Summary
Здесь мы представляем метод измерения организменном уровни жира в третьей возрастной стадии (L3) личиночной стадии дрозофилы. Этот метод использует сравнительно низкую плотность жировой ткани, чтобы различать личинок с измененными жировых запасов. Плавучести на основе анализа является ценным инструментом для быстрой, воспроизводимой и экономичного скрининга.
Introduction
Дрозофилы был использован на протяжении более ста лет в изучении генетики и других основных биологических вопросов. За последние несколько десятилетий, стало ясно , что дрозофила является мощным инструментом в изучении многих заболеваний человека. В 70 - 80% генов , связанных с заболеваниями человека имеют идентифицированного муха ортолог 1 - 4, дрозофила обеспечивает упрощенную еще переводимый систему , в которой для изучения сложных заболеваний. Метаболизм в частности, извлекли выгоду из такого исследования. Мало того, что генетика метаболизма хорошо сохраняющиеся между мух и людей, но соответствующие органы и типы клеток также очень похожи 2,5. Например, жировое тело мухи магазинах оба триацилглицериды (TAG) и гликоген, функции , аналогичные тем , которые выполняются в печени млекопитающих и белой жировой ткани 6. Использование дрозофилы в качестве модели для человеческого ожирения значительно улучшилось наше понимание липидаметаболизм и генетика ожирения 7. Личиночной стадии развития является особенно полезным для изучения сегрегации питательных веществ при хранении или утилизации, как он предназначен для подачи и хранения энергии, которые будут использоваться во время pupariation.
В настоящее время существует множество различных количественных методов определения уровней хранения жира у дрозофилы. Наиболее широко используемый метод в сочетании колориметрический анализ (ССА) 8,9. ОАС был разработан для определения уровней TAG в сыворотке крови человека и работает на предпосылке, что глицерол, освобожденной от основной цепи триглицеридов претерпит несколько реакций, в конечном счете, в результате чего в окислительно-восстановительной реакции в сочетании генерирующего окрашенного продукта. Абсорбция конкретных длин волн света, затем измеряют для определения первоначального количества глицерина настоящего. Тем не менее, глицерин также может быть освобожден от моно- и диацилглицеридов в дополнение к TAG и, следовательно, не может быть точным показателем сключена жир тела 9. Кроме того, глаз пигмент измельченных взрослых мух может помешать некоторым значений оптической плотности и усложняют результаты 9,10. Таким образом, ССА должно сопровождаться и проверены с помощью тонкослойной хроматографии (ТСХ), что позволяет для разделения большинства липидных семей , которые могут быть количественно с помощью денситометрии 10,11. Тем не менее, некоторые липидные классы , как стерины не могут быть проанализированы и должны быть количественно иным способом 12. Масс - спектрометрия (МС) является точным способом количественной оценки всех классов основных клеточных липидов 12,13. Тем не менее, процедуры экстракции липидов, необходимые для анализа с помощью МС являются как много времени (больше всего брать почти весь день) и дорогостоящим. Здесь мы представляем альтернативный способ быстро и дешево определять уровни организменном жира у личинок L3 дрозофилы.
Метод, представленный ниже, использует разницу в плотности между жировой ткани и нежирной ткани. млекопитающим Ф.А.т ткань имеет плотность примерно 0,9 г / мл 14 в то время как в скелетных мышцах как плотность 1,06 г / мл 15. Эта разница означает, что животные с более высокими запасами жира будет иметь меньшую плотность, чем у животных с более низкими запасами жира, что позволит им лучше плавать в растворе фиксированной плотности. Это свойство позволяет чрезвычайно быстро скрининга большого количества животных, в то же время как недорогой и неинвазивные. Плавучести на основе анализа был использован как для подтверждения фенотипы изменения известных регуляторов жировых уровней, а также для выявления новых генетических и неврологических регуляторов ожирения 16,17.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. собирать яйца от мух с генотипами интересов
Примечание: Идеальное место кресты состоят из 150 целинных мух и, по меньшей мере 75 мужчин. Сток коллекции должны состоять не менее чем 200 мух.
- Подготовьте виноградные пластины.
- Добавить 37,5 г агара в 1,5 л дистиллированной воды в 4-литровую колбу.
- Автоклавы смесь вода / агар в течение 50 мин при 121 ° С (250 ° F).
- В то время как вода / агар смесь является автоклавирование, добавляют 50 г сахарозы в 500 мл виноградного сока и перемешать с мешалкой на мешалке с подогревом до сахарозы не растворится.
- Выключите огонь и продолжайте помешивать, чтобы охладить виноградный сок / смесь сахарозы до температуры ниже 70 ° С. Проверьте внутреннюю температуру с термометром спирта.
- Добавьте 3 г Drosophila противогрибковое средство (например, Tegosept) нагреться виноградный сок / смесь сахарозы и размешать до растворения.
- Когда вода / агар смесь из автоклава, позволяют колбу охладиться на ощупь кружением время от времени.
- С помощью серологической пипетки, чтобы добавить 8 - 10 мл виноградного смеси к крышке небольшую чашку пластины (35 х 10 мм) типа. Позвольте смеси довершение выше, чем высота стенок крышки, чтобы сформировать выпуклую форму.
- Дайте винограда пластины остыть в течение 2 ч при комнатной температуре, а затем хранить в герметичном контейнере при температуре 4 ° С.
- Приготовьте дрожжевое пасту.
- Добавить 6 мл фосфатный буферный раствор (PBS) до 4 г живого активного сухих дрожжей в 50 мл коническую трубку и перемешать с лопаточкой до получения однородной массы.
- Хранить дрожжи пасты при температуре 4 ° С.
- Добавьте небольшое ложку (примерно 1/8 чайной ложки) дрожжевой пасты к середине виноградного пластины. Сгладить любые острые углы с помощью шпателя.
- Поместите винограда пластины в инкубаторе, пока они не достигли температуры окружающей среды.
- Передача мух интерес в коллекции яйцевой камеры и место виноградного пластины шIth дрожжи паста обращена внутрь на вершине. Лента винограда пластины для сбора яиц камеры, чтобы не позволить пластины выпадать. Убедитесь в том, чтобы написать важную генотип и актуальную информацию о дне виноградной пластины.
- Перевернуть сбор яиц камеру, чтобы позволить мухи откладывают яйца на тарелке винограда.
- Поместите коробку или крышку над камерами сбора яиц и поместить их в инкубаторе при 25 ° С.
- Разрешить мухи откладывают яйца в течение 4 - 6 часов.
- Завершить сбор, беря виноградный пластину из коллекции яиц камеры и передачи мух обратно в бутылку пищи. Используйте лопаточку, чтобы стереть любой избыток дрожжевой пасты из винограда пластины. Хранить виноградный пластины в большую чашку Петри в увлажненном инкубаторе при температуре 25 ° С в течение ~ 24 ч.
2. Передача Личинки на экспериментальной еде
- Подготовьте экспериментальную пищу.
Примечание: Этот рецепт пищи основан на центральном рецепте 18 Блумингтон акций. Важные изменениявключают увеличение количества дрожжей, чтобы оптимизировать питательную ценность продукта, которое оценивали по времени блуждающего этапа (между 112 - 120 ч после сбора яиц при 25 ° С). В то время как мы нашли этот рецепт идеально подходит для здоровья и развития наших экспериментальных личинок, любой рецепт пищи является приемлемым с учетом калибровки с положительным и отрицательным контролем, примеры которых перечислены в пункте 3.10.- Мера 1600 мл дистиллированной воды.
- Смешайте 134 г кукурузной муки, 10,6 г агара Drosophila типа II, и некоторые из воды (~ 500 мл) в 1 л лабораторный стакан. Смесь в течение 2 мин с моторизованным ручным миксером.
- Смешайте 70 г живого активных сухих дрожжей, 18,4 г соевой муки, 84,8 г солодового экстракта, и некоторое количество воды (~ 500 мл) в другой 1 л стакан. Смесь в течение 2 мин с моторизованным ручным миксером.
- Вихревой каждый стакан и налить в 4-литровую колбу. Используйте оставшуюся воду, чтобы промыть мензурки и добавляют в колбу.
- Мера 140 мл легкий кукурузный сироп и добавить в колбу, перемешать с помощью закрученного. </ Li>
- Автоклавы в течение 50 мин при 121 ° С (250 ° F) в жидкой обстановке.
- После автоклавирования, залить пищу в 4 л лабораторный стакан и дайте ему остыть. Помощь процесс охлаждения путем смешивания с моторизованным ручным миксером.
- После того , как колбу охладится достаточно , чтобы коснуться, добавьте 8,8 мл пропионовой кислоты и 16,8 мл противогрибковое раствора агента / этанол дрозофилы. Хорошо перемешать. (Сделайте Drosophila противогрибковое раствора агента путем добавления 380 г Drosophila противогрибковое средство к 1 л этанола пробы 200. и перемешивания на теплую тарелку , пока не растворится, убедившись , что раствор не превышает 70 ºC.)
- Налейте пищу во флаконы, пока пища не будет приблизительно 1 дюйм глубиной и дать остыть при комнатной температуре в течение 2 - 3 ч. Подключите ампул и хранить в термостате при 25 ° С. Использовать в течение недели.
- Окунитесь шпателем несколько раз в верхний слой флакона пищи, чтобы выиграть его. Это поможет личинки зарыться и кормить.
- 22 - 24 ч после сбора яиц имеетсостава, используйте маленькую кисть, чтобы собрать 50 личиночных (L1) личинок одного и того же приблизительный размер. Поместите личинок в экспериментальной пищи. Очистите кисть на лаборатории салфетку и убедитесь, что там не осталось личинок на кисточкой перед продолжением другого генотипа.
- Поместите пузырек личинок в термостате при 25 ° С и позволяют развивать.
3. Определить уровни жира в Личинка
- Готовят растворы.
- Подготовьте 1 L 10х PBS запас.
- Добавляют 80 г NaCl, 2 г хлорида калия, 14,4 г Na 2 HPO 4 и 2,4 г KH 2 PO 4 до 800 мл воды в 2 л стакан , содержащий мешалку. Перемешать, без тепла, пока все соли не будут включены. Довести рН до 7,4. Увеличение объема до 1 л водой.
- Подготовьте 2 L 1x PBS. Добавить 200 мл 10х PBS исходный раствор до 1800 мл воды.
- Используйте этот запас 1x PBS, чтобы сделать 20% вес / объем сахарозы.
- Подготовьте 1 L 10х PBS запас.
- Удалите флакон личинок изинкубатор раз есть 20 - 40 личинок блуждающих вверх по сторонам флакона (как правило, на пятый день после коллекции яиц). Запишите дату и время проведения анализа, а также количество блуждающих личинок.
- Подготовка экспериментального раствора путем добавления 11,5 мл PBS и 9 мл 20% сахарозы в 50 мл коническую пробирку.
- Добавить 20% сахарозы в пробирку до тех пор, пока 0,5 - 1 дюйм от верхней части флакона.
- Используйте лопаточку, чтобы осторожно перемешать до верхнего слоя пищи для свободного личинок, которые до сих пор закапывания в пище. Все личинки поднимаются к поверхности раствора сахарозы.
- Используйте пинцет, чтобы аккуратно перенести личинок в исходную концентрацию сахарозы с шага 3.3.
- Используйте лопаточку, чтобы осторожно перемешать личинки в этом растворе.
- Закрывают коническую трубку и вверх ногами несколько раз, чтобы тщательно перемешать раствор.
- Открывать коническую трубку и вихрем, чтобы создать нежный вихрь.
- Разрешить личинки осесть либо плавающие в верхней части раствора или сиnking на дно. Подождите 2 - 5 мин для личинок осесть.
Примечание: Если есть еще личинки, которые не являются определенно либо с плавающей или тонет, выбрать линию, чтобы использовать в качестве отправной точки для обозначения обрезания личинок либо как поплавка или грузила. Примените этот же критерий для всех генотипов. Мы используем угол в нижней части конической трубки в качестве нашего края. АДФ или SIR2 17 мутантных личинок могут быть использованы в качестве положительного контроля и lsd2 19 мутанты могут быть использованы в качестве отрицательного контроля для калибровки анализа. - Запишите количество плавающих личинок и конкретной тестируемой концентрации.
- Добавить 1 мл 20% сахарозы в экспериментальном растворе для увеличения его плотности.
- Повторите шаги 3.7 до 3.10. Запишите количество плавучего личинок и эту новую концентрацию.
- Продолжить шаги 3.12 и 3.13 до по меньшей мере 95% личинок плавают.
- Используйте пинцет, чтобы собрать все личинки в рассечение блюдо, заполнены PBS.
- Obsличинки Erve под микроскопом и примечание, если есть какие-либо мелкие личинки, предварительно куколки, куколки, или любые другие различия между генотипами.
Примечание: В идеале, все личинки должны появиться однородна и на той же стадии развития. Мы только наблюдали последовательные измерения жира в этих условиях. - Записать общее число личинок.
- С помощью щипцов, перевести 10 личинок в лабораторию протирать, чтобы высохнуть. Этикетка микроцентрифужных трубки и поместить 10 личинок в трубке.
- Вспышка замерзают личинки в жидком азоте. Хранить трубку при -20 ° С.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
На рисунке 1 представлен пример того , как анализ плавучести на основе может обнаружить как более высокие и более низкие запасы жира в генетически модифицированных личинок. Рисунок 1А показывает , что возбуждение или глушителей некоторого подмножества нейронов (E347) в личиночной мозге вызывает все ниже и с большим содержанием жира магазины соответственно. В тот же генетический контроль фон был использован в обоих случаях. На рисунке 1б приведен пример того , как этот фенотип , полученный с помощью анализа плотности подтверждается нейтральной экстракции липидов и количественной оценки по GCMS.
Рисунок 1. Функция Нейрональная в конкретных регионах личиночной мозга является необходимым и достаточным для регулирования жировых отложений. Нейронная активность в указанном E347-GAL4 линии был подавлен оверэкспрессии Ши DNИли активированный сверхэкспрессией NB, как указано в панели, так и оценивали воздействие на жир тела. (А) Процент плавающих личинок в состоянии равновесия в различных растворах плотности. Пятьдесят личинок исследовали на биологическую повторности, N = 7 - 9 биологических повторностях на генотип (В) Процентное содержание телесного жира (общее количество нейтральных липидов , включая триацилглицеридов и фосфолипидов , деленное на вес тела) , как измерено с помощью GCMS 17,20 (п = 8).. Синие линии или полосы представляют собой GAL4-только (без UAS) животных перешли к ш 1118 для контроля эффектов генетического фона. Значения P представляют результаты Стьюдента испытаний. **** P <0,0001, *** Р = 0,0001 до 0,001, ** Р = 0,001 до 0,01, * Р = 0,01 до 0,05. Столбики ошибок показывают SEM. Эта цифра была изменена 16. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Есть множество методов , которые были разработаны для измерения уровней липидов в 8 - 10. Тем не менее, каждый из этих методов идет с некоторыми существенными недостатками, которые решаются с помощью анализа плавучести на основе описанной выше. Во-первых, этот анализ является чрезвычайно быстрым. Тестирование полного градиента концентрации занимает не более 30 - 60 мин. Это огромное улучшение по сравнению с большинством методов используемых в настоящее время. Например, липидный Количественное с помощью МС занимает 7 - 9 ч для выделения липидов и еще несколько часов, чтобы проанализировать их. Это является сильным сдерживающим фактором при выполнении экрана на большом количестве животных. Измеряя быстрый фенотип плавучести, можно быстро сосредоточиться на генотипов, которые имеют фенотип интерес. Во-вторых, анализ плотности требует только обычные реактивы, такие как соли (для PBS) и сахарозы. Это делает его гораздо проще и дешевле на экран большое количество личинок или быстро проверить интересную генотип. И, наконец, этот протокол яS неинвазивным и личинки все еще живы в конце. Это позволяет в дальнейшем экспериментирование быть выполнены на животных, таких как специфического липидного количественному или транскрипта или анализа белков. Кроме того, восстановленные личинки могут позволить продолжить рост к взрослой жизни.
Дополнительным преимуществом этого метода над другими повышенная чувствительность к небольшим изменениям в жировых уровней в популяции. Выполняя весь градиент концентрации на популяции 50 личинок, незначительные сдвиги в уровне популяции жир будет идентифицировать по изменению в промежуточных концентрациях, хотя концентрация, при которой личинки начинают плавающие и полностью плавали не может быть иным, чем контролей , Этот небольшой сдвиг в популяции не всегда могут быть определены другими методами жира количественного анализа, поскольку они требуют большой группы личинок для анализа. Анализ плотности с другой стороны опрашивает лиц в популяции, и, следовательно, может определить юESE небольшие изменения или сдвиги в общем распределении населения.
Поскольку этот метод основан на плотности раствора, чтобы получить достоверные результаты, крайне важно, чтобы PBS, и растворы сахарозы выполнены последовательно. Мы обнаружили, что различные рецепты PBS производят различия в плотности раствора, что приводит к различным результатам. Мы используем рецепт описанный выше для получения стабильных результатов. Кроме того, в результате чего 20% сахарозы из той же самой партии 1х PBS важно, так как это приводит к той же плотности фона раствора. Если оба решения были сделаны отдельно, небольшие изменения в плотности PBS может привести к дополнительной переменной плотности за пределы добавления сахарозы в экспериментальную коническую пробирку. И, наконец, испарение может быть проблемой, так как со временем решения станут более концентрированным с испарением воды. Поэтому важно, чтобы плотно колпачок бутылки и переделать решение каждую неделю, так что экспериментальноерешения остаются неизменными.
Среди шагов, описанных выше, существует несколько важных шагов, которые, если изменены, могут привести к ошибочным результатам с помощью анализа плавучести. Во-первых, важно, что личинки переносили в экспериментальную пробирку пищевой быть того же возраста. Перенос личинок, которые различаются по размеру приведет личинок на разных стадиях развития в то время выполняется анализ плавучести. Этот протокол был разработан для определения изменений в жировых уровней в скитаниях личинок L3 и не будет работать точно для раннего L3 или предварительно куколок или более поздней версии. Ранние личинки третьей возрастной стадии имеют тенденцию всплывать независимо от количества жира в то время как предварительно куколки и куколки раковины даже при самых высоких концентрациях используется. По этой причине, возраст личинок L1 перенесенного имеет решающее значение. Аналогичным образом, точка, в которой ампула берется для выполнения анализа плавучести имеет важное значение. По тем же самым причинам синхронизации развития, изложенным выше, Флаконы следует принимать только тогда, когда 20 -40 личинок блуждают, чтобы обеспечить точные измерения плотности. Кроме того, количество L1 переносится может повлиять на результаты. Широкие Флаконы, используемые в настоящем протоколе позволяют 50 личинок есть без конкуренции в процессе развития. Значительно большее количество личинок переносят, чем это приведет к конкуренции за пищу и может повлиять на количество жира сохраняется независимо от генотипа.
Там может быть генотипы с такими чрезвычайно высокими уровнями жира, что большинство или все из личинок будет плавать на поверхности при первой концентрации. В этом случае протокол может быть изменен путем уменьшения концентрации исходного раствора, чтобы получить полный спектр распределения плотности населения. С другой стороны, конкретный генотип может быть настолько тощий, что ни одна личинка не плавает в исходной сахарозы. В этом случае начальные шаги могут быть опущены и выше начальная концентрация используется. Этот анализ является очень гибким и может быть изменен, чтобы лучше соответствовать широкому диапазону жира уровней.Мы рекомендуем использовать средства управления , такие , как соответствующие животных дикого типа ( под контролем генетического фона), положительного контроля (установлено жировых мутантов, таких как АДФ или Sir2 17) и отрицательных контролей (опубликовано постное мутанты , такие как lsd2 19). Надлежащее использование этого протокола позволит в будущем показ коллекций для определения новых регуляторов обмена веществ и ожирение предрасположенности. Кроме того, этот протокол обеспечивает простой способ для исследователей в любой области, чтобы проверить, вызывает ли их генетические манипуляции интерес к изменению количества жира, без необходимости использования сложных протоколов или дорогостоящего оборудования. Этот протокол поможет выяснить сложную взаимосвязь между генетикой и ожирение.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bacto Agar | VWR | 214030 | |
| Welch's Original 100% Grape Juice | |||
| Sucrose | Fisher | S512 | |
| Tegosept | Genesee Scientific | 20-259 | |
| Ethanol | 200 proof | ||
| Baker's yeast | Fleichmann's | ||
| Yellow Corn Meal | Quaker | Enriched degerminated | |
| Drosophila Agar Type II | Apex | 66-104 | |
| Soy Flour | ADM Specialty Ingredients | 062-100 | |
| Malt Extract | Breiss | 5748 | |
| Light Corn Syrup | Karo | ||
| Propionic Acid | VWR | U330-09 | |
| Sodium chloride | Fisher | 50147491 | |
| Potassium phosphate monobasic | Sigma | P5655-100G | |
| Sodium phosphate anhydrous | Fisher | S3933 | |
| Potassium chloride | Fisher | P330-500 | |
| 35 x 10 mm petri plate | Fisher | 08-757-100A | |
| 50 ml Conical | Fisher | 50-869-569 |
References
- Bier, E. Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Nat Rev Genet. 6, 9-23 (2005).
- Liu, Z., Huang, X. Lipid metabolism in Drosophila development and disease Using Drosophila System to Study Lipid Metabolism Lipids Function in Drosophila Early Development. Acta Biochim Biophys Sin. 45 (1), 44-50 (2013).
- Ruden, D. M., Lu, X. Evolutionary conservation of metabolism explains howDrosophila nutrigenomics can help us understand human nutrigenomics. Genes Nutr. 1 (2), 75-84 (2006).
- Wolf, M. J., Rockman, H. A. Drosophila, genetic screens, and cardiac function. Circ. Res. 109, 794-806 (2011).
- Trinh, I., Boulianne, G. L. Modeling obesity and its associated disorders in Drosophila. Physiology (Bethesda). 28 (2), 117-124 (2013).
- Azeez, O. I., Meintjes, R., Chamunorwa, J. P. Fat body, fat pad and adipose tissues in invertebrates and vertebrates: the nexus. Lipids Health Dis. 13, 71 (2014).
- Dourlen, P., Sujkowski, A., Wessells, R., Mollereau, B. Fatty acid transport proteins in disease: New insights from invertebrate models. Prog. Lipid Res. 60, 30-40 (2015).
- Hildebrandt, A., Bickmeyer, I., Kühnlein, R. P. Reliable Drosophila body fat quantification by a coupled colorimetric assay. PLoS One. 6 (9), e23796 (2011).
- Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. S. Methods for studying metabolism in Drosophila. Methods. 68, 105-115 (2014).
- Al-Anzi, B., Zinn, K. Colorimetric measurement of triglycerides cannot provide an accurate measure of stored fat content in Drosophila. PLoS One. 5 (8), e12353 (2010).
- Thanh, N. T. K., Stevenson, G., Obatoml, D., Bach, P. Determination of Lipids in Animal Tissues by High-Performance Thin-Layer Chromatography with Densitometry. J. Planar Chromatogr. 13, 375-381 (2000).
- Borrull, A., Lopez-Martinez, G., Poblet, M., Cordero-Otero, R., Rozes, N. A simple method for the separation and quantification of neutral lipid species using GC-MS. Eur. J. Lipid Sci. Technol. 117, 274-280 (2015).
- Shui, G., et al. Toward one step analysis of cellular lipidomes using liquid chromatography coupled with mass spectrometry: application to Saccharomyces cerevisiae and Schizosaccharomyces pombe lipidomics. Mol. Biosyst. 6, 1008-1017 (2010).
- Farvid, M. S., Ng, T. W. K., Chan, D. C., Barrett, P. H. R., Watts, G. F. Association of adiponectin and resistin with adipose tissue compartments, insulin resistance and dyslipidaemia. Diabetes. Obes. Metab. 7 (4), 406-413 (2005).
- Urbanchek, M. G., Picken, E. B., Kalliainen, L. K., Kuzon, W. M. Specific force deficit in skeletal muscles of old rats is partially explained by the existence of denervated muscle fibers. J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci. 56A (5), B191-B197 (2001).
- Mosher, J., et al. Coordination between Drosophila Arc1 and a specific population of brain neurons regulates organismal fat. Dev. Biol. 405 (2), 280-290 (2015).
- Reis, T., van Gilst, M. R., Hariharan, I. K. A buoyancy-based screen of drosophila larvae for fat- storage mutants reveals a role for Sir2 in coupling fat Storage to Nutrient Availability. PLoS Genet. 6 (11), e1001206 (2010).
- Current Bloomington Recipe for Drosophila Medium. , Bloomington Drosophila Stock Center at Indiana University. Available from: http://flystocks.bio.indiana.edu/Fly_Work/media-recipes/bloomfood.htm (2014).
- Teixeira, L., Rabouille, C., Rørth, P., Ephrussi, A., Vanzo, N. F. Drosophila Perilipin/ADRP homologue Lsd2 regulates lipid metabolism. Mech. Dev. 120 (9), 1071-1081 (2003).
- Perez, C. L., Van Gilst, M. R. A 13C Isotope Labeling Strategy Reveals the Influence of Insulin Signaling on Lipogenesis in C. elegans. Cell Metab. 8, 266-274 (2008).
