Summary
Понимание клеточных и молекулярных механизмов повторного эндотелизации после повреждения артерии денудационного имеет первостепенное значение для профилактики тромбоза и рестеноза артерий. Здесь мы опишем протокол для воспроизводимой артериальной денудационного травмы инфраренального брюшной аорты. Процедура была разработана, чтобы исследовать основные механизмы, которые регулируют эндотелиальную регенерацию с использованием модели мыши.
Abstract
Чрескожная сосудистых вмешательств равномерно приводят к артериальной денудационными травм, которые впоследствии приводят к тромбозу и рестеноз. Эти осложнения могут быть отнесены к ухудшений в повторной эндотелизации в пределах краев раны. Тем не менее, клеточные и молекулярные механизмы повторной эндотелизации еще предстоит определить. В то время как несколько моделей на животных для изучения повторного эндотелиализацию после артериальной денудации доступны, некоторые из них выполнены в мыши из-за хирургических ограничений. Это подрывает возможность использовать трансгенные линии мышей и исследовать вклад специфических генов в процессе повторного эндотелизации. Здесь мы приводим протокол шаг за шагом для создания хорошо воспроизводимый мышиной модели повреждения артерии денудационного в инфраренального брюшной аорты с использованием внешнего сосудистого зажима. Иммуноцитохимическая окрашивания поврежденных аорте для фибриногена и бета-катенина демонстрируют экспозицию про-тромботические поверхностью соd границу неповрежденного эндотелия, соответственно. Изложенный здесь метод имеет преимущества скорости, отличной общей выживаемости, а также относительной технической простотой, создавая уникальный практический инструмент для наложения артериальной травмы денудации в трансгенных мышах. С помощью этого метода исследователи могут пролить свет на механизмы повторного эндотелизации при нормальных или патологических состояниях.
Introduction
Тромбоз и рестеноз серьезные ранние и поздние осложнения у пациентов , которые подвергаются подкожных сосудистых вмешательств, таких как эндоваскулярной баллонной ангиопластики и стентирования 1,2. Существует несколько стратегий были использованы для устранения этих осложнений, в частности двойной антитромбоцитарной терапии и стенты с лекарственным покрытием. Тем не менее, мало внимания было уделено основной причиной тромбоза и рестеноза, а именно потери покрытия эндотелиальных клеток (денудации). травмы Денудация является неизбежным следствием интервенционных процедур вследствие механической травмы стенки кровеносных сосудов. Эта механическая травма может привести к повреждению и снятия защитного слоя эндотелиальной и воздействия базальной мембраны и гладкой мускулатуры сосудов к циркулирующей крови 3. Потеря эндотелиальных клеток в этих областях создает про-тромботические и провоспалительных среду, которая не только способствует адгезии тромбоцитов и последующий тромбоз, ноLSO стимулирует миграцию и пролиферацию клеток гладких мышц сосудов , приводящих к утолщению неоинтимы и рестеноза 4. Эти осложнения, и связанные с ними методы лечения, приводят к значительной заболеваемости, особенно рецидивирующей ишемической болезни и кровотечения событий, оказывающих вредное воздействие на здоровье человека.
Re-эндотелиализацию обнаженную травмы от краев раны имеет первостепенное значение для профилактики тромбоза и рестеноза 5. Вскрытие результаты и модели на животных продемонстрировали , эффективно применение пониженных ставок тромбоза с охватом стента распорки 6,7. Стенты с лекарственным покрытием, разработанный для уменьшения скорости рестеноза путем ингибирования пролиферации гладких мышц и гиперплазию неоинтимы, приводят к значительным нарушениями в артериальной ре-эндотелизации и возрастающих темпов поздних тромбозов 3. К сожалению, понимание механизмов для повторного эндотелизации был медленный процесс, в значительной степени ограничен отсутствием армодели на животных. 8 щих образовательных
Существует несколько моделей на животных для понимания роли эндотелиальных клеток и клеток гладкой мускулатуры сосудов после повреждения артерии были созданы 7,9,10. Крыса сонной артерии на воздушном шаре модель травмы лучше характеризует и был использован для изучения влияния травмы денудационного на валовой, клеточном и молекулярном уровне 11. Тем не менее, хорошо воспроизводимым мышиной модели повреждения артерий денудационного с отличной выживаемости не хватает, и многое необходимо использовать несколько трансгенных линий, доступных, чтобы лучше выяснить регенерацию сосудов в различных условиях.
Эта рукопись представляет собой мышиную модель повреждения артерий денудации, что воспроизводим и прост в исполнении. Подход показал минимальную заболеваемость и смертность в нескольких трансгенных линий. Из-за широкого ряда генетически модифицированных линий мышей, эта модель может быть использована длявыяснить молекулярные механизмы, лежащие в основе повторной эндотелиализацию после травмы денудации.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Примечание: Этот протокол был одобрен Исследовательским комитетом животного происхождения в Университете Калифорнии в Лос-Анджелесе.
1. предоперационной подготовки и анестезиологии
- Обязательно соблюдайте стерильность в течение всей процедуры.
- Стерилизовать всех хирургических расходных материалов с помощью паровой автоклав.
- Включите нагреваемой с грызунами хирургической платформы до индукции анестезии, так что она может нагреваться до соответствующей температуры (37 ° C) и место под стереомикроскопа для визуализации во время хирургической процедуры.
- Место мыши в анестезии индукции камеры и индуцируют с 4% изофлуран при скорости потока 1 л / мин.
- Тщательно контролировать частоту дыхания и подушечку цвет кожи мыши во время индукции.
- После того, как замедление частоты дыхания, удалить мышь из индукции камеры и поместите на подогретое площадку для хирургической подготовки с лицом в отдельном и головная часть поддерживающей концентрации изофлуран 2,5%.
- Выполните носок щепотку для оценки адекватности наркоза.
- Применение глазной мази на роговицу и управлять предоперационной карпрофен (5 мг / кг) подкожно.
- Поместите мышь лежа на спине и использовать кусачки для удаления волос из брюшной полости.
- Подготовьте хирургическую область с тремя чередующимися скрабы повидона йода и 70% изопропилового спирта применяются стерильными марлевыми подушечками.
- Место лежа на спине мыши на нагретом грызунами хирургической платформы с лицом в головная часть и зафиксировать все конечности и тщательно положение мыши таким образом, что живот виден с стереомикроскопа.
- Поместите стерильные, липких повязок вдоль каждого края подготовленной хирургической области.
- Titrate изофлуран концентрации для поддержания адекватной анестезии во время операции, сохраняя при этом спонтанных дыханий.
2. ИНФРАРЕНАЛЬНОГО аортального Зажимая
- Сделать 3 см надрез вниз по средней линии живота с помощью скальпеля, начиная approximatelу 0,5 см уступает мечевидного отростка.
- Аккуратно втяните кожу пинцетом и рассекают кожу от брюшной стенки с помощью тонких ножниц, чтобы разрезать тонкую соединительную ткань.
- Применяют 0,05-0,1 мл 0,5% бупивакаина к мышечной стенке и сделать 2 см разрез в брюшной стенке, чтобы подвергать органы брюшной полости.
- Если кровотечение происходит вдоль брюшной стенки, применять мягкое давление с ватным наконечником аппликатором.
- Аккуратно поднимите кишечник с помощью солевых пропитанной ватным наконечником аппликаторы.
Примечание: Будьте осторожны, чтобы избежать тупой травмы тощей и подвздошной артерии и место на теплом, пропитанной стерильным физиологическим марлевую губкой вне брюшной полости.- Накройте кишечник с другой теплой, стерильного физиологического раствора пропитанной марли губкой, чтобы избежать потери влаги.
- Поместите втягивающего lateralize в прямую кишку и разоблачить забрюшинного пространства.
- Поместите небольшие марлевые тампоны по мере необходимости для визуализации retroperitoneгм отслеживания числа используемых.
- На уровне нижнего полюса правой почки, используйте острые препаровальный пинцет, чтобы сделать retroperitonotomy латерально по отношению к аорте.
Примечание: Будьте осторожны, чтобы не повредить нижнюю полую вену или окружающие сосуды.- Попросту рассекать ткани забрюшинного от аорты стараясь не проколоть нижнюю полую вену или окружающую сосудистую сеть.
- Поместите сосудистый зажим над аортой в течение по крайней мере 1 мин или другого определенного времени, и проверить окклюзию путем визуального наблюдения отсутствие пульсации в дистальной аорты.
- Удалите сосудистый зажим и проверьте гемостаз. Гемостаз достигается и обеспечивается при отсутствии активного экстравазации крови не видно.
- Подтвердите кровоизлияние путем добавления 0,5 мл физиологического раствора в брюшной полости и оценки, если солевой раствор становится все более кровянистые. Если дело обстоит именно так, применять мягкое давление с использованием физиологического раствора пропитанной аппликатор в течение 1 мин, чтобы обеспечитьгемостаз.
- Удалите все марлевые тампоны , помещенные , чтобы помочь в визуализации забрюшинного пространства и заменить кишок на месте в брюшной полости.
- Промывать брюшной полости с помощью подогретого стерильного физиологического раствора.
3. Закрытие лапаротомии и кожи
- Закройте брюшной стенки слой мышц с использованием 5-0 плетеный, поглощаемый запущенную швом.
- Закрыть кожи с 1-3 каплями полимерного клея и затем последовательно с заживлением зажимами, как только клей установлен.
4. Восстановление и оценка Послеоперационный
- Перенесите мышь в клетку восстановления на грелку с пищей и водой на полу клетки.
- Внимательно следить за мышь для выявления признаков дыхательной недостаточности. Администрирование карпрофен (5 мг / кг) ежедневно в течение 48 часов после операции согласно требованиям учреждения.
- Не оставляйте животное без присмотра, пока он не пришел в сознание достаточное для поддержания грудины recumbency.
- Вернуть мышь к нормальной клетке с пищей и водой.
- Не возвращать животное, которое перенес операцию на компании других животных, пока полностью не выздоровел.
- Оценка раны на ежедневной основе для зияние и снимать клипы на день после операции 14.
5. аортального Вскрытие и Окрашивание
- Выбор мышей в жертву основано на определенный момент времени интерес после повреждения денудационного.
- Жертвоприношение мышей с помощью изофлуран ингаляции и сразу же вводят с 5 мг хлорида метахолину , чтобы привести к сосудистой релаксации гладкой мускулатуры.
- После подтверждения смерти от респираторной прекращения, отсутствие рефлекса роговицы и отсутствие движения, обрызгивать 4% параформальдегидом в фосфатном буферном солевом растворе при давлении перфузии 100 мм рт.ст. через левый желудочек сердца в течение 10 мин.
- Используйте рассекает стереомикроскопа тщательно отделить неповрежденную брюшной аорты отокружающие ткани.
- Трансекте аорты ростральнее почечных артерий и каудально по отношению к подвздошной бифуркацией и открыл с помощью продольного разреза вдоль спинной поверхности.
- Закрепление аорту плашмя на блюде 35 мм с силиконовым покрытием с полостной стороной вверх для фиксации в течение не менее 2 часов, но не более 12 часов. Затем ткань может быть либо встроен для секционирования или использовать в анфас целом монтажа иммуноцитохимию.
- Гора окрашивали с просвету аорты стороне, обращенной к покровное на стеклах для конфокальной микроскопии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Восемьдесят пять мышей подверглись выживания хирургической техники, описанной в настоящем докладе для инфраренального брюшной аорты зажима. Общая выживаемость составила 85,9%. Оперативные осложнения включали кишечное кровотечение и большую перфорацию сосудов, что приводит к 5,9% и 3,5% соответственно смертности (таблица 1). После выхода из наркоза, мыши нормально ходить и не проявляют никаких признаков ишемического повреждения нижних конечностей. Не было отмечено снижение веса или отсутствие аппетита.
Фигуры 1А и 1В показывают изображения инфраренального брюшной аорты следующие лапаротомии и забрюшинного рассечение под стереомикроскопа без (а) и с (В) аортального зажима. Как показано, жизненно важно, чтобы зажать ширину аорте во всей ее полноте, чтобы обеспечить оголение вдоль ширины аорты. Наш протокол обнаружил, что использование резкий изгиб Шварца Micro Серрштрафы с шириной прижима 1,75 мм и "сильной" зажим прессы произвел наибольшее непрерывную рану по всей ширине аорты с минимальными затратами времени зажима. Тем не менее, другие зажимы были испытаны в нескольких временных интервалах окклюзия с переменными размерами повреждения (Рисунок 1C). Остальные результаты представлены были получены с использованием упомянутого выше зажима.
Гистологическое исследование аорты демонстрирует полное оголение эндотелиальной выстилки с умеренным повреждением подстилающей клеток гладких мышц слоя, о чем свидетельствует H & E окрашивания. Оголение эндотелия происходит на обоих 10 сек и 10 мин, хотя и в разной степени (рисунок 2). Для определения оптимального аортального интервала времени зажимное необходимое для полного артериальной денудации, мыши подвергались зажимным в течение 10 сек, 1 мин и 10 мин и немедленно умерщвляли для анализа, как описано в приведенном выше протоколе. ЯвляютсяА денудации возрастала с увеличением зажима тайминги (рисунок 3). На 10 сек, неполной и очаговое денудационного травмы приблизительно 0,75 мм 2 был идентифицирован пятнистый фибриногена окрашивания, где фибриногена служит в качестве маркера для травмы денудационного. Через десять минут аорты зажима производится полностью зачищен эндотелиальной площадь около 1,2 мм 2, однако это количество времени зажима был рассмотрен высокий риск ишемии конечности и реперфузионного повреждения. Таким образом , мы считали 1 мин аорты зажима достаточной, который произвел площадь 0,88 мм 2 денудационный в среднем, чтобы привести к почти полной травмы артерий денудационного без признаков ишемического повреждения.
Степень повреждения денудации с 1 мин аорты зажима чрезвычайно воспроизводимым, производя диаметр 600 мкм и 0,88 мм 2 площадь денудации (Рисунки 3 и 4).Интенсивность окрашивания фибриногена является достаточным для идентификации первоначального повреждения в более поздние моменты времени. На рисунке 4 показаны фибриногена окрашивание трех мышей, прошедших 1 мин аортальной зажима 24 часа до умерщвления, создавая высоковоспроизводимого травмы. Измерение фибриногена окрашивания через 24 часа после травмы шести аорте составляет приблизительно 0,81 мм 2 (рис 5А), статистически подобный травмы на 0,88 мм 2 отмечено сразу после травмы (р = 0,14). По сравнению с неповрежденной эндотелий, рана запас 24 ч после травмы показывает мигрирующими эндотелиальные клетки с вышележащих фибриногена окрашивания, маркировки повторно эндотелиализацию в денудационного травмы (рис 5B). В среднем, полной перемоткой эндотелиализацию травмы денудации 0,88 мм 2 занял приблизительно 3 дня. Тем не менее, этот подход может быть дополнительно приспособлен для получения еще больших травм денудации. Зажимные несколько раз, каждыйв течение 1 мин, от ростральной до хвостового вдоль инфраренального аорты получают травмы денудации 3,7 мм 2. Хотя этот подход также повреждает слизистую СМИ, мы никогда не наблюдали рассечение брюшной аорты в результате травмы зажима.
Этот протокол показывает, что инфраренальная брюшного отдела аорты зажима можно безопасно проводить в мышиной модели для целей создания травмы денудации артериального и измерения эндотелиальной регенерации.
Рисунок 1:. Изолированные ИНФРАРЕНАЛЬНОГО брюшную аорту Изолированные инфраренальная брюшной аорты показан без (А) и с (В) сосудистого зажима. Были использованы несколько зажимов различной длины и зажим пресс силы , чтобы выбрать тот , который предлагает последовательную травмы (C). Шварц Micро сосудистый зажим (стрелка) произвела большой непрерывную рану. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 2: Эффективность Эндотелиальная Денудация H & E окрашивания в инфраренального брюшной аорты секции в неповрежденной мыши (А) и через 10 секунд (B) и 10 мин аорты зажима (С).. Сосудистый зажима полностью оголяет эндотелиальный слой, как можно проверить отсутствием ядер окрашивания. Кроме того, потеря ядер клеток гладких мышц показывает , повреждение средней части оболочки. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рис . 3: Отношения зажима Время Заживление Длина ИНФРАРЕНАЛЬНОГО брюшной аорты зажима проводили в течение 10 сек, 1 мин и 10 мин. Сразу после травмы, иммуноцитохимия была выполнена в фас к операции фиктивного и эти временные точки , как показано на рисунке (A) и с более высоким разрешением (B). Фибриноген (в фиолетовом) идентифицирует область травмы. β-катенин (в красном цвете) идентифицирует эндотелиальные границы. Звездочка (*) обозначает область применения зажима. Отсутствие -катенина означает отсутствие эндотелиальных клеток в области повреждения. (С) используют фибриноген окрашивание в качестве маркера денудации области травмы , чтобы показать , что увеличение времени зажима увеличивает площадь денудацией (п = 2 для каждой временной точки). Столбики ошибок обозначают стандартное отклонение. Пожалуйста , нажмите часERE для просмотра увеличенной версии этой фигуры.
Рис . 4: Определение травмы Площадь Двадцать четыре часа после зажима аорты в течение 1 минуты, аорта была расчленена и разрезают , чтобы обнажить внутренней оболочки. После фиксации в 4% параформальдегид, иммуноцитохимия была выполнена анфас. Фибриноген (в фиолетовом) идентифицирует область травмы (А). Более высокое увеличение маржи раны (B) и в пределах раны (C) показаны. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 5: Воспроизводимость денудационныйТравма и идентификация Re-эндотелизации. Двадцать четыре часа после травмы, аорта была расчленена , как указано и подвергся иммуноцитохимию анфас. Использование фибриногена в качестве маркера для травмы денудационного, наблюдается очень воспроизводимые травмы в (A) со средней площадью денудации 0,81 мм 2 (п = 6). Более высокие разрешение изображения показывают , что запас раны проявляет фибриногена окрашивание и мигрирующие эндотелиальные клетки (стрелки, фиолетовый окрашивание) (B) по сравнению с неповрежденной эндотелий (C). Столбики ошибок обозначают стандартное отклонение. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Таблица 1:. Оперативная и послеоперационной летальности в общей сложности 85 мышей Underwлор выживание infrafrenal брюшной аорты зажима с выживаемостью 85,9%. Восемь мышей (9,4%) не выжила операцию из-за кишечной кровотечением или перфорацией большого сосуда. Четыре мыши умерли в послеоперационном периоде.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Артериальное травма оголение вследствие чрескожных вмешательств, таких как баллонной ангиопластики и стентирования сосудов, приводит к ранней и поздней тромбоза сосудов и рестеноза и способствует повторных ишемических событий 3,12. Интересно, что хирургическое сосудистая зажимное также участвует в качестве причины артериальной денудации, расширение масштабов этой проблемы для пациентов , перенесших любую сосудистую процедуру, будь то чрескожной или открыть 13. В то время как нарушенная повторно эндотелиализацию является довольно признанной причиной тромбоза и рестеноза, молекулярные механизмы, окружающие повторное эндотелиализацию было трудно выяснить. Модели на животных стали необходимостью, чтобы получить дальнейшее понимание повторного эндотелизации после повреждения артерии денудации.
Существующие модели животных для изучения клеточных и молекулярных эффектов повреждения артерий денудационного включают в свиней, кроликов и грызунов 7,9-11. Грызун модELS часто используемые включают баллонного артерии модель крысы сонной травмы, модель мыши проволоки травмы, а крысы и мыши модели перевязки 14,15. В то время как крысы сонной артерии на воздушном шаре модель травмы лучше характеризует и наиболее часто используемые, процедуры , описанные травмы сонной Линднером у мышей расширили возможности использования трансгенных штаммов 16,17. Генетически модифицированные мышиные модели снижает частоту потенциальных вне целевых эффектов и проблем, связанных с специфичности фармакологических ингибиторов, и может позволить Тканеспецифическая и условной абляции конкретных элементов, представляющих интерес. Тем не менее, травмы сонной у мышей является чрезвычайно сложной и трудно выполнить.
Мышиный артериальной оголение модель инфраренального брюшной аорты , описанной здесь относительно прост в применении и позволяет исследования повторного эндотелизации большого калибра артерии в естественных условиях. Хирургии выставлен приемлемый Сюрvival скорость 85,9%. Заживление длина зависит от размера зажима челюсти, сила зажима пресса, и продолжительность времени, когда сосудистый зажим окклюзию сосуда. Эта модель использует 10 х 1,75 мм челюсти размер и "сильный" зажим прессы в течение 1 мин для получения травмы на 0,88 мм 2 денудации , что хорошо воспроизводим. Изменчивость в заживлении длины наблюдалась с различными размерами челюстей и длины окклюзии сосуда. Кроме того, площадь обнажения может быть расширена за счет последовательного зажима инфраренального брюшной аорты от ростральной до хвостового. Таким образом, эта модель обеспечивает универсальность в денудационного размера повреждения, которые могут манипулировать, чтобы соответствовать своей исследование направлено.
Для того, чтобы оценить степень травматизма и эндотелиальные ставок закрытия после травмы, иммуноцитохимия проводили в различные моменты времени с антителами против бета-катенина с целью выявления эндотелиальные перекрестки клеток или ERG для идентификации ядер эндотелиальных клеток и фибриногена, чтобы определить тон повредил область. Как произошло повторно эндотелиализацию, фибриноген окрашивание использовали для идентификации первоначального повреждения, по сравнению с той степени повторного эндотелизации. В то время как сильное окрашивание фибриногена значительно ослаблен после возобновления роста эндотелия, остается достаточной интенсивностью, чтобы определить первоначальную травму, даже после того, как по крайней мере, в течение 4 дней после операции.
Эта модель не без ограничений. Как и с любой животной модели, мышиный хирургия требует хорошей хирургической техники и влечет за собой кривую обучения. Мыши могут быстро поддаваться перфорации сосуда, если рассечение не выполняется с осторожностью, что иногда невозможно контролировать. Наиболее распространенные причины смерти включали оперативной кишечной кровотечением и большой перфорацию сосудов, на 5,9% и 3,5% соответственно. Тем не менее, при тщательном рассечения, кровоизлияние встречается редко и потеря крови обычно может быть сведено к ниже 0,1 мл в нашем опыте. Кроме того, адекватное рассечение аорты и надлежащего зажимаРазмещение является неотъемлемой частью воспроизводимым травмы. При рассмотрении дистальной аорты может быть пульсации использоваться для подтверждения полного аортального окклюзию, удаляя все забрюшинного приверженцем ткани к аорте имеет жизненно важное значение для получения чистой, непрерывную рану. Как упоминалось ранее, повреждение средней части оболочки с этой процедурой аортального зажима отмечено. Тем не менее, медиальной смерть гладких мышц является хорошо известным следствием длительной или хронической сосудистой расширение вследствие имплантации стента, и приводит к последующей гиперплазии неоинтимы 18. Медиальной повреждения в нашей модели, похоже, не имеют патологическую осложнениям, так как у нас нет никакой послеоперационной смерти и эти мыши выжили до 2-х месяцев после операции.
Мы представляем универсальную мышиной модели артериальной денудационного травмы инфраренального брюшной аорты, которая является воспроизводимым с хорошими показателями выживаемости. Эта модель заполняет необходимость изучения повреждения артерии с множеством трансгенных мышиных моделей. Утверждение ое этой мышиной модели могут быть использованы для выяснения молекулярных механизмов повторного эндотелизации при нормальных и патологических условиях.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют ничего раскрывать.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана грантами от Эли и Edythe Широкий Центр регенеративной медицины и исследований стволовых клеток в программе подготовки к UCLA САБ и AIM, Philip J. Whitcome стипендий для AIM, и Национальные институты здравоохранения (HL130290) к MLIA.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Zeiss Discovery.V12 Stereomicroscope | Zeiss | 495037-9904-000 | |
| Rodent Heated Surgical Platform | Protech International | RES4000 | Heated platform for body temperature maintenance with nosecone for anesthestic maintenance and on which surgical procedure is performed |
| Isoflurane | Henry Schein | 50033 | 4% Induction; 2.5% Maintenance |
| Isoflurane Vaporizer | Summit Medical Equipment | 470062 | |
| Stryker T/Pump Warm Water Recirculator | Kent Scientific | TP-700 | |
| Artifical Tears Lubricant Opthalmic Ointment | Akorn Animal Health | 17478-162-35 | |
| Carprieve (Carprofen) | Norbrook Laboratories | NDC 55529-131-01 | |
| Oster™ A5 Professional Animal Clipper | M.Schneider & Sons Inc. | 78005010 | Use with animal clipper size 40 |
| Adjustable Wire Retractor | Fine Science Tools | 17004-05 | |
| Schwartz Micro Serrefines - Sharp Bend | Fine Science Tools | 18052-03 | |
| Surgical Instruments | Fine Science Tools | sharp dissecting forceps, blunt forceps, fine scissors, spring scissors, hemostat | |
| 0.5% Marcaine | Hospira | 0409-1610-50 | |
| 5-0 Suture, Vicryl | Fisher Scientific | NC0189890 | tapered needle |
| Vetbond | Fisher Scientific | NC0304169 | |
| Falcon® 35 mm Not TC-Treated Easy-Grip Style Bacteriological Petri Dish | Corning | 351008 | |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | 3097358-1004 | |
| Dissecting pins | Fisher Scientific | NC9681411 |
References
- Farooq, V., Gogas, B. D., Serruys, P. W. Restenosis: delineating the numerous causes of drug-eluting stent restenosis. Circ Cardiovasc Interv. 4, 195-205 (2011).
- Tada, T., et al. Risk of stent thrombosis among bare-metal stents, first-generation drug-eluting stents, and second-generation drug-eluting stents: results from a registry of 18,334 patients. JACC Cardiovasc Interv. 6, 1267-1274 (2013).
- Otsuka, F., et al. The importance of the endothelium in atherothrombosis and coronary stenting. Nat Rev Cardiol. 9, 439-453 (2012).
- Kipshidze, N., et al. Role of the endothelium in modulating neointimal formation: vasculoprotective approaches to attenuate restenosis after percutaneous coronary interventions. J Am Coll Cardiol. 44, 733-739 (2004).
- Finn, A. V., et al. Pathological correlates of late drug-eluting stent thrombosis: strut coverage as a marker of endothelialization. Circulation. 115, 2435-2441 (2007).
- Joner, M., et al. Pathology of drug-eluting stents in humans: delayed healing and late thrombotic risk. J Am Coll Cardiol. 48, 193-202 (2006).
- Joner, M., et al. Endothelial cell recovery between comparator polymer-based drug-eluting stents. J Am Coll Cardiol. 52, 333-342 (2008).
- McDonald, A. I., Iruela-Arispe, M. L. Healing arterial ulcers: Endothelial lining regeneration upon vascular denudation injury. Vascul Pharmacol. 72, 9-15 (2015).
- Fingerle, J., Tina Au, Y. P., Clowes, A. W., Reidy, M. A. Intimal Lesion Formation in Rat Carotid Arteries after Endothelial Denudation in Absence of Medial Injury. Arteriosclerosis. 10, 1082-1087 (1990).
- Granada, J. F., et al. Vascular response to zotarolimus-coated balloons in injured superficial femoral arteries of the familial hypercholesterolemic Swine. Circ Cardiovasc Interv. 4, 447-455 (2011).
- Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods Mol Med. 139, 1-30 (2007).
- Bavry, A. A., Bhatt, D. L. Appropriate use of drug-eluting stents: balancing the reduction in restenosis with the concern of late thrombosis. Lancet (London, England). 371, 2134-2143 (2008).
- Gucu, A., et al. Effects of temporary vascular occluder poloxamer 407 Gel on the endothelium. J Cardiothorac Surg. 8, (2013).
- Holt, A. W., Tulis, D. A. Experimental Rat and Mouse Carotid Artery Surgery: Injury & Remodeling Studies. ISRN Minim Invasive Surg. 2013, (2013).
- Nam, D., et al. Partial carotid ligation is a model of acutely induced disturbed flow, leading to rapid endothelial dysfunction and atherosclerosis. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 297, 1535-1543 (2009).
- Lindner, V., Fingler, J., Reidy, M. A. Mouse Model of Arterial Injury. Circ Res. 73, 792-796 (1993).
- Kumar, A., Lindner, V. Remodeling with neointima formation in the mouse carotid artery after cessation of blood flow. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 17, 2238-2244 (1997).
- Hehrlein, C., Weinschenk, I., Metz, J. Long period of balloon inflation and the implantation of stents potentiate smooth muscle cell death. Possible role of chronic vascular injury in restenosis. Int J Cardiovasc Intervent. 2, 21-26 (1999).
