Summary
La compréhension des mécanismes cellulaires et moléculaires de re-endothélialisation suite à une lésion de la dénudation artérielle est d'une importance primordiale dans la prévention de la thrombose et la resténose des artères. Nous décrivons ici un protocole reproductible lésion artérielle dénudation de l'aorte abdominale. La procédure a été développée pour étudier les mécanismes sous-jacents qui régulent la régénération endothéliale en utilisant des modèles de souris.
Abstract
les interventions vasculaires percutanées entraînent de façon uniforme dans les blessures de dénudation artérielles qui conduisent ensuite à la thrombose et la resténose. Ces complications peuvent être attribués à des déficiences dans la re-endothélialisation dans les bords de la plaie. Or, les mécanismes cellulaires et moléculaires de la ré-endothélialisation restent à définir. Bien que plusieurs modèles animaux pour étudier réendothélialisation après dénudation artérielle sont disponibles, peu sont réalisées chez la souris en raison des limitations chirurgicales. Cela nuit à la possibilité d'exploiter des lignées de souris transgéniques et étudier la contribution des gènes spécifiques au processus de re-endothélialisation. Ici, nous présentons un protocole étape par étape pour la création d'un modèle murin hautement reproductible des lésions artérielles de dénudation dans l'aorte abdominale à l'aide serrage vasculaire externe. coloration immunocytochimique des aortes blessés pour le fibrinogène et la β-caténine démontrer l'exposition d'une une surface pro-thrombotiqued la frontière de l'endothélium intact, respectivement. La méthode présentée ici a les avantages de la vitesse, un excellent taux de survie globale, et la facilité technique relative, la création d'un outil unique pratique pour imposer des blessures de la dénudation artérielle dans les modèles de souris transgéniques. En utilisant cette méthode, les chercheurs peuvent élucider les mécanismes de re-endothélialisation dans des conditions normales ou pathologiques.
Introduction
Thrombose et resténose sont graves complications précoces et tardives chez les patients qui subissent des interventions vasculaires percutanées, telles que endovasculaire angioplastie par ballonnet et stenting 1,2. Plusieurs stratégies ont été employées pour traiter ces complications, la thérapie antiplaquettaire particulièrement double et stents à élution de médicaments. Cependant, peu d'attention a été accordée à la cause sous-jacente de la thrombose et la resténose, à savoir la perte de la couverture des cellules endothéliales (dénudation). blessure à la dénudation est une conséquence inévitable de procédures interventionnelles due à un traumatisme mécanique à la paroi du vaisseau sanguin. Ce traumatisme mécanique peut entraîner des dommages et enlèvement de la couche endotheliale de protection et l' exposition de la membrane basale et le muscle lisse vasculaire de sang circulant 3. La perte de cellules endothéliales dans ces domaines crée un environnement pro-thrombotique et pro-inflammatoire qui favorise non seulement l'adhésion des plaquettes et la thrombose subséquente, mais unLSO stimule la migration et la prolifération des cellules musculaires lisses vasculaires résultant de l' épaississement néo - intimale et la resténose 4. Ces complications et leurs traitements associés, conduisent à une morbidité significative, la maladie ischémique notamment récurrente et événements hémorragiques qui ont un impact santé humaine.
Re-endothélialisation de la blessure dénudée des bords de la plaie est d' une importance primordiale dans la prévention de la thrombose et la resténose 5. Résultats de l' autopsie et des modèles animaux ont effectivement démontré des taux réduits de thrombose avec une couverture de stent pavane 6,7. Stents à élution médicamenteuse, conçus pour réduire les taux de resténose en inhibant la prolifération du muscle lisse et l' hyperplasie intimale, entraîner des déficiences significatives dans des re-endothélialisation et l' augmentation des taux de thrombose tardive 3. Malheureusement, la compréhension des mécanismes de re-endothélialisation a été un processus lent, en grande partie limitée par le manque d'apdes modèles animaux propriées 8.
Plusieurs modèles animaux pour comprendre le rôle des cellules endothéliales et des cellules musculaires lisses vasculaires après une lésion artérielle ont été créés 7,9,10. Le ballon de l' artère modèle de lésion de la carotide de rat est la mieux caractérisée et a été utilisée pour étudier les effets des blessures de dénudation au niveau brut, cellulaire et moléculaire 11. Néanmoins, un modèle murin hautement reproductible des lésions dénudation artérielle avec d'excellents taux de survie est manquant et bien nécessaire pour tirer parti de plusieurs lignées transgéniques disponibles pour mieux faire comprendre la régénération vasculaire dans de multiples contextes.
Ce manuscrit présente un modèle murin de lésion artérielle dénudation qui est reproductible et simple à réaliser. L'approche a montré la morbidité et la mortalité minimale dans plusieurs lignées transgéniques. Étant donné le grand nombre de lignées de souris transgéniques, ce modèle peut être utilisé pourélucider les mécanismes moléculaires sous-jacents re-endothélialisation après la blessure de dénudation.
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Protocol
NOTE: Ce protocole a été approuvé par le Comité de recherche animale de l'Université de Californie à Los Angeles.
1. Préparation préopératoire et anesthésie
- Assurez-vous d'observer une technique stérile tout au long de la procédure.
- Stériliser toutes les fournitures chirurgicales utilisant un autoclave à vapeur.
- Activer la plate-forme chirurgicale de rongeur chauffé avant l'induction de l'anesthésie afin qu'il puisse réchauffer à la température appropriée (37 ° C) et sous loupe binoculaire pour la visualisation durant la procédure chirurgicale.
- Placer la souris dans la chambre d'induction de l'anesthésie et induisent avec 4% d'isoflurane à un débit de 1 L / min.
- Surveiller attentivement le taux et la patte couleur de la peau des voies respiratoires de la souris lors de l'induction.
- Après avoir ralenti de la fréquence respiratoire, retirez la souris de la chambre d'induction et placer sur le pavé réchauffé pour la préparation chirurgicale avec le visage en nosecone et la maintenance concentration isoflurane séparée de 2,5%.
- Effectuer pincement de l'orteil pour évaluer l'adéquation de l'anesthésique.
- Appliquer une pommade ophtalmique aux cornées et administrer carprofène préopératoire (5 mg / kg) par voie sous cutanée.
- Placez la souris coupe décubitus et utiliser pour enlever les poils de l'abdomen.
- Préparer la zone chirurgicale avec trois gommages alternées de povidone iode et 70% d'alcool isopropylique appliquées avec des tampons de gaze stérile.
- Lieu supination de la souris sur la plate-forme chirurgicale de rongeur chauffée avec le visage en nosecone et sécuriser toutes les extrémités et soigneusement la position de souris de telle sorte que l'abdomen est visible avec le stéréomicroscope.
- Placez des pansements adhésifs stériles le long de chaque bord de la zone chirurgicale préparée.
- Titrer concentration isoflurane pour maintenir l'anesthésie adéquate pendant la chirurgie, tout en maintenant la respiration spontanée.
2. infrarénale Aortic de serrage
- Faire une incision de 3 cm vers le bas de la ligne médiane de l'abdomen à l'aide d'un scalpel, à partir approximately 0,5 cm inférieurs au processus xiphoïde.
- rétracter délicatement la peau avec des pinces et de disséquer la peau loin de la paroi abdominale à l'aide de ciseaux fins pour couper le tissu conjonctif bien.
- Appliquer 0,05-0,1 ml de bupivacaïne à 0,5% à la paroi musculaire et faire une incision de 2 cm dans la paroi abdominale pour exposer les organes abdominaux.
- Si le saignement se produit le long de la paroi abdominale, appliquer une légère pression avec un coton-tige.
- Soulevez doucement les intestins à l'aide des applicateurs de coton-tige imbibé de sérum physiologique.
NOTE: Soyez prudent pour éviter un traumatisme contondant à la jéjunum et de l'iléon artères et les placer sur un cadre chaleureux, une solution saline stérile gaze imbibée éponge en dehors de la cavité abdominale.- Couvrir les intestins avec un autre chaud, une solution saline stérile gaze imbibée éponge pour éviter la perte d'humidité.
- Placer un écarteur à latéraliser le rectum et exposer le rétropéritoine.
- Placez des tampons de gaze petites que nécessaire à la visualisation de retroperitoneum garder une trace du nombre utilisé.
- Au niveau du pôle inférieur du rein droit, utiliser des pinces de dissection pointus pour faire une retroperitonotomy latérale à l'aorte.
REMARQUE: Veillez à ne pas nuire à la veine cave inférieure ou les vaisseaux environnants.- Carrément disséquer le tissu rétropéritonéale l'aorte en faisant attention de ne pas perforer la veine cave inférieure ou vascularisation environnante.
- Placer la pince vasculaire au-dessus de l'aorte pendant au moins 1 min, ou d'un autre temps spécifié, et vérifier l'occlusion en observant visuellement l'absence de pulsatilité dans l'aorte distale.
- Retirer la pince vasculaire et vérifier l'hémostase. L'hémostase est réalisée et assurée quand aucune extravasation active de sang est vu.
- Confirmer extravasation en ajoutant 0,5 ml de solution saline dans la cavité abdominale et d'évaluer si la solution saline devient de plus en plus teinté de sang. Si tel est le cas, appliquer une légère pression à l'aide de l'applicateur de solution saline trempés pendant 1 min pour assurer lahémostatique.
- Retirez tous les tampons de gaze placés pour aider à la visualisation du rétropéritoine et remplacer les intestins in situ dans l' abdomen.
- Irriguer la cavité abdominale en utilisant une solution saline stérile préchauffée.
3. Clôture de la laparotomie et la peau
- Fermez la couche paroi musculaire abdominale en utilisant un 5-0 tressé, absorbable unique surjet.
- Fermer la peau avec 1-3 gouttes d'adhésif polymère et ensuite avec des agrafes, une fois l'adhésif est réglé.
4. Récupération et de l'évaluation post-opératoire
- Transférer la souris dans une cage de récupération sur un coussin chauffant avec de la nourriture et de l'eau sur le plancher de la cage.
- Surveiller de près la souris pour des signes de détresse respiratoire. Administrer carprofène (5 mg / kg) par jour pendant 48 heures postopératoires selon les directives de l'institution.
- Ne pas laisser un animal sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir recum sternalBency.
- Retour de la souris dans une cage normale avec de la nourriture et de l'eau.
- Ne retournez pas un animal qui a subi une intervention chirurgicale à la compagnie d'autres animaux jusqu'à guérison complète.
- Évaluer la plaie sur une base quotidienne pour déhiscence et de supprimer des clips le jour postopératoire 14.
5. Aortic Dissection et Coloration
- Sélectionnez la souris pour le sacrifice sur la base du point de temps spécifique d'intérêt suite à une lésion de la dénudation.
- Sacrifiez les souris par inhalation isoflurane et injecter immédiatement avec 5 mg de chlorure de méthacholine pour provoquer la relaxation des muscles lisses vasculaires.
- Dès la confirmation de la mort par arrêt respiratoire, le manque de réflexe cornéen et de l'absence de mouvement, perfuser avec 4% de paraformaldehyde dans du tampon phosphate salin à une pression de perfusion de 100 mm Hg par le ventricule gauche du cœur pendant 10 min.
- Utilisez un stéréomicroscope disséquant pour séparer soigneusement l'aorte abdominale intacte à partirles tissus environnants.
- Sectionner l'aorte rostrale pour les artères rénales et caudale par rapport à la bifurcation iliaque et ouvert par une incision longitudinale le long de la surface dorsale.
- La broche de l'aorte à plat sur une boîte de 35 mm de silicone revêtue de la face luminale pour la fixation pendant au moins 2 heures, mais pas plus de 12 heures. Par la suite, le tissu peut être soit intégré pour sectionner ou utilisé dans tout le visage en montage immunocytochimie.
- Mont aortes avec face luminale face à la lamelle sur des lames en verre pour microscopie confocale tachée.
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Representative Results
Quatre-vingt-cinq souris ont subi la technique chirurgicale de survie décrite dans le présent rapport pour infrarénale clampage aortique abdominal. Le taux de survie globale était de 85,9%. Complications opératoires comprenaient des saignements intestinaux et une grande perforation de la cuve, ce qui entraîne de la mortalité de 5,9% et 3,5% respectivement (tableau 1). Après récupération de l'anesthésie, les souris marchent normalement et ne montrent aucun signe de lésion ischémique des membres inférieurs. Pas de perte de poids ou une perte d'appétit ont été notés.
Images Figures 1A et 1B montrent de l'aorte abdominale après laparotomie et dissection rétropéritonéale sous le stéréomicroscope sans (A) et (B) clampage aortique. Comme le montre, il est essentiel de fixer la largeur de l'aorte dans son ensemble pour assurer la dénudation le long de la largeur de l'aorte. Notre protocole a constaté que l'aide virage Schwartz Micro Serreamendes avec une largeur de la mâchoire de 1,75 mm et «fort» presse de serrage produit la plus grande plaie continue sur toute la largeur de l'aorte avec le temps de serrage minimal. Cependant, d' autres pinces ont été testés à plusieurs intervalles de temps d'occlusion ayant des tailles variables de dommage (figure 1c). Le reste des résultats présentés ont été produites à l'aide de la pince mentionnée ci-dessus.
L'évaluation histologique de l'aorte démontre la dénudation complète du revêtement endothelial avec des dommages modérés à la couche de cellules de muscle lisse sous-jacent, tel que démontré par coloration H & E. Dénudation de l'endothélium se produit à la fois 10 sec et 10 min, bien qu'à des degrés (figure 2). Pour déterminer l'intervalle de temps de l'aorte de serrage optimale requise pour la dénudation complète artérielle, les souris ont subi de serrage pendant 10 secondes, 1 minute et 10 minutes et ont été sacrifiés immédiatement pour l'analyse de la manière décrite dans le protocole ci-dessus. Le sontune dénudation accrue avec l' augmentation des timings de serrage (Figure 3). A 10 secondes, une blessure à la dénudation incomplète et inégale d'environ 0,75 mm 2 a été identifié par la coloration inégale de fibrinogène, où le fibrinogène sert de marqueur pour les blessures de la dénudation. Dix minutes de clampage aortique produit une zone endothéliale complètement dénudé d'environ 1,2 mm 2, mais ce laps de temps de serrage a été considéré comme un risque élevé pour une ischémie des membres et les lésions de reperfusion. En tant que tel, nous avons jugé 1 min de clampage aortique suffisante, ce qui produit une zone de 0,88 mm 2 de dénudation en moyenne, pour entraîner des blessures artérielle dénudation complète près sans preuve d' une lésion ischémique.
L'étendue de la lésion dénudation avec 1 min de clampage aortique est extrêmement reproductible, la production d' un diamètre de 600 um et 0,88 mm 2 zone de dénudation (figures 3 et 4). lel' intensité du fibrinogène coloration est suffisante pour identifier la lésion initiale à des moments plus tard. La figure 4 montre le fibrinogène coloration des trois souris qui ont subi 1 min de l' aorte de serrage 24 h avant le sacrifice, la création d' une blessure hautement reproductible. La mesure de la coloration du fibrinogène 24 h après une lésion de six aortes est d' environ 0,81 mm 2 (figure 5A), statistiquement similaire à la blessure 0,88 mm 2 noté immédiatement après la blessure (p = 0,14). Par rapport à l' endothélium intact, la plaie marge de 24 heures après la blessure montre la migration des cellules endothéliales avec fibrinogène recouvrant la coloration, le marquage re-endothélialisation dans la blessure de dénudation (figure 5B). En moyenne, complète re-endothélialisation de la blessure de dénudation 0,88 mm 2 a pris environ 3 jours. Cependant, cette approche peut être plus adaptés pour produire encore plus dénudation blessures. Serrage plusieurs fois, chaquependant 1 minute, à partir rostrale à caudale le long de l'aorte produit une blessure à la dénudation 3,7 mm 2. Bien que cette approche endommage aussi le media tunica, on n'a jamais observé la dissection de l'aorte abdominale à la suite de la blessure à la pince.
Ce protocole démontre que infrarénale clampage aortique abdominal peut être réalisé en toute sécurité dans un modèle murin pour le but de créer une lésion dénudation artérielle et la mesure de la régénération endotheliale.
Figure 1:. Isolé infrarénale Aorte abdominale isolée aorte abdominale est montré sans (A) et (B) une pince vasculaire. Plusieurs pinces de différentes longueurs et pince presse force ont été utilisés pour sélectionner celui qui offre une blessure cohérente (C). Le Schwartz Micro serrefine (flèche) produit la plus grande plaie continue. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2: Efficacité de la dénudation endothéliale coloration H & E d'une section de l' aorte abdominale sous- rénale chez une souris non lésés (A) et au bout de 10 secondes (B) et 10 min de clampage (C).. Vasculaire de serrage dénude complètement la couche endothéliale, comme on peut le vérifier par l'absence de coloration des noyaux. Aussi la perte de noyaux de cellules musculaires lisses montre des dommages à la média. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3:. Relation de Clamp Time to Wound Longueur infrarénale clampage aortique abdominale a été réalisée pendant 10 s, 1 min et 10 min. Immédiatement après blessure, immunocytochimie a été réalisée en face à une intervention chirurgicale fictive et ces points de temps comme indiqué (A) et à une résolution plus élevée (B). Fibrinogène (en violet) identifie la zone de blessure. β-caténine (en rouge) identifient les frontières endothéliales. L'astérisque (*) marque la zone d'application de pince. Absence de β-caténine dénote l'absence de cellules endothéliales dans la zone de la lésion. (C) utilise le fibrinogène coloration comme un marqueur de la dénudation zone de blessure pour montrer que l' augmentation du temps de serrage augmente la zone de dénudation (n = 2 pour chaque point de temps). Les barres d'erreur représentent l' écart type. S'il vous plaît cliquer havant d'afficher une version plus grande de cette figure.
Figure 4:. Identification des blessures Area Vingt-quatre heures après le clampage aortique pendant 1 minute, l'aorte a été disséquée et découpée pour exposer l'intima. Après fixation dans 4% de paraformaldehyde, immunocytochimie a été réalisée en visage. Fibrinogène (en violet) identifie la zone de blessure (A). Grossissement supérieur de la marge de la plaie (B) et dans la plaie (C) sont représentés. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 5: Reproductibilité de dénudationBlessures et identification de Re-endothélialisation. Vingt-quatre heures après une blessure, l'aorte a été disséqué comme indiqué et a subi en immunocytochimie visage. En utilisant le fibrinogène comme marqueur de lésion dénudation, une lésion hautement reproductible est observée dans (A) , avec une surface moyenne de 0,81 mm 2 denudation (n = 6). Les images à haute résolution montrent que la marge de la plaie présente fibrinogène coloration et la migration des cellules endothéliales (flèches, coloration pourpre) (B) par rapport à l' endothélium intact (C). Les barres d'erreur représentent l' écart - type. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Tableau 1:. La mortalité opératoire et postopératoire Un total de 85 souris Underwsurvie ent infrafrenal clampage aortique abdominal avec un taux de 85,9% de survie. Huit souris (9,4%) n'a pas survécu la chirurgie due à une hémorragie intestinale ou grande perforation du vaisseau. Quatre souris sont mortes après l'opération.
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Discussion
Dénudation blessures artérielles dues à des interventions percutanées, telles que l' angioplastie par ballonnet et les stents vasculaires, entraîner la thrombose et la resténose vasculaire précoce et tardive et contribue à des événements ischémiques récurrents 3,12. Il est intéressant de clampage vasculaire chirurgical a également été impliquée comme cause de dénudation artérielle, en élargissant l'étendue du problème pour les patients subissant une procédure vasculaire, que ce soit par voie percutanée ou ouverte 13. Bien que altérée re-endothélialisation est une cause assez reconnue de la thrombose et la resténose, les mécanismes moléculaires entourant re-endothélialisation ont été difficiles à élucider. Les modèles animaux sont devenus une nécessité pour obtenir une meilleure compréhension de re-endothélialisation suite à une lésion de la dénudation artérielle.
Existant modèles animaux pour étudier les effets cellulaires et moléculaires de lésions dénudation artérielle comprennent ceux chez le porc, le lapin et rongeur 7,9-11. Rongeur models fréquemment utilisés comprennent le modèle de la carotide de rat de ballon de l' artère de dommage, le modèle de lésion de fil de la souris et le rat et les modèles de ligature de la souris 14,15. Alors que le ballon de l' artère modèle de lésion de la carotide de rat est la mieux caractérisée et la plus couramment utilisée, les procédures de lésions carotidiennes décrites par Lindner chez la souris ont élargi les possibilités d'utilisation de souches transgéniques 16,17. modèles de souris génétiquement modifiées ont diminué l'incidence des effets hors-cibles potentiels et les problèmes de spécificité associés aux inhibiteurs pharmacologiques, et peuvent permettre l'ablation du tissu-spécifique et conditionnelle d'éléments spécifiques d'intérêt. Néanmoins, lésion de la carotide chez la souris est extrêmement difficile et difficile à réaliser.
Le modèle artériel dénudation murin de l'aorte abdominale décrite ici est relativement facile à appliquer et permet des études de re-endothélialisation d'une grande artère de calibre in vivo. Chirurgies présentait une sur acceptablele taux de survie de 85,9%. la longueur enroulée dépend de la dimension de la mâchoire de serrage, la force de la presse de serrage, et la durée de la pince vasculaire est obstrue le récipient. Ce modèle utilise une mâchoire mm dimension 10 x 1.75 et «fort» presse de serrage pendant 1 min pour produire une blessure 0,88 mm 2 dénudation qui est hautement reproductible. Variabilité de longueur de la plaie a été observée avec des dimensions différentes de la mâchoire et la longueur de l'occlusion du vaisseau. En outre, la zone de dénudation peut être augmentée par serrage en série l'aorte abdominale à partir rostrale à caudale. En tant que tel, ce modèle offre une polyvalence dans la dénudation taille de blessure qui peut être manipulé pour adapter son étude vise.
Afin d'évaluer l'étendue des lésions endothéliales et les taux de fermeture suite à un traumatisme, immunocytochimie a été réalisée à divers points de temps avec des anticorps dirigés contre la β-caténine à identifier les jonctions de cellules endothéliales ou de l'ERG pour identifier les noyaux des cellules endothéliales et d'identifier fibrinogène til a blessé région. Comme réendothélialisation a eu lieu, la coloration du fibrinogène a été utilisé pour identifier la lésion initiale par rapport à l'étendue de la ré-endothélialisation. Alors que la forte coloration du fibrinogène est significativement atténuée après la repousse de l'endothélium, il reste une intensité suffisante pour identifier la lésion initiale même après au moins 4 jours après la chirurgie.
Ce modèle est sans limites. Comme avec tout modèle animal, la chirurgie murin nécessite une bonne technique chirurgicale et comporte une courbe d'apprentissage. Les souris peuvent rapidement succomber à perforation du vaisseau si la dissection est pas effectuée avec soin, ce qui est parfois impossible de contrôler. Les causes les plus fréquentes de décès opératoire inclus hémorragie intestinale et une grande perforation de la cuve, à 5,9% et 3,5%, respectivement. Cependant, avec dissection minutieuse, l'hémorragie est rare et la perte de sang peut généralement être maintenue au-dessous de 0,1 ml dans notre expérience. En outre, la dissection de l'aorte adéquate et d'une pince appropriéeplacement fait partie intégrante d'une blessure reproductible. Lors de l'examen pulsatility aortique distale peut être utilisée pour confirmer l'occlusion aortique complète, enlevant toute adhérente de tissu rétropéritonéale à l'aorte est vitale pour l'obtention d'un nettoyage, la plaie sans interruption. Comme mentionné précédemment, les dommages à la média est noté avec cette procédure de clampage aortique. Cependant, la mort médial du muscle lisse est une conséquence bien connue de détente prolongée ou chronique vasculaire en raison de l' implantation du stent, et se traduit par la suite 18 hyperplasie néo - intimale. dommages Medial dans notre modèle ne semble pas avoir de séquelles pathologiques, comme nous avons aucun décès postopératoire et ces souris ont survécu jusqu'à 2 mois postopératoires.
Nous présentons un modèle murin polyvalent de blessure de dénudation artérielle de l'aorte abdominale qui est reproductible avec de bons taux de survie. Ce modèle répond à un besoin d'étudier la lésion artérielle avec une multitude de modèles de souris transgéniques. Adoption of ce modèle murin peut être utilisé pour élucider les mécanismes moléculaires de la ré-endothélialisation dans des conditions normales et pathologiques.
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Disclosures
Les auteurs n'ont rien à dévoiler.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par des subventions de l'Eli et Edythe Broad Centre de médecine régénérative et de cellules souches de recherche au Programme de formation de l'UCLA à l'ASS et AIM, Philip J. Whitcome Fellowship à l'AIM, et National Institutes of Health (HL130290) à CPLM.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Zeiss Discovery.V12 Stereomicroscope | Zeiss | 495037-9904-000 | |
| Rodent Heated Surgical Platform | Protech International | RES4000 | Heated platform for body temperature maintenance with nosecone for anesthestic maintenance and on which surgical procedure is performed |
| Isoflurane | Henry Schein | 50033 | 4% Induction; 2.5% Maintenance |
| Isoflurane Vaporizer | Summit Medical Equipment | 470062 | |
| Stryker T/Pump Warm Water Recirculator | Kent Scientific | TP-700 | |
| Artifical Tears Lubricant Opthalmic Ointment | Akorn Animal Health | 17478-162-35 | |
| Carprieve (Carprofen) | Norbrook Laboratories | NDC 55529-131-01 | |
| Oster™ A5 Professional Animal Clipper | M.Schneider & Sons Inc. | 78005010 | Use with animal clipper size 40 |
| Adjustable Wire Retractor | Fine Science Tools | 17004-05 | |
| Schwartz Micro Serrefines - Sharp Bend | Fine Science Tools | 18052-03 | |
| Surgical Instruments | Fine Science Tools | sharp dissecting forceps, blunt forceps, fine scissors, spring scissors, hemostat | |
| 0.5% Marcaine | Hospira | 0409-1610-50 | |
| 5-0 Suture, Vicryl | Fisher Scientific | NC0189890 | tapered needle |
| Vetbond | Fisher Scientific | NC0304169 | |
| Falcon® 35 mm Not TC-Treated Easy-Grip Style Bacteriological Petri Dish | Corning | 351008 | |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | 3097358-1004 | |
| Dissecting pins | Fisher Scientific | NC9681411 |
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