Introduction
maladies des artères coronaires et leurs complications sont parmi les principales causes de décès dans le monde. Les stratégies thérapeutiques actuelles se concentrent sur le rétablissement de la circulation sanguine, soit en dilatant le vaisseau rétréci ou en créant une dérivation. Le pontage coronarien coronarien (PAC) en utilisant des autogreffes veineuses a été décrite pour la première en 1968 et a été affinée au fil des ans. En dehors de la revascularisation de l'artère descendante antérieure gauche coronaire, conduits de veine saphène sont les plus couramment utilisés 1. Cependant, la perméabilité du greffon reste le talon d'Achille des greffes de veine saphène (SVG). Un an après la chirurgie, la perméabilité du greffon est de 85%, passant à 61% après dix ans 2,3. Dévoiler les mécanismes physiopathologiques et les causes de la perte de SVG patence est donc une tâche importante.
Cette vidéo montre une veine modèle d'interposition de rat pour étudier la veine perte du greffon. Les objectifs généraux de cette méthode sont à explorer le pathobiologique sous-jacenteet les processus -physiological pendant la progression de la maladie et de développer un modèle approprié pour la drogue ou l'essai d'option thérapeutique. En transplantant la veine épigastrique superficielle dans le système artériel, ce modèle imite étroitement le cadre clinique de pontage coronarien greffage. Un traumatisme chirurgical, l'ischémie, et le stress de la paroi sont des déclencheurs importants de changements vasculaires pathologiques et sont imités dans le modèle décrit.
Différents modèles et espèces sont disponibles pour enquêter sur la greffe de veine perte de perméabilité. Des modèles animaux grands, tels que les porcs, les moutons 4 5 6, les chiens et les singes 7, ressemblent à des navires et des structures anatomiques humaines et permettent ainsi des stratégies thérapeutiques complexes, tels que la pose de stent de dérivation ou de nouvelles techniques chirurgicales, à tester 8. Cependant, spécial logement, l'équipement et le personnel sont nécessaires. En outre, les coûts élevés et la nécessité d'un anesthésiste supplémentaire au cours de la chirurgie entravent leur application plus large. Smtous les animaux, y compris les rats, sont faciles à manipuler, ne nécessitent pas de logement spécial, et ont des coûts gérables. Par rapport aux modèles de souris 9,10, des modèles de rats ont l'avantage d' une meilleure capacité de fonctionnement et par conséquent moins de variabilité dans les résultats. Les rats sont physiologiquement et génétiquement plus semblables aux humains que les souris 11,12. En outre, la plupart des souris de type sauvage ne se développent myointima limitée 13, qui font des modèles de souris sujettes à des erreurs de type II. L'histologie des nervures principales de la souris, telles que la veine cave inférieure, ne se compose que de quelques couches de cellules et rend difficile l' évaluation précoce 13. Un autre inconvénient est la faible quantité de tissu disponible pour une analyse subséquente après la récupération de la greffe.
Le modèle décrit dans cette vidéo est reproductible, peu coûteuse et facile à réaliser, et il peut être mis en place rapidement et de manière fiable. Il est particulièrement adapté à l'évaluation d'agents thérapeutiques coûteux expérimentaux, tels que les vecteurs virauxpour la thérapie génique, d'une manière économique.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Les animaux ont reçu des soins humains en conformité avec le Guide des Principes des animaux de laboratoire, préparé par l'Institut des ressources animales de laboratoire et publiées par les National Institutes of Health. Tous les protocoles d'animaux ont été approuvés par l'autorité locale responsable ( "Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Bureau de la santé et de la protection des consommateurs) de Hambourg").
1. Animal Care
- Obtenir des rats Lewis (LEW / Crl) rats et ROSA / rats transgéniques luciférase-LEW pesant 300-350 g de l'Institut des animaux de laboratoire.
- Gardez les rats dans des conditions classiques dans des armoires ventilées et de les nourrir chow de rat standard et autoclavé de l'eau ad libitum.
- Effectuer une transplantation de greffe en utilisant les ROSA / luciférase-LEW rats transgéniques que les donateurs et les rats syngéniques LEW / Crl que les destinataires.
2. Préparation du Rat des donateurs
- Utilisez un introducteurchambre ionique pour anesthésier un rat avec de l'isoflurane (2,5-3%).
- Placez le rat sur son dos et de maintenir l'anesthésie avec un masque couvrant la bouche et le nez. Vérifiez la profondeur suffisante de l'anesthésie en pinçant les pattes arrière et de vérifier l'absence de réflexes. Appliquer un peu de vétérinaire onguent pour les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.
- Répartir les pattes arrière et fixer leur position à l'aide du ruban adhésif.
- Raser les cheveux inguinale avec une coupe de cheveux et de désinfecter l'ensemble de la zone en utilisant povidone-iode suivi par 80% d'éthanol. Répéter deux fois l'étape de désinfection.
NOTE: La zone chirurgicale, de la gaze, et les instruments chirurgicaux doivent être stérilisés. Maintenir un champ stérile tout au long de la procédure et à l'usure à usage unique, gants chirurgicaux stériles, masques et chapeaux. - Sous un microscope, effectuer une incision verticale le long des inguinalis linea. Utilisez deux pinces pour séparer délicatement les tissus sous-cutanés et d'exposer la veine épigastrique superficielle de son origin sur la veine fémorale. isoler soigneusement la veine épigastrique superficielle des tissus environnants.
- Arrêter l'écoulement du sang dans la veine épigastrique superficielle en utilisant deux micro pinces.
- La récolte d'un segment environ 0,5 à 1 cm de la veine en soulevant avec précaution la veine isolé avec une pince et coupe à travers le récipient avec microciseaux. Laissez les micro pinces sur le moignon du navire pour empêcher la perte de sang. Placez le morceau retiré de la veine sur une gaze stérile. Placez délicatement une aiguille de 30 G à l'intérieur d'une extrémité de la veine récoltée et rincer la cuve avec de l'héparine (50 unités / ml).
REMARQUE: Manipulez la veine avec soin et éviter tout dommage pendant le levage, la coupe, et le rinçage. Assurez-vous de rincer la greffe avec la bonne quantité d'héparine. - Maintenir le segment de vaisseau à 1% de lidocaïne sur la glace jusqu'à leur transplantation dans le rat receveur pour prévenir un spasme du vaisseau.
- Euthanasier le rat donneur en augmentant l'anesthésie à 5% d'isoflurane. Après 2-3 min, open l'abdomen le long de la ligne blanche, couper à travers le diaphragme, et retirer le coeur pour arrêter la circulation.
3. Préparation du Rat du bénéficiaire
- Anesthetize et fixer le rat receveur de la même manière que le rat donneur.
- Raser la face interne des pattes avec une tondeuse pour poils longs et désinfecter à trois reprises à l'aide povidone-iode et 80% d'éthanol.
- Surveiller la profondeur de l'anesthésie et de veiller à ce qu'elle est suffisante en vérifiant l'absence de réflexes quand pincer les pattes de derrière.
- Effectuer une incision médiane fémoral du genou au pli inguinal. Sous un microscope, utilisez 2 pinces pour séparer l'artère fémorale de son environnement.
- Utilisez micro pinces pour arrêter l'écoulement du sang. Placer la pince proximale en premier, suivie par la pince distale.
- Découpez un court segment de l'artère fémorale serrée avec microciseaux et jetez-le. Raccourcir le moignon artériel restant avec microciseaux, créant un espace qui est1-2 mm de plus que la greffe de veine. Rincer la souche artérielle avec de l'héparine en utilisant une aiguille 30 G.
NOTE: Si l'adventice dépasse légèrement le moignon du vaisseau, utilisez une pince pour tirer légèrement sur l'extrémité de la cuve et enlever un morceau. - Placez la veine récoltées à partir de l'étape 2.8 entre les souches artérielles et d'ajuster la longueur afin qu'il tienne convenablement dans l'intervalle. Notez la direction de la veine.
- Effectuez l'anastomose proximale d'abord en utilisant un fil de suture 10-0 de prolene. Mener des points simples dans l'ordre indiqué (figure 1D). Commencer avec un fil de suture sur chaque côté latéral avant d'ajouter plus de trois points de suture sur la face ventrale. Par la suite, placer trois points de suture sur la face dorsale du récipient pour compléter l'anastomose.
- Raccorder les vaisseaux distaux avec le greffon en utilisant la même technique que pour l'anastomose proximale décrit à l'étape 3.8. Encore une fois, commencer par une suture sur chaque côté latéral, puis placez trois sutures sur le sid ventrale et la face dorsale.
- Chargez deux seringues de 1 mL avec le composant de colle de fibrine 1 et 2. Soulevez délicatement la greffe avec une pince et déposer environ 100 pi de fibrine composant de la colle 1 sous la greffe, suivie par la composante 2.
REMARQUE: Assurez-vous que les composants 1 et 2 sont appliqués dans un rapport 1: 1. - Placez le greffon dans sa position et déposer un 100 pi supplémentaires des composants 1 et 2 sur le dessus de la greffe. Assurez-vous que la colle couvre à la fois la greffe et l'anastomose afin de prévenir l'insuffisance anastomotique et sur-distension du greffon veineux.
- Ouvrez soigneusement la pince distale, suivie par la partie proximale.
- Confirmer une chirurgie réussie en vérifiant une impulsion visible dans la veine et l'artère transplanté distale de la greffe.
- Retirer la colle excessive, ce qui empêche la fermeture de la peau. Utilisez une pince pour soulever la colle durcie et enlever l'excédent avec microciseaux. Fermez les couches de la peau avec 5-0 sutures prolène.
- Injecter 4-5 mg / kg carprofène sous-cutanée avant de permettre au rat de se réveiller. Ne pas laisser l'animal sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. Gardez l'animal dans une seule cage jusqu'à ce qu'il soit complètement rétabli.
- Ajouter Metamizole à l'eau potable (50 mg Metamizole par 100 ml) comme médicament de la douleur pour les 3 jours suivants et surveiller l'animal par jour.
4. Duplex Sonography
REMARQUE: Utilisez sonographie duxplex pour visualiser le flux sanguin non invasive chez les rats 14.
- Anesthésier un rat dans une chambre d'induction (isoflurane 2%). Placez le rat sur son dos et maintenir une anesthésie avec un masque couvrant le nez.
- Utilisez les tondeuses et la crème d'épilation pour enlever les poils autour de la zone de la cuisse.
- Appliquer le gel échographique à la cuisse. Assurez-vous qu'il n'y a pas de bulles d'air. Acquérir les images de l'échographie duplex utilisant un transducteur 400 MS (fréquence centrale: 30 MHz) avec un taux de 230-400 images / sec de cadre.
5. histopathologie
NOTE: Récolte et tacher le navire avec trichrome coloration de Masson pour l' analyse morphométrique 15.
- Fixer le navire récolté dans 4% de paraformaldehyde pendant la nuit et le déshydrater à des concentrations croissantes d'éthanol. Incluez l'échantillon dans de la paraffine et le couper en 5 um tranches épaisses à l'aide d'un microtome.
NOTE: Le paraformaldéhyde est toxique et doit être manipulé avec un soin particulier. - Déparaffiner les lames avant de les colorer avec trichrome solution de coloration. Déshydrater les lames colorées, les effacer avec du xylène, et les monter dans un milieu de montage. Après séchage, les diapositives, afficher les échantillons avec un microscope.
6. bioluminescence Imaging (BLI)
NOTE: La greffe post - opératoire a été suivi au fil du temps in vivo en mesurant le signal bioluminescent 16.
- Dissoudre 1 g de D-luciférine sel de potassium dans 22 ml de PBS et de l'injecter par voie intraperitoneale dans les rats (375 mg / kg de poids corporel). Attendre 15 min pour la luciférine de circuler dans l'animal.
- Placer le rat dans un système de dosage par bioluminescence en temps réel et d'accéder au signal de bioluminescence.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Le modèle d'interposition de la veine de rat est adapté pour étudier le développement de l'hyperplasie myointima et échec de la greffe de veine. Les animaux se rétablissent bien de la chirurgie et présentent une excellente post-opération de condition physique. La figure 1 montre les étapes clés chirurgicales. Après l'incision de la peau le long des inguinalis linea, la veine superficielle épigastrique et l' artère fémorale sont identifiés (figure 1A). La récolte de la greffe doit être réalisée avec soin, sans endommager le greffon (figure 1B), car cela peut conduire à une défaillance précoce du greffon et la perte de perméabilité. Après le positionnement du greffon dans l'animal receveur (figure 1C), les points d'anastomose sont exécutées dans l'ordre indiqué sur la figure 1D. La greffe d'interposition veineuse terminée apparaît pâle (figure 1E) et devrait devenir rouge et montrer la pulsation après la reperfusion (figure 1F).
Les integrati réussies sur de la veine dans l'artère fémorale et la perméabilité du greffon après transplantation peut être confirmée de manière non invasive en utilisant l' échographie duplex (figure 2A). En transplantant la veine d'un rat Luc positif dans un rat Luc négatif syngénique, l' imagerie par bioluminescence peut être utilisé pour surveiller la présence de greffe au fil du temps (figure 2B).
hyperplasie Myointima se développe progressivement dans le greffon au fil du temps. Coloration histologique au trichrome de Masson démontre myointima formation à l' intérieur de la limitante élastique interne (figure 2C). Le calcul de l'effacement luminal (en divisant la surface de section transversale de la lumière par la surface à l'intérieur de la limitante élastique interne) a révélé une perte progressive de la perméabilité du greffon du jour 7 au jour 28 post-opératoire, confirmant ainsi la dynamique reproductible d'hyperplasie myointima dans ce modèle de rat (figure 2D).
re 1 "src =" / files / ftp_upload / 54839 / 54839fig1.jpg "/>
Figure 1: Schéma détaillé de la procédure chirurgicale. (A) l'anatomie de la région inguinale. (B) Le prélèvement du greffon veineux superficiel épigastrique. (C) Mise en place du greffon veineux entre les souches artérielles de l'animal receveur. (D) Ordre des points d'anastomose. (E) du site après la construction du greffon veineux. (F) du site après la reperfusion du greffon d'interposition veineuse. Les flèches noires marquent la veine superficielle épigastrique. La barre d'échelle = 5 mm. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2: Caractérisation du modèle animal. (A) Duplex sonographie d'une interposition veineuse greffer immed iately après la transplantation (0d) et 28 jours après l'opération (28d). (B) BLI de Luc-positifs greffes transplantées à des rats Luc-négatifs à 0 et 28 jours après la chirurgie. (C) des sections transversales de greffage représentatifs récoltés après 7 jours, 14, 21, et 28 et colorées au trichrome de Masson. (Panneau supérieur: la barre d'échelle = 400 pm; Panneau inférieur: la barre d'échelle = 100 pm) (D) oblitération Luminal en pourcentage est calculé en divisant la nouvelle lumière intérieure de l'ancienne lumière. différences intergroupes ont été évalués par une analyse de variance (ANOVA) avec le test post-hoc de Bonferroni. p <0,01. Les barres d'erreur sont les écart-type (SD). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
_upload / 54839 / 54839Sup1.jpg "/>
Fichier supplémentaire 1: Illustration schématique de la procédure chirurgicale. Une incision verticale le long de la ligne blanche inguinalis est effectuée sur le rat donneur, ce qui expose la veine épigastrique. Le flux sanguin est arrêté avec deux micro pinces, et un segment de veine 0,5-1,0 cm de long est récolté. Chez le rat receveur, une incision médiane fémorale est réalisée, l'exposition de la veine fémorale, l'artère et le nerf. Après le serrage de l'artère fémorale, un segment de vaisseau est éliminé et remplacé par le greffon veineux récolté. S'il vous plaît cliquer ici pour voir Fichier supplémentaire 1 (ou clic droit pour télécharger).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Cette vidéo montre une veine modèle d'interposition de rat pour étudier la veine perte du greffon et de permettre l'exploration des processus pathologiques sous-jacents et les tests de nouveaux médicaments ou des options thérapeutiques.
L'anesthésie est un aspect crucial des procédures chirurgicales. Un système d'anesthésie par inhalation continue est recommandée, car cela est une méthode sûre et facile, surtout au cours des opérations prolongées. Ceci peut être d'une grande importance lors de la phase d'apprentissage, lorsque l'opération prend plus de 1 h.
En ce qui concerne l'intervention chirurgicale, il est essentiel de ne pas endommager le greffon veineux pendant la récolte et l' implantation 17. Saisir l'adventice du vaisseau peut ne pas endommager le greffon veineux et d'éviter la formation de thrombus subséquente et la défaillance du greffon. La perméabilité du greffon peut être déterminée immédiatement après la construction de la veine de la greffe par l'observation de la circulation sanguine et de la pulsation dans la greffe de veine ou une distal artère, ainsi que par sonographie duplex.
Un autre aspect critique de la procédure est d'éviter la sur-dilatation de la greffe de veine. exposition soudaine de la greffe de veine pour le système de pression artérielle entraîne une augmentation de la tension de la paroi, à la suite sur-distension, et les changements de configuration d'écoulement. Ce sont des sources de thrombose, insuffisance anastomotique, et au début de l'échec de la greffe. Soutenir la greffe de veine avec la colle de fibrine peut empêcher l'aérostation incontrôlée et de protéger l'intima et les médias de la destruction mécanique. Housses de collagène résorbable sont une alternative à la colle de fibrine et peuvent être utilisés comme couvertures périveineux 18.
L'étape la plus critique dans ce protocole est sans aucun doute l'anastomose entre la greffe de veine et l'artère. Il faut prendre soin de ne pas percer les deux parois de la cuve, comme cela va conduire à la réduction de l'anastomose, ce qui peut entraîner un échec précoce de la greffe. En outre, attentio spécialen doit être accordée à la localisation de sutures. Congruence des positions de suture dans l'artère et la veine assure la perméabilité des greffons et prévient l'insuffisance. Pour faciliter cela, les sutures peuvent être effectuées dans l'ordre indiqué sur la figure 1D.
Le degré de difficulté technique peut être considérée comme une limitation de la technique, parce qu'un novice doit d'abord se familiariser avec l'équipement microchirurgie et les petites dimensions des structures anatomiques. Cependant, d'autres modèles utilisés présentent les mêmes difficultés, et nous croyons que cette vidéo aidera les chirurgiens novices de maîtriser cette technique dans un court laps de temps.
De nombreux petits modèles animaux pour échec de la greffe veineuse ont été décrits dans la littérature. Cependant, la plupart des modèles fournissent de très faibles quantités de tissus pour l' analyse 13. Un avantage de cette méthode est la relativement grande quantité de tissu qui peut être obtenue. Un greffon peut être divisé en plusieurs parties d'unnd utilisée pour différents essais, ce qui réduit le nombre requis d'animaux de laboratoire.
Les progrès récents dans la technologie des nucléases à doigts de zinc ont permis à la génération de rats KO 19. En sélectionnant des rats de knock-out appropriés, la greffe perte de perméabilité peut être étudiée dans différentes conditions pathologiques. Par exemple, des rats knock - out de la rénine peuvent être utilisés pour étudier l' hypertension 20. Ces fonds génétiques peuvent être combinés avec ce modèle animal pour glaner des informations sur les mécanismes de veine échec de la greffe dans différents contextes ou sur l'impact de certains gènes dans le développement de l'hyperplasie myointima.
En conclusion, le modèle décrit dans cette vidéo est reproductible, peu coûteuse et facile à réaliser, et il peut être établi rapidement et de manière fiable. Myointima hyperplasie, qui est la principale cause de l'échec de la greffe de veine, développé rapidement au cours de quatre semaines, ce qui entraîne une oblitération luminale progressive. Testé avec succès le traitementoptions dans ce modèle peuvent être confirmées dans les grands modèles animaux.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Acknowledgments
Les auteurs remercient Christiane Pahrmann pour son assistance technique. Cette étude a été financée par la Deutsche Stiftung fuer Herzforschung (F / 28/14). DW a été soutenu par le prix du Voyage de l'International Society for Heart and Lung Transplantation. TD a reçu le Else Kröner Excellence Stipend du Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_EKES.04). SS a reçu des subventions de recherche de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; DE2133 / 2-1, TD et SCHR992 / 3- 1, SCHR992 / 4-1, SS).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Rat LEW/Crl | Charles River | Stock number 004 | |
| Rat LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1 luc)11Jmsk |
Institute of laboratory animals, Kyoto University, Japan | NBPR rat number 0299 | http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/ |
| PFA 4% | Electron Microscopy Sciences | #157135S | 20% |
| hair clipper | WAHL | 8786-451A ARCO SE | |
| Forene | AbbVie | PZN 10182054 Art.Nr.: B506 | Isoflurane |
| microsurgical clamp | Fine Science Tools | 18055-04 | Micro-Serrefine - 4 mm |
| clamp applicator | Fine Science Tools | 18056-14 | |
| hair removal creme | Rufin cosmetic | 27618 | |
| Povidone-Iodine | Betadine Purdue Pharma | NDC:67618-152 | |
| 10-0 Ethilon suture | Ethicon | 2814G | |
| 5-0 prolene suture | Ethicon | EH7229H | |
| Rimadyl | Pfizer | 400684.00.00 | Carprofen |
| Novaminsulfon | Ratiopharm | PZN 03530402 | Metamizole |
| Heparin | Rotexmedica | PZN: 3862340 | 25.000 I.E./ ml |
| Xylocain 1% | AstraZeneca | PZN: 1137907 | Lidocain |
| EVICEL | J&J Med.Ethicon Biosur | PZN 7349697 Art. Nr.:EVK01DE | fibrin glue |
| NaCl 0.9% | B.Braun | PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160 | |
| Vevo 770 high-resolution in vivo micro-imaging system | VisualSonics | duplex sonography | |
| Ecogel 100 ultrasound gel | Eco-med | 30GB | |
| D-Luciferin Firefly, potassium salt | Biosynth | L-8220 | |
| PBS pH 7.4 | Gibco | 10010023 | |
| Xenogen Ivis 200 | Perkin Elmer | bioluminescence imaging | |
| Weigerts iron hematoxylin Kit | Merck | 1.15973.0002 | Trichrome staining |
| Resorcine-Fuchsine Weigert | Waldeck | 2.00E-30 | Trichrome staining |
| Acid Fuchsin | Sigma-Aldrich | F8129-25G | Trichrome staining |
| Ponceau S solution | Serva Electrophoresis | 33427 | Trichrome staining |
| Azophloxin | Waldeck | 1B-103 | Trichrome staining |
| Molybdatophosphoric acid hydrate | Merck | 1.00532.0100 | Trichrome staining |
| Orange G | Waldeck | 1B-221 | Trichrome staining |
| Light Green SF | Waldeck | 1B-211 | Trichrome staining |
| Vitro-Clud | Langenbrinck | 04-0001 | |
| Glacial Acetic Acid | Sigma-Aldrich | 537020 | |
| 37% HCl | Sigma-Aldrich | H1758 | |
| Xylene | Th. Geyer | 3410 | |
| Paraffin | Leica biosystems | REF 39602004 | |
| Ethanol absolute | Th. Geyer | 2246 | |
| Ethanol 96% | Th. Geyer | 2295 | |
| Ethanol 70% | Th. Geyer | 2270 | |
| Slide Rack | Ted Pella | 21057 | |
| Staining dish | Ted Pella | 21075 | |
| Bepanthen Eye and Nose ointment | Bayer | 1578675 | Eye ointment |
References
- Sabik, J. F., 3rd, Understanding saphenous vein graft patency. Circulation. 124, 273-275 (2011).
- Goldman, S., et al. Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study. J Am Coll Cardiol. 44, 2149-2156 (2004).
- Fitzgibbon, G. M., et al. Coronary bypass graft fate and patient outcome: angiographic follow-up of 5,065 grafts related to survival and reoperation in 1,388 patients during 25 years. J Am Coll Cardiol. 28, 616-626 (1996).
- O'Brien, J. E., et al. Wound healing around and within saphenous vein bypass grafts. J Thorac Cardiovasc Surg. 114, 38-45 (1997).
- El-Kurdi, M. S., et al. Ovine femoral artery bypass grafting using saphenous vein: a new model. J Surg Res. 193, 458-469 (2015).
- Yuda, A., et al. Angiotensin II receptor antagonist, L-158,809, prevents intimal hyperplasia in dog grafted veins. Life Sci. 68, 41-48 (2000).
- McCann, R. L., Hagen, P. O., Fuchs, J. C. Aspirin and dipyridamole decrease intimal hyperplasia in experimental vein grafts. Ann Surg. 191, 238-243 (1980).
- Thomas, A. C. Animal models for studying vein graft failure and therapeutic interventions. Curr Opin Pharmacol. 12, 121-126 (2012).
- Hu, Y., Xu, Q. New mouse model of vein bypass graft atherosclerosis. Heart Lung Circ. 11, 182-188 (2002).
- Salzberg, S. P., et al. Increased neointimal formation after surgical vein grafting in a murine model of type 2 diabetes. Circulation. 114, I302-I307 (2006).
- Abbott, A. Laboratory animals: the Renaissance rat. Nature. 428, 464-466 (2004).
- Lindblad-Toh, K. Genome sequencing: three's company. Nature. 428, 475-476 (2004).
- Yu, P., Nguyen, B. T., Tao, M., Campagna, C., Ozaki, C. K. Rationale and practical techniques for mouse models of early vein graft adaptations. Journal of vascular surgery. 52, 444-452 (2010).
- Olver, D. T., Lacefield, J. C., Shoemaker, K. J. Evidence of bidirectional flow in the sciatic vasa nervorum. Microvascular research. 94, 103-105 (2014).
- Stubbendorff, M., et al. Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2014).
- Conradi, L., et al. Immunobiology of fibrin-based engineered heart tissue. Stem cells translational medicine. 4, 625-631 (2015).
- Dashwood, M. R., Tsui, J. C. 'No-touch' saphenous vein harvesting improves graft performance in patients undergoing coronary artery bypass surgery: A journey from bedside to bench. Vascular Pharmacology. 58, 240-250 (2013).
- Bekler, H. I., Rosenwasser, M. P., Akilina, Y., Bulut, G. The use of an absorbable collagen cover (NeuraWrap) improves patency of interpositional vein grafts. Acta orthopaedica et traumatologica turcica. 44, 157-161 (2010).
- Geurts, A. M., et al. Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases. Science. 325, 433 (2009).
- Moreno, C., et al. Creation and characterization of a renin knockout rat. Hypertension. 57, 614-619 (2011).
