvormed de kan afbildes. Disse sensoriske neuroner har været medvirkende til at identificere mange veje, der styrer dendritceller morfogenese 1-3.
Fire klasser af DA-neuroner (klasse I - IV) innerverer larvestadium epidermis. Disse neuroner ligger mellem basalmembranen og epidermis, med deres dendritter danner stort set todimensionale arrays 4,5. Af de fire klasser, klasse IV da neuroner har de højest forgrenede dorne og ligesom sensoriske neuroner af andre dyr, udarbejdelsen af disse dorne kræver iboende faktorer samt stikord fra omkringliggende væv, især epidermis, for deres udvikling 6-9 .
Undersøgelser til at bestemme, hvordan en sådan neuronal og ekstra neuronal kendsgerningors styre dendritceller morfogenese fordel af evnen til at detektere proteinekspression in situ ved immunofluorescens. Den ydre neglebånd af larve er uigennemtrængelig for antistoffer, men denne hindring er let overvindes ved udarbejdelsen af larver fileter gennem veletablerede dissektion metoder 10,11. Imidlertid kropsvæggen muskelvæv, der ligger lige indre til basalmembranen giver adskillige udfordringer hen imod visualisering af DA-neuroner og epidermisceller. Først, muskelvæv, hvilke linjer fleste af kroppens væg, i høj grad tilslører fluorescerende signaler stammer fra neuronal eller epidermalt væv. Dette reducerer væsentligt signal-støj-forhold i prøven. For det andet kan mange relevante proteiner udtrykkes i muskelvævet samt i neuroner eller epidermis. Denne muskel-afledte fluorescenssignal vil sandsynligvis yderligere obskure detektion af et fluorescenssignal fra neuron eller epidermis. Endelig fremskridt i mikroskopi teknologier ikkew tilladelse billeddannelse af prøver ved sub-diffraktion opløsning og kan være særligt nyttigt i kræsne lokalisering af proteiner, der er udtrykt i neuroner og omkringliggende epidermale celler 12,13. Men billedbehandling via super opløsning mikroskopi fordele fra et stærkt signal til støjforhold og nærhed af prøven til dækglasset. Ud over at reducere signalet til støjforholdet, larve organ væg muscle afstande DA-neuroner fra dækglasset og dermed begrænse den forbedrede billedopløsning, der kan opnås med super opløsning mikroskopimetoder. Udover udfordringer for immunfluorescens analyse, muskelvæv præsenterer en barriere for elektrofysiologiske optagelse fra sensoriske neuroner i larvestadiet kroppen væggen. Dens fjernelse derfor gavner neurofysiologisk manipulation af sensoriske neuroner 14.
Her beskrives en fremgangsmåde til manuel fjernelse af Drosophila larvestadiet muskelvæv. Vi viser, at vores protokol permits immunfluorescens billeddannelse af proteiner, som ellers skjules af muskelvæv, forbedrer signal-støj-forhold for visualisering af klasse IV DA-neuroner, og muliggør anvendelse af super-opløsning mikroskopi til bedre skelne rumlige forhold af proteiner og cellulære strukturer i DA neuroner og epidermis.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Bemærk: Proceduren for muskel fjernelse (figur 1) er en modifikation af tidligere beskrevne metoder til fremstilling af larver fileter. De skridt, før og efter fjernelse muskel er skitseret kort og læseren henvises til tidligere arbejde 10, 11 for mere detaljerede beskrivelser.
1. Dissekere Larve i Cold Saline
- Forbered en arbejdsgruppe fortynding af kold HL3.1 saltvand 15 eller koldt Ca 2+ -fri HL3.1 saltvand 11 (tabel 1). Placer larve i en silikoneelastomer skål med lige nok koldt saltvand til at dække bunden af skålen.
BEMÆRK: Se Diskussion om valget af saltvand.
| 1x HL3.1 saltvand (pH 7,2) |
| 5 mM HEPES |
| 70 mM NaCl |
| 1,5 mM CaCl2 (udelade for Ca2 + -fri saltvand) |
| 4 mM MgCl2 |
| 10 mM NaHCO3 |
| 5 mM trehalose |
| 115 mM sucrose |
| Filter sterilisere og opbevares ved 4 ° C |
| Bemærk: Sammensætning efterligner insekt hemolymph |
Tabel 1. Sammensætning af Cold Saline.
- Placer larve med den ventrale side op. Den ventrale overflade larve kan identificeres ved abdominale dentical bælter og den dorsale side om de primære larve trakeale rør løber fra forreste til bageste. Stræk larve i anterior-posterior retning og pin hoved og hale på ensiliconeelastomer dissekere skålen ved hjælp insekt ben. Anvendes der fine Dissecting saks til at klippe langs den ventrale midterlinjen, der begynder ved den ene ende og forløber mod den anden.
BEMÆRK: Denne orientering bevarer almindeligt studerede dorsale klynge af da neuroner. - Efter larve er skåret åben, pin de fire hjørner til dissekere fad, som om at åbne en bog. Brug pincet til at få fat i og fjerne indre organer, herunder CNS, tarm, og luftrør. Juster insekt ben så at fileten er stram, men ikke maksimalt strakt.
BEMÆRK: Muskler er forankret til legemet væg ved segmental grænser. Selvom muskler dækker det meste af kroppen væg, de er fraværende i en smal område nær den dorsale midtlinje.
2. Muskel Removal
- Find den dorsale midtlinje af larve, hvor muskelvæv er fraværende. Placere en enkelt pincet krog, således at den kan indsættes under muskelvæv i fladeste mulig orientering.
- fraden dorsale midterlinjen, nær den forreste grænse af segmentet, forsigtigt skubbe pincet gren mellem musklen og epidermis, idet man minimere kontakten mellem pincet og epidermis.
- Træk tangen opad for at bryde fastgørelsen af musklen til legemet væg ved et forankringspunkt. Gentag denne proces for de resterende hemi-segment (er) af interesse.
BEMÆRK: Denne protokol optimerer bevarelse af den bageste af hver da neuron dendritceller felt. For at bevare den forreste del af dendrit felt, er det bedst at indsætte pincet krogen ved den bageste ende af hvert segment. - Re-tilpasse insekt ben således at larver fileten maksimalt er strakt i alle retninger.
- Fastgør filet, mens den stadig er fastgjort til dissekere fad med kold, frisk tilberedt 4% formaldehyd i PBS i 25 min.
- Skyl 5 gange i PBS.
- Brug pincet til forsigtigt at trække muskelvæv væk fra de resterende ankerpunkter, der tager sig for at minimere contact med epidermis.
- Frigøre og fjerne fileten fra dissekere skålen til et 1,5 ml mikrocentrifugerør. Udfør alle efterfølgende vask, blokering og immunfluorescensfarvning trin, som tidligere beskrevet 11.
3. Monter Larve Fillet
- Fjern først hoved og hale ved hjælp af fine Dissecting saks for at gøre prøven så fladt som muligt. Monter filet på et dækglas i antifade mountant med den indre overflade af fileten vendende dækglasset.
- Placer et objektglas på dækglasset og tryk forsigtigt at sprede montering medium. Flip mikroskopobjektglasset igen og forsegle dækglasset på det dias ved hjælp neglelak. Slides kan opbevares ved -20 ° C i mindst en måned.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vi demonstrerer anvendeligheden af proceduren for fjernelse musklen for at forbedre signal-støj-forholdet i immunofluorescens eksperimenter at samarbejde visualisere septate junction proteiner Coracle (Cora) og diske-store (Dlg) sammen med klasse IV da neuroner mærket med membranen markør CD4- tdTomato.
Cora er tidligere blevet anvendt til at identificere skrifter hvorved da neuron dendritter er omsluttet af epidermale celler, og er en af mange identificerede epidermale faktorer, der er blevet undersøgt i forbindelse med det morfogenese og funktion da neuron dendritter 4,6-9,16. Immunfarvning med anti-DsRed at detektere neuronerne (rød) og anti-Cora antistof (grøn) blev udført på larvernes fileter med muskel fjernet (muskel-off) og med muskel intakt (muskel-on). For hver betingelse blev den posteriore dendritceller felt af klasse IV da neuron afbildes under anvendelse af en laser konfokalt mikroskop. Billeder blev opnået ved anvendelse identical billeddannende parametre for begge betingelser. Vi har desuden afbildet muskel-on fileter hjælp øget laser magt for at kompensere for interferens fra muskelvæv.
I muskel-off prøver, kunne Cora klart påvist på epidermale celle grænser i intermitterende skrifter langs klasse IV da neuron dendritter, og skitserer klasse IV da neuron soma (Figur 2C). I modsætning hertil var dens lokalisering til disse domæner i vid udstrækning tilsløret i muskel-på prøver, selv når lasereffekt blev forøget (figur 2A-2B). I muskel-på prøver, Cora primært visualiseret i muskel, trachea, og ved den neuromuskulære junction (NMJ), som bliver adskilt fra kroppen væggen som følge af proceduren fjernelsen muskel. Fluorescenssignalet stammer fra disse væv tilsløret meste af Cora der lokaliseres til epidermale cellegrænser og dendritceller skrifter, undtagen i den smalle strimmel af kroppen wall nær den dorsale midtlinie, hvor muskel er fraværende. Cora, der skitserer den klasse IV da neuron soma blev ikke visualiseret i muskel-på prøver (figur 2A-2B). Visualisering af epidermalt udtrykte proteiner, der også har høj muskelekspression, såsom DLG er særlig problematisk. I muskel-på prøver, blev fordelingen af Dlg i epidermis næsten helt skjult af fluorescens fra muskel og NMJ (figur 2D). Efter muskel fjernelse, er Dlg let påvises ved epidermale celle grænser, i intermitterende skrifter langs da neuron dendritter, og skitserer klasse IV da neuron soma (Figur 2E). Således muskel fjernelse muliggør visualisering af epidermalt og neuronalt udtrykte proteiner ellers skjult af muskel og væv.
Desuden blev det observeret, at fluorescensintensiteten af klasse IV da neuron markør optrådte reduceret i muskel-on fileteri forhold til muskel-off fileter når imaging parametre blev holdt konstant mellem de to sample præparater (figur 2A, 2C). Med øget lasereffekt, kunne den tilsyneladende fluorescensintensitet af klasse IV da neuron markør matches til muskel-off prøver, men baggrundsstøj blev forøget (figur 2B, 2C). Derfor muskel fjernelse forbedrer signal-støj-forhold i vores prøver.
Endelig testede vi, om de forbedringer, der opnås ved at fjerne muskelvæv kunne anvendes til billeddannelse af klasse IV da neuroner på sub-diffraktion opløsning. For at gøre dette, 3D struktureret belysning mikroskopi (SIM) billeddannelse blev udført, som opnår ca. 120 nm lateral opløsning 13. Som med konfokal billedbehandling, vi sammenlignet muskel-on og muskel-off fileter immunofarvede for Cora og klasse IV da neuroner, først under identiske imaging betingelser og derefter efter optimering laser magt, udstillingerure tid, og billedbehandling i muskelvæv-på prøver. I lighed med konfokal mikroskopi, blev der observeret en væsentligt reduceret signal-støj-forhold i muskel-on sammenlignet med muskel-off fileter (Figur 3A-3C). Derudover billede rekonstruktion dukkede skarpere i muskel-off prøver. Sammenlignet med muskel-på prøver, blev færre tilsyneladende artefakter observeret og Cora dendritceller skrifter blev lettere løst (figur 3B, 3C). Dendrit membraner kunne måles ved ca. 114 nm i bredden i muskel-off fileter, men syntes at være 272 nm bred i muskel-on fileter (figur 3D, 3E). Således er vores protokol muliggør anvendelsen af super-opløsning mikroskopi til visualisering af klasse IV da neuroner.
Figur 1. Oversigt over Muscle Fjernelse Procedure. En larve dissekeres og fastgjort til en silikoneelastomer dissekere skålen. For at fjerne muskelvæv, indsættes en pincet gren mellem musklen og epidermal celle lag, startende fra dorsale midterlinjen nær et segment grænse (2.2). Tangen trækkes opad for at bryde fastgørelsen mellem musklen og krop væg (2.3). Dette gentages for segmenter af interesse og derefter larve er fastsat i formaldehyd (2,5). Efter fiksering bliver pincet anvendes til at adskille det resterende muskelvæv fra kroppen væg (2,7 - 2,8) Den larve kutikula og epidermis er afbildet i orange, klasse IV DA-neuroner i grønt, og muskler i rødt. Mellemværker i (2.2) og (2.7) repræsenterer tværsnit af en enkelt larve hemi-segment. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2. Muskel RemovalForbedrer Konfokal afbildning af DA-neuroner og Immunofluorescens af Cora epidermis. (Grøn, AC) eller Dlg (grøn, DE) blev påvist med muskelvæv (A, B, D) og uden muskelvæv (C, E). Klasse IV DA-neuroner blev mærket under anvendelse GAL4 '477 driver til at udtrykke UAS-CD4: tdTomato og detekteret med et anti-dsRed antistof (rød). Muskel-on og muskel-off prøver mærket for Cora blev først afbildet med en konfokal mikroskop under identiske betingelser (A, C) og derefter med øget laser magt til at kompensere for muskel interferens (B). Muskel-on og muskel-off prøver mærket for Dlg blev afbildet under individuelt optimerede betingelser. Alle billeder er konfokale Z-projektioner. Midten (grøn) og bund (rød) paneler viser individuelle kanaler; de øverste paneler er de fusionerede kanaler. Grænsen af muskelvæv (stiplede linier), klasse IVda neuron soma (cyan pile), Cora og Dlg dendritceller skrifter (hvide pile), epidermal celle grænser (magenta pile), NMJ (gule pile) og luftrør (Orange pile) er angivet. Scale bar = 20 um. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3. Muscle Removal Aktiverer Super-opløsning på Imaging af DA-neuroner og epidermale celler. Immunofluorescens påvisning af Cora (grøn) i klasse IV da neuroner med muskler intakt (A, B) og efter muskel fjernelse (C). Klasse IV DA-neuroner blev mærket som i figur 2 Muscle-on og muskel-off prøver blev afbildet med en struktureret belysning mikroskop først under identiske betingelser (A, C).; muskel-mod prøveni (A) blev derefter igen afbildes med øget lasereffekt og eksponeringstider for at kompensere for muskel interferens (B). Alle billeder er Z-projektioner. De midterste (grøn) og bund (rød) paneler af AC viser individuelle kanaler. Toppanel AC er en fletning. Epidermal cellegrænser (magenta pile), Cora dendritceller skrifter (hvide pile) og en genopbygning billede artefakt (gul pilespids) er angivet. Mellemværker i de nederste paneler af B og C svarer til D og E, hhv. Den tilsyneladende bredde af dendrit membran er vist i muskel-on (D) og muskel-off (E) prøver. Scale barer = 3 um (AC) og 0,5 um (D, E). Klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Her en protokol er beskrevet for manuel fjernelse af muskelvæv fra Drosophila larver fileter. Denne protokol ændrer tidligere beskrevet larver dissektion teknikker 10,11. Efter larve dissekeres i en silikoneelastomer fad, er den dorsale midtlinje placeret. En enkelt pincet krog i sin fladeste mulig orientering, er omhyggeligt indsat mellem muskelvæv og epidermis, nær den dorsale midtlinje. Tangen er forsigtigt trækkes opad til separat muskelvæv fra et forankringspunkt i hvert larve segment af interesse. Larvestadiet fileten fikseres derefter i koldt formaldehyd hvorefter pincet bruges igen til at trække væk muskel fra de resterende ankerpunkter.
Selv om det er fristende at udføre hele den fjernelse muskel procedure efter fiksering, finder vi, at strakt muskel, når fast, forbliver flad og tæt apposed til epidermis, selv efter løsrivelse fra et ankerpunkt, renderingdet vanskeligt at manipulere uden at beskadige underliggende væv. Derudover er der i vores erfaring, fast muskelvæv er sprødt og tårer let, forhindrer dens fuldstændig fjernelse fra kroppen væggen. I modsætning hertil, når musklen er løsrevet fra et forankringspunkt før fiksering, vil det trække sig sammen mod resterende ankerpunkt under fiksering, efterlader væv stubbe, der lettere kan grebet af pincet og trækkes fra larve kropsvæggen.
For bedst bevare prøver, skal der gøres en betydelig omhu for at minimere kontakten mellem tangen og epidermis under proceduren fjernelsen muskel. Som et resultat, kan vores protokol tilføje flere minutter til tidligere beskrevne dissektion teknikker 10,11. For at undgå vævsnedbrydning, bør antallet af larver, der dissekeres før fiksering således begrænset, at forløbet tid er ikke mere end 25 minutter. Derudover anbefaler vi teste flere par af tang - pincet af samme model kan variere betydeligt i form og skarphed - og justering af hvilken udstrækning fileter strækkes før muskel udsendelse for at forbedre vævskonservering og dissektion hastighed.
Endelig anbefaler vi at eksperimentere med brugen af Ca2 + -fri HL3.1 saltvand versus standard HL3.1 saltvand under larver dissektion. I fravær af calcium, er larval muskelsammentrækninger stærkt reduceret. Således kan larval fileter være lettere at manipulere når dissekeret i Ca2 + -fri HL3.1 saltvand. finder dog, at muskelkontraktion skaber plads mellem muskel og epidermis og dette kan lette indsættelsen af pincet mellem disse væv samtidig minimere risikoen for beskadigelse af epidermis. Som et resultat, kan standard HL3.1 være at foretrække for at bevare integriteten af epidermis og Da neuroner. Vi opnå gode resultater med enten saltvand og valget overlades til brugeren.
Mens vores protokol stigervarigheden og kompleksiteten af tidligere beskrevne dissektion teknikker 10,11, det giver flere forbedringer, der er anvendelige til afbildning larvernes sensoriske neuroner og epidermisceller. For det første tillader billeddannelse af neuronalt og epidermalt udtrykte proteiner, som ellers skjult af muskelvæv. For det andet, det forbedrer fluorescensen signal-støjforhold. Endelig muliggør brug af super-opløsning mikroskopi for overlegen diskrimination af protein rumlige relationer i da neuroner og epidermis. Den forbedrede billedkvalitet, som vi observerer efter fjernelse muskel er sandsynligvis et resultat af reduceret foton absorption og spredning samt reduceret afstanden mellem prøven og dækglasset. Selvom det ikke er påvist her, muskel fjernelse sandsynligvis forbedrer også antistof adgang til epidermis og DA-neuroner, forbedre kvaliteten af immunofluorescens. Større antistof tilgængelighed kan være særligt nyttige til immunofluorescens protokoller udført i absence af et væv permeabiliserende middel 4.
Forbedringerne opnås ved brug af denne protokol vil sandsynligvis gavne undersøgelser af de neuronale og epidermale faktorer, der regulerer dendritceller morfogenese i sensoriske neuroner. Endvidere har muskel fjernelse tidligere lettet elektrofysiologiske undersøgelse af sensoriske neuroner i larvernes kroppen væggen og en modificeret version af denne protokol kan være nyttige for fremtidige undersøgelser, der beskæftiger neurofysiologisk manipulation af larver sensoriske neuroner. Endelig kan en modificeret udgave af denne protokol være nyttige til andre anvendelser, såsom isolering af enkelte DA-neuroner til genekspressionsprofilering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Vi takker Gary Laevsky for nyttige diskussioner om mikroskopi. Dette arbejde blev finansieret af NIH tilskud R01GM061107 og R01GM067758 til ERG
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dumont #5 tweezers | Electron Microscopy Sciences | 72701-D | |
| Micro Scissors, 8 cm, straight, 5 mm blades, 0.1 mm tips | World Precision Instruments | 14003 | |
| Sylgard 184 silicone elastomer kit | Dow Corning | 3097358-1004 | for dissecting plates |
| Austerlitz insect pins, 0.1 mm | Fine Science Tools | 26002-10 | |
| Fostec 8375 light source | Artisan Technology Group | 62792-4 | |
| Zeiss Stemi 2000 | Carl Zeiss Microscopy | ||
| Vectashield antifade mounting medium | Vector Laboratories | H-1000 | for confocal microscopy |
| Prolong Diamond antifade mountant | Life Technologies | P36970 | for structured illumination microscopy |
| Micro cover glass, 22 x 22 mm, No. 1.5 | VWR | 48366-227 | |
| Superfrost Plus microscope slides, 25 x 75 x 1.0 mm | Fisherbrand | 12-550-15 | |
| Mouse anti-Coracle antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank | C615.16 | supernatant, dilute 1:50 |
| Mouse anti-Discs large antibody | Developmental Studies Hybridoma Bank | 4F3 | supernatant, dilute 1:50 |
| Rabbit anti-dsRed antibody | Clontech | 632496 | dilute 1:1,000 |
| Goat anti-rabbit antibody, Alexa Fluor 568 conjugated | ThermoFisher Scientific | A-11011 | dilute 1:1,000 |
| Goat anti-mouse antibody, Alexa Fluor 488 conjugated | ThermoFisher Scientific | A-11001 | dilute 1:500 |
References
- Jan, Y. N., Jan, L. Y. Branching out: mechanisms of dendritic arborization. Nat Rev Neurosci. 11 (5), 316-328 (2010).
- Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136 (7), 1049-1061 (2009).
- Parrish, J. Z., Emoto, K., Kim, M. D., Jan, Y. N. Mechanisms that regulate establishment, maintenance, and remodeling of dendritic fields. Annu Rev Neurosci. 30, 399-423 (2007).
- Kim, M. E., Shrestha, B. R., Blazeski, R., Mason, C. A., Grueber, W. B. Integrins establish dendrite-substrate relationships that promote dendritic self-avoidance and patterning in Drosophila sensory neurons. Neuron. 73 (1), 79-91 (2012).
- Han, C., et al. Integrins regulate repulsion-mediated dendritic patterning of Drosophila sensory neurons by restricting dendrites in a 2D space. Neuron. 73 (1), 64-78 (2012).
- Parrish, J. Z., Xu, P., Kim, C. C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The microRNA bantam functions in epithelial cells to regulate scaling growth of dendrite arbors in Drosophila sensory neurons. Neuron. 63 (6), 788-802 (2009).
- Jiang, N., Soba, P., Parker, E., Kim, C. C., Parrish, J. Z. The microRNA bantam regulates a developmental transition in epithelial cells that restricts sensory dendrite growth. Development. 141 (13), 2657-2668 (2014).
- Meltzer, S., et al. Epidermis-derived Semaphorin promotes dendrite self-avoidance by regulating dendrite-substrate adhesion in Drosophila sensory neurons. Neuron. 89 (4), 741-755 (2016).
- Han, C., et al. Epidermal cells are the primary phagocytes in the fragmentation and clearance of degenerating dendrites in Drosophila. Neuron. 81 (3), 544-560 (2014).
- Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. Drosophila larval NMJ dissection. J Vis Exp. (24), (2009).
- Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological analysis of Drosophila larval peripheral sensory neuron dendrites and axons using genetic mosaics. J Vis Exp. (57), e3111 (2011).
- Gustafsson, J. Surpassing the lateral resolution limit by a factor of two using structured illumination microscopy. J Microscopy. 198 (2), 82-87 (2000).
- Ashdown, G. W., Cope, A., Wiseman, P. W., Owen, D. M. Molecular flow quantified beyond the diffraction limit by spatiotemporal image correlation of structured illumination microscopy data. Biophys J. 107 (9), L21-L23 (2014).
- Zhang, W., Yan, Z., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Sound response mediated by the TRP channels NOMPC, NANCHUNG, and INACTIVE in chordotonal organs of Drosophila larvae. PNAS. 10 (33), 13612-13617 (2013).
- Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18 (2), 377-402 (2004).
- Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae. Curr Biol. 19 (10), 799-806 (2009).
