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Medicine

La interposición de la vena del modelo: un modelo adecuado para estudiar la permeabilidad del injerto de bypass

Published: January 15, 2017 doi: 10.3791/54839

Introduction

enfermedades de las arterias coronarias y sus complicaciones se encuentran entre las principales causas de muerte en todo el mundo. estrategias terapéuticas actuales se centran en restablecer el flujo de sangre, ya sea mediante la dilatación del vaso estrechado o mediante la creación de un bypass. Cirugía de revascularización coronaria (CABG) usando autoinjertos venosos fue descrita por primera vez en 1968 y ha sido perfeccionado a lo largo de los años. Aparte de la revascularización de la arteria descendente anterior coronaria, conductos de vena safena son los más utilizados 1. Sin embargo, la permeabilidad del injerto sigue siendo el talón de Aquiles de los injertos de vena safena (SVG). Un año después de la cirugía, la permeabilidad del injerto es del 85%, cayendo a 61% después de diez años 2,3. Revelando los mecanismos fisiopatológicos y las causas de la pérdida de la permeabilidad SVG, por tanto, es una tarea importante.

Este video muestra una vena modelo de interposición de rata para investigar la pérdida del injerto de vena. Los objetivos generales de este método son para explorar la patobiológico subyacentey los procesos -physiological durante la progresión de la enfermedad y para desarrollar un modelo adecuado para las pruebas de opción terapéutica de drogas o. Mediante el trasplante de la vena epigástrica superficial en el sistema arterial, este modelo imita el entorno clínico de cirugía de revascularización coronaria. El trauma quirúrgico, la isquemia y el estrés de la pared son desencadenantes importantes de los cambios vasculares patológicas y son imitados en el modelo descrito.

Diferentes modelos y especies están disponibles para investigar la pérdida de la permeabilidad del injerto de vena. Modelos animales grandes, tales como cerdos, ovejas 4 5 6, perros, monos y 7, se asemejan vehículo humano y las estructuras anatómicas, permitiendo así controlar estrategias terapéuticas complejas, tales como la colocación de stents bypass o nuevas técnicas quirúrgicas, que se probarán 8. Sin embargo, se requieren especial de vivienda, equipamiento y personal. Además, los altos costos y la necesidad de un anestesista adicional durante la cirugía impiden su aplicación más amplia. smtodos los animales, incluyendo ratas, son fáciles de manejar, no requieren especial de vivienda, y tienen costos manejables. En comparación con los modelos de ratón 9,10, modelos de rata tienen la ventaja de una mejor capacidad de funcionamiento y por lo tanto menos variabilidad en el resultado. Las ratas son fisiológicamente y genéticamente más similares a los humanos que los ratones 11,12. Además, la mayoría de los ratones de tipo salvaje sólo se desarrollan myointima limitada 13, que crea modelos de ratones propensos a errores de tipo II. La histología de las principales venas del ratón, como la vena cava inferior, sólo se compone de unas pocas capas de células y hace difícil la evaluación temprana 13. Una desventaja adicional es la pequeña cantidad de tejido disponible para su posterior análisis después de la recuperación del injerto.

El modelo descrito en este video es reproducible, barato, y fácil de realizar, y se puede establecer de forma rápida y fiable. Es especialmente adecuado para la evaluación de agentes terapéuticos experimentales caros, tales como vectores viralespara la terapia génica, de una manera económica.

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Protocol

Los animales recibieron atención humanitaria de conformidad con la Guía para los Principios de Animales de Laboratorio, preparado por el Instituto de Recursos Animales de Laboratorio y publicadas por los Institutos Nacionales de Salud. Todos los animales protocolos fueron aprobados por la autoridad local responsable ( "Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Oficina para la Salud y Protección del Consumidor) Hamburgo").

1. Cuidado de Animales

  1. Obtener ratas ratas Lewis (LEW / Crl) y ratas transgénicas ROSA / luciferasa-LEW un peso de 300-350 g en el Instituto de Animales de Laboratorio.
  2. Mantenga las ratas bajo condiciones convencionales en armarios ventilados y alimentarlos con pienso estándar para ratas y tratado en autoclave agua ad libitum.
  3. Realizar un trasplante de injerto utilizando las ratas transgénicas ROSA / luciferasa-ASE como los donantes y las ratas singénicas ASE / Crl como los destinatarios.

2. Preparación de la rata donante

  1. Use un inductcámara de iones para anestesiar una rata con isoflurano (2,5-3%).
  2. Coloque la rata en su parte posterior y mantener la anestesia con una facial que cubra la boca y la nariz. Compruebe si hay suficiente profundidad de la anestesia pellizcando las patas traseras y la verificación de la ausencia de reflejos. Aplicar un poco de ungüento veterinario para los ojos para evitar la sequedad, mientras que bajo anestesia.
  3. Abra las patas traseras y fijar su posición utilizando cinta.
  4. Afeitar el vello inguinal con un cortador de pelo y desinfectar toda la zona utilizando povidona yodada seguido de etanol al 80%. Repita el paso de desinfección dos veces.
    NOTA: El área quirúrgica, gasas, y los instrumentos quirúrgicos deben ser esterilizados. Mantener un campo estéril durante todo el procedimiento y el desgaste de un solo uso, guantes quirúrgicos estériles, máscaras y gorras.
  5. Bajo el microscopio, realizar una incisión vertical a lo largo de los inguinalis linea. Use dos pinzas para separar suavemente los tejidos subcutáneos y exponer la vena epigástrica superficial de su origin en la vena femoral. Con cuidado, aislar la vena epigástrica superficial de los tejidos circundantes.
  6. Detener el flujo sanguíneo en la vena epigástrica superficial utilizando dos pinzas micro.
  7. Cosecha de un segmento de aproximadamente 0,5 a 1 cm de la vena levantando con cuidado la vena aislado con unas pinzas y el corte a través del recipiente con micro tijeras. Deja las abrazaderas micro en el muñón recipiente para evitar la pérdida de sangre. Coloque la pieza eliminado de la vena sobre una gasa estéril. Con cuidado, coloque una aguja 30 G en el interior de un extremo de la vena recogida y enjuagar el recipiente con heparina (50 unidades / ml).
    NOTA: Sea la vena con cuidado y evitar daños durante la elevación, de corte y rubor. Asegúrese de que para lavar el injerto con la cantidad apropiada de heparina.
  8. Mantenga el segmento de vaso de lidocaína al 1% en hielo hasta el trasplante en la rata receptora para prevenir un espasmo de los vasos.
  9. La eutanasia a la rata donante mediante el aumento de la anestesia a los 5% de isoflurano. Después de 2-3 minutos, open el abdomen a lo largo de la línea alba, cortar a través del diafragma, y ​​quitar el corazón para detener la circulación.

3. Preparación de la rata receptora

  1. Anestesiar y fijar la rata receptora de la misma manera como la rata donante.
  2. Afeitar el lado medial de las piernas con un cortador de pelo y desinfectar tres veces con povidona yodada y 80% de etanol.
  3. Monitorear la profundidad de la anestesia y asegurarse de que es suficiente mediante la verificación de la ausencia de reflejos cuando se pellizca las patas traseras.
  4. Realizar una incisión mediana femoral de la rodilla hasta el pliegue inguinal. Bajo el microscopio, utilizar 2 fórceps para separar la arteria femoral de su entorno.
  5. Utilice abrazaderas micro para detener el flujo de sangre. Coloque la abrazadera proximal primero, seguido por la pinza distal.
  6. Cortar un segmento corto de la arteria femoral sujetada con micro tijeras y lo descarta. Acortar el muñón arterial restante con micro tijeras, creando una brecha que es1-2 mm mayor que el injerto de vena. Enjuague el muñón arterial con heparina usando una aguja de 30 G.
    NOTA: Si la adventicia sobresale ligeramente más allá del muñón buque, el uso de fórceps para tirar de él ligeramente en el extremo del recipiente y retirar una pieza.
  7. Coloque la vena recogida desde el paso 2.8 entre los muñones arteriales y ajustar la longitud para que se ajuste adecuadamente en el hueco. Tenga en cuenta la dirección de la vena.
  8. Realizar la anastomosis proximal en primer lugar usando una sutura de prolene 10-0. Llevar a cabo las puntadas individuales en el orden que se muestra (Figura 1D). Comience con una sutura en cada lado lateral antes de añadir tres suturas más en la parte ventral. Después, colocar tres puntos de sutura en el lado dorsal del recipiente para completar la anastomosis.
  9. Conectar los vasos distales con el injerto usando la misma técnica que para la anastomosis proximal descrito en el paso 3.8. Una vez más, comenzar con una sutura en cada lado lateral y, a continuación colocar tres puntos de sutura en el sid ventrale y el lado dorsal.
  10. Cargar dos jeringas de 1 ml con componente de cola de fibrina 1 y 2. Levante con cuidado el injerto con una pinza y colocar aproximadamente 100 l de fibrina componente de pegamento 1 bajo el injerto, seguido por el componente 2.
    NOTA: Asegúrese de que los componentes 1 y 2 se aplican en una proporción de 1: 1.
  11. Colocar el injerto en su posición y soltar un 100 l adicionales de los componentes 1 y 2 en la parte superior del injerto. Asegúrese de que el pegamento cubre tanto el injerto y la anastomosis con el fin de prevenir la insuficiencia anastomótica y el exceso de distensión del injerto de vena.
  12. abrir con cuidado la pinza distal, seguido de la proximal.
  13. Confirmar una cirugía exitosa marcando el pulso visible en la vena y la arteria trasplantado distal del injerto.
  14. Retire el exceso de pegamento, lo que impide el cierre de la piel. El uso de fórceps para levantar la cola curada y retire el exceso con micro tijeras. Cierre las capas de la piel con suturas de prolene 5-0.
  15. Inyectar 4-5 mg / kg de carprofeno por vía subcutánea antes de permitir que la rata se despierte. No dejar al animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal. Mantener al animal en una jaula individual hasta que esté totalmente recuperado.
  16. Añadir Metamizol al agua de bebida (50 mg Metamizol por 100 ml) como medicamentos para el dolor durante los siguientes 3 días y controlar el animal a diario.

4. La ecografía dúplex

NOTA: El uso de la ecografía duxplex visualizar el flujo sanguíneo de forma no invasiva en ratas 14.

  1. Anestesiar una rata en una cámara de inducción (isoflurano 2%). Coloque la rata sobre su espalda y mantener la anestesia con una máscara que cubre la nariz.
  2. Utilizar máquinas de cortar el pelo y crema de depilación para eliminar el pelo alrededor de la zona del muslo.
  3. Aplique el gel de ultrasonido en el muslo. Asegúrese de que no hay burbujas de aire. Adquirir imágenes de ecografía dúplex utilizando un transductor 400 MS (frecuencia central: 30 MHz) con una velocidad de 230-400 cuadros / seg.

5. Histopatología

NOTA: Cosecha y mancha el recipiente de tinción con tricrómico de Masson para el análisis morfométrico 15.

  1. Fijar el vaso recogido en 4% de paraformaldehído durante la noche y se deshidratan en concentraciones crecientes de etanol. Incrustar la muestra en parafina y cortar en rodajas de 5 micras de grosor usando un microtomo.
    NOTA: El paraformaldehído es tóxico y debe manejarse con especial cuidado.
  2. Desparafinar las diapositivas antes de la tinción con tricrómico solución de tinción. Deshidratar los portaobjetos teñidos, claro ellos con xileno, y montarlos en medio de montaje. Después de secar las diapositivas, ver las muestras con un microscopio.

6. La bioluminiscencia de imágenes (BLI)

NOTA: El injerto postoperatorio fue rastreado a través del tiempo in vivo mediante la medición de la señal bioluminiscente 16.

  1. Disolver 1 g de sal de potasio de D-luciferina en 22 ml de PBS y se inyectan por vía intraperitoneal en la rata (375 mg / kg de peso corporal). Espere 15 min para la luciferina circule en el animal.
  2. Coloque la rata en un sistema de cuantificación bioluminiscente en tiempo real y acceder a la señal de bioluminiscencia.

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Representative Results

El modelo de la interposición de vena rata es adecuado para estudiar el desarrollo de la hiperplasia myointima y el fracaso del injerto venoso. Los animales se recuperan bien de la cirugía y muestran una excelente condición física después de la operación. La Figura 1 muestra los pasos quirúrgicos clave. Después de la incisión de la piel a lo largo de los inguinalis linea, la vena superficial epigástrico y la arteria femoral se identifican (Figura 1A). La recolección del injerto debe realizarse con cuidado, sin dañar el injerto (Figura 1B), ya que esto puede conducir a un fallo precoz del injerto y la pérdida de permeabilidad. Después de colocar el injerto en el animal receptor (Figura 1C), puntos de sutura de anastomosis se realizan en el orden que se muestra en la Figura 1D. El injerto de interposición venosa completado aparece pálido (Figura 1E) y debe convertirse en rojo y mostrar la pulsación después de la reperfusión (Figura 1F).

Los integrati exitosas en de la vena en la permeabilidad de la arteria femoral y el injerto después de un trasplante puede ser confirmado de forma no invasiva usando sonografía duplex (Figura 2A). Por el trasplante de la vena de una rata Luc-positiva en una rata Luc-negativo singénico, imágenes de bioluminiscencia puede ser usado para monitorear la presencia del injerto con el tiempo (Figura 2B).

Myointima hiperplasia desarrolla progresivamente en el injerto con el tiempo. La tinción histológica con tricrómico de Masson demuestra myointima formación dentro de la lámina elástica interna (Figura 2C). El cálculo de la obliteración luminal, (dividiendo el área de la sección transversal de la luz por el área dentro de la lámina elástica interna) reveló una pérdida gradual de la permeabilidad del injerto de día 7 al día 28 después de la cirugía, lo que confirma la dinámica reproducibles de la hiperplasia myointima en este modelo de rata (Figura 2D).

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Figura 1: Esquema detallada de la intervención quirúrgica. (A) anatomía de la región inguinal. (B) La recolección del injerto de vena superficial epigástrica. (C) La colocación del injerto de vena entre los muñones arteriales del animal receptor. (D) Orden de los puntos de sutura de anastomosis. (E) del sitio después de la construcción del injerto venoso. (F) del sitio después de la reperfusión del injerto de interposición venosa. Las flechas negras marcan la vena superficial epigástrica. La barra de escala = 5 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2
Figura 2: Caracterización del Modelo Animal. Ecografía (A) Dúplex de un interposición de injerto venoso immed iately después del trasplante (0d) y 28 días después de la operación (28d). (B) BLI de Luc-positivas injertos trasplantados en ratas Luc-negativas a 0 días y 28 días después de la cirugía. (C) secciones transversales representativas de injerto recogieron después de los días 7, 14, 21, y 28 y se tiñeron con tricrómico de Masson. (Panel superior: la barra de escala = 400 micras; Panel inferior: la barra de escala = 100 m) (D) obliteración luminal en porcentaje se calcula dividiendo los nuevos lumen interior de las antiguas lumen. diferencias entre los grupos se evaluaron mediante análisis unidireccional de la varianza (ANOVA) con la prueba post-hoc de Bonferroni. p <0,01. Las barras de error son la desviación estándar (SD). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Archivo Suplementario 1: ilustración esquemática del procedimiento quirúrgico. Una incisión vertical a lo largo de la linea inguinalis se realiza en la rata donante, la exposición de la vena epigástrica inferior. El flujo de sangre se detiene con dos abrazaderas de micro, y un segmento de vena 0,5-1,0 cm de largo se cosecha. En la rata receptora, una incisión femoral mediana se lleva a cabo, la exposición de la vena femoral, la arteria y nervio. Después de pinzamiento de la arteria femoral, un segmento de vaso se retira y se sustituye por el injerto de vena recogida. Haga clic aquí para ver los archivos Suplementario 1 (o haga clic aquí para descargar).

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Discussion

Este video muestra una vena modelo de interposición de rata para investigar la pérdida del injerto de vena y para permitir la exploración de los procesos patológicos subyacentes y el ensayo de nuevos fármacos u opciones terapéuticas.

La anestesia es un aspecto crucial de los procedimientos quirúrgicos. Se recomienda un sistema de anestesia por inhalación continua, ya que este es un método seguro y fácil, especialmente durante las operaciones prolongadas. Esto puede ser de gran importancia durante la fase de entrenamiento, cuando la operación tarda más de 1 hora.

Con respecto al procedimiento quirúrgico, es muy importante no dañar el injerto de vena durante la cosecha y la implantación 17. Agarrando la adventicia del vaso puede evitar daños en el injerto de vena y evitar la formación de trombos y posterior fallo del injerto. La permeabilidad del injerto se puede determinar inmediatamente después de la vena construcción injerto a través de la observación del flujo sanguíneo y de la pulsación en el injerto de vena o distal de la arteria, así como a través de sonografía duplex.

Otro aspecto crítico del procedimiento es para evitar que el exceso de distensión del injerto de vena. La exposición repentina del injerto venoso en el sistema de la presión arterial conduce a una mayor tensión de la pared, con posterioridad el exceso de distensión y cambios en el patrón de flujo. Estas son las fuentes de la trombosis, insuficiencia anastomótica, y el fracaso del injerto. Apoyando el injerto de vena con cola de fibrina puede prevenir en globo sin control y protección de la íntima y la media de la destrucción mecánica. Cubiertas de colágeno absorbibles son una alternativa a la cola de fibrina y se pueden utilizar como perivenosa cubre 18.

El paso más crítico dentro de este protocolo es, sin duda, la anastomosis entre el injerto de vena y la arteria. Se debe tener cuidado de no perforar las dos paredes del recipiente, ya que esto dará lugar a la reducción de la anastomosis, lo que puede resultar en una falla temprana del injerto. Además, attentio especialn debe ser pagado a la localización de los puntos de sutura. Congruencia de las posiciones de sutura en la arteria y la vena asegura la permeabilidad del injerto y previene la insuficiencia. Para facilitar esto, las suturas se pueden realizar en el orden mostrado en la Figura 1D.

El grado de dificultad técnica puede ser visto como una limitación de la técnica, debido a que un principiante debe convertirse primero familiarizado con el equipo de microcirugía y los pequeños tamaños de las estructuras anatómicas. Sin embargo, otros modelos utilizados presentan las mismas dificultades, y creemos que este video le ayudará a los cirujanos noveles para dominar esta técnica dentro de un corto período de tiempo.

Numerosos pequeños modelos animales para el fracaso del injerto venoso se han descrito en la literatura. Sin embargo, la mayoría de los modelos sólo proporcionan cantidades muy pequeñas de tejido para el análisis 13. Una ventaja de este método es la relativamente gran cantidad de tejido que se puede obtener. Un injerto se puede dividir en varias partes unand utilizado para diferentes ensayos, lo que reduce el número de animales experimentales requeridos.

Los recientes avances en la tecnología de la nucleasa dedo de zinc permitieron la generación de ratas knockout 19. Al seleccionar ratas adecuados de eliminación directa, la pérdida de la permeabilidad del injerto puede ser estudiado en diferentes condiciones de la enfermedad. Por ejemplo, las ratas knockout de renina se pueden utilizar para estudiar la hipertensión 20. Estos antecedentes genéticos se pueden combinar con este modelo animal para recopilar información sobre los mecanismos de fracaso del injerto venoso en diferentes contextos o sobre el impacto de ciertos genes en el desarrollo de la hiperplasia myointima.

En conclusión, el modelo descrito en este vídeo es reproducible, barato, y fácil de realizar, y se puede establecer de forma rápida y fiable. Myointima hiperplasia, que es la principal causa de fracaso del injerto venoso, se desarrolló rápidamente durante cuatro semanas, lo que resulta en la obliteración luminal progresiva. tratamiento probado con éxitoopciones en este modelo se pueden confirmar aún más en modelos animales grandes.

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Acknowledgments

Los autores agradecen a Christiane Pahrmann por su asistencia técnica. Este estudio fue financiado por la Deutsche Stiftung für Herzforschung (F / 28/14). DW fue apoyada por el premio de viaje de la Sociedad Internacional de Trasplante de Corazón y Pulmón. TD recibió el Else Kröner excelencia estipendio del Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_EKES.04). SS recibido becas de investigación de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; DE2133 / 2-1, TD y SCHR992 / 3- 1, SCHR992 / 4-1, SS).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Rat LEW/Crl Charles River Stock number 004
Rat LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1
luc)11Jmsk
Institute of laboratory animals, Kyoto University, Japan NBPR rat number 0299 http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/
PFA 4% Electron Microscopy Sciences #157135S 20%
hair clipper WAHL 8786-451A ARCO SE
Forene AbbVie PZN 10182054 Art.Nr.: B506 Isoflurane
microsurgical clamp Fine Science Tools 18055-04 Micro-Serrefine - 4 mm
clamp applicator Fine Science Tools 18056-14
hair removal creme Rufin cosmetic 27618
Povidone-Iodine Betadine Purdue Pharma NDC:67618-152
10-0 Ethilon suture Ethicon 2814G
5-0 prolene suture Ethicon EH7229H
Rimadyl Pfizer 400684.00.00 Carprofen
Novaminsulfon Ratiopharm PZN 03530402 Metamizole
Heparin Rotexmedica PZN: 3862340 25.000 I.E./ ml
Xylocain 1% AstraZeneca PZN: 1137907 Lidocain
EVICEL J&J Med.Ethicon Biosur PZN 7349697 Art. Nr.:EVK01DE fibrin glue
NaCl 0.9% B.Braun PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160
Vevo 770 high-resolution in vivo micro-imaging system VisualSonics duplex sonography
Ecogel 100 ultrasound gel Eco-med 30GB
D-Luciferin Firefly, potassium salt Biosynth L-8220
PBS pH 7.4 Gibco 10010023
Xenogen Ivis 200 Perkin Elmer bioluminescence imaging
Weigerts iron hematoxylin Kit Merck 1.15973.0002 Trichrome staining
Resorcine-Fuchsine Weigert Waldeck 2.00E-30 Trichrome staining
Acid Fuchsin Sigma-Aldrich F8129-25G Trichrome staining
Ponceau S solution Serva Electrophoresis 33427 Trichrome staining
Azophloxin Waldeck 1B-103 Trichrome staining
Molybdatophosphoric acid hydrate Merck 1.00532.0100 Trichrome staining
Orange G Waldeck 1B-221 Trichrome staining
Light Green SF Waldeck 1B-211 Trichrome staining
Vitro-Clud Langenbrinck 04-0001
Glacial Acetic Acid Sigma-Aldrich 537020
37% HCl Sigma-Aldrich H1758
Xylene Th. Geyer 3410
Paraffin Leica biosystems REF 39602004
Ethanol absolute Th. Geyer 2246
Ethanol 96% Th. Geyer 2295
Ethanol 70% Th. Geyer 2270
Slide Rack Ted Pella 21057
Staining dish Ted Pella 21075
Bepanthen Eye and Nose ointment Bayer 1578675 Eye ointment

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References

  1. Sabik, J. F., 3rd, Understanding saphenous vein graft patency. Circulation. 124, 273-275 (2011).
  2. Goldman, S., et al. Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study. J Am Coll Cardiol. 44, 2149-2156 (2004).
  3. Fitzgibbon, G. M., et al. Coronary bypass graft fate and patient outcome: angiographic follow-up of 5,065 grafts related to survival and reoperation in 1,388 patients during 25 years. J Am Coll Cardiol. 28, 616-626 (1996).
  4. O'Brien, J. E., et al. Wound healing around and within saphenous vein bypass grafts. J Thorac Cardiovasc Surg. 114, 38-45 (1997).
  5. El-Kurdi, M. S., et al. Ovine femoral artery bypass grafting using saphenous vein: a new model. J Surg Res. 193, 458-469 (2015).
  6. Yuda, A., et al. Angiotensin II receptor antagonist, L-158,809, prevents intimal hyperplasia in dog grafted veins. Life Sci. 68, 41-48 (2000).
  7. McCann, R. L., Hagen, P. O., Fuchs, J. C. Aspirin and dipyridamole decrease intimal hyperplasia in experimental vein grafts. Ann Surg. 191, 238-243 (1980).
  8. Thomas, A. C. Animal models for studying vein graft failure and therapeutic interventions. Curr Opin Pharmacol. 12, 121-126 (2012).
  9. Hu, Y., Xu, Q. New mouse model of vein bypass graft atherosclerosis. Heart Lung Circ. 11, 182-188 (2002).
  10. Salzberg, S. P., et al. Increased neointimal formation after surgical vein grafting in a murine model of type 2 diabetes. Circulation. 114, I302-I307 (2006).
  11. Abbott, A. Laboratory animals: the Renaissance rat. Nature. 428, 464-466 (2004).
  12. Lindblad-Toh, K. Genome sequencing: three's company. Nature. 428, 475-476 (2004).
  13. Yu, P., Nguyen, B. T., Tao, M., Campagna, C., Ozaki, C. K. Rationale and practical techniques for mouse models of early vein graft adaptations. Journal of vascular surgery. 52, 444-452 (2010).
  14. Olver, D. T., Lacefield, J. C., Shoemaker, K. J. Evidence of bidirectional flow in the sciatic vasa nervorum. Microvascular research. 94, 103-105 (2014).
  15. Stubbendorff, M., et al. Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2014).
  16. Conradi, L., et al. Immunobiology of fibrin-based engineered heart tissue. Stem cells translational medicine. 4, 625-631 (2015).
  17. Dashwood, M. R., Tsui, J. C. 'No-touch' saphenous vein harvesting improves graft performance in patients undergoing coronary artery bypass surgery: A journey from bedside to bench. Vascular Pharmacology. 58, 240-250 (2013).
  18. Bekler, H. I., Rosenwasser, M. P., Akilina, Y., Bulut, G. The use of an absorbable collagen cover (NeuraWrap) improves patency of interpositional vein grafts. Acta orthopaedica et traumatologica turcica. 44, 157-161 (2010).
  19. Geurts, A. M., et al. Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases. Science. 325, 433 (2009).
  20. Moreno, C., et al. Creation and characterization of a renin knockout rat. Hypertension. 57, 614-619 (2011).

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Wang, D., Tediashvili, G., Pecha,More

Wang, D., Tediashvili, G., Pecha, S., Reichenspurner, H., Deuse, T., Schrepfer, S. Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency. J. Vis. Exp. (119), e54839, doi:10.3791/54839 (2017).

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