Summary
Qui vi presentiamo un protocollo per misurare la forza di interazione fra una superficie inorganica ben definita e sia peptidi o aminoacidi mediante spettroscopia forza singola molecola utilizzando un microscopio a forza atomica (AFM). Le informazioni ottenute dalla misurazione è importante per capire meglio la interfase materiale peptide-inorganico.
Abstract
Le interazioni tra proteine o peptidi e materiali inorganici portano a diversi processi interessanti. Per esempio, combinando proteine con minerali porta alla formazione di materiali compositi con proprietà uniche. Inoltre, il processo indesiderabile di biofouling è iniziata dal adsorbimento di biomolecole, principalmente proteine su superfici. Questo strato organico è uno strato di adesione per i batteri e permette loro di interagire con la superficie. La comprensione delle forze fondamentali che governano le interazioni all'interfaccia organico-inorganico è quindi importante per molti settori della ricerca e potrebbe portare alla progettazione di nuovi materiali per applicazioni ottiche, meccaniche e biomediche. Questo documento illustra una tecnica di spettroscopia di forza singola molecola che utilizza un AFM per misurare la forza di adesione tra entrambi peptidi o amminoacidi e superfici inorganiche ben definiti. Questa tecnica comporta un protocollo per fissare la biomolecola alla AFMpunta attraverso un covalente linker flessibile e misure di spettroscopia di forza singola molecola al microscopio a forza atomica. Inoltre, l'analisi di queste misure è incluso.
Introduction
L'interazione tra proteine e minerali inorganici porta alla costruzione di materiali compositi con caratteristiche distintive. Questo comprende materiali ad elevata resistenza meccanica e proprietà ottiche uniche. 1, 2, ad esempio, la combinazione del collagene proteina con l'idrossiapatite minerale genera sia ossa molli o duri per diverse funzionalità. 3 peptidi brevi possono anche legare materiali inorganici con elevata specificità. 4, 5, 6 La specificità di questi peptidi sono stati utilizzati per la progettazione di nuovi materiali magnetici ed elettronici, 7, 8, 9 fabbricare materiali nanostrutturati, crescita di cristalli, 10 e sintetizzare le nanoparticelle. 11 Comprendere il meccanismo alla base delle interazioni tra i peptidi o proteine e materiali inorganici sarà quindi permetterà di progettare nuovi materiali compositi con migliorate proprietà di adsorbimento. Inoltre, poiché l'interfase di impianti con una risposta immunitaria è mediata da proteine, una migliore comprensione delle interazioni di proteine con materiali inorganici migliorerà la nostra capacità di progettare impianti. Un'altra area importante che coinvolge le proteine interagenti con superfici inorganiche è la fabbricazione di materiali antivegetative. 12, 13, 14, 15 Biofouling è un processo indesiderabile in cui gli organismi attribuiscono ad una superficie. Esso ha molte implicazioni negative sulle nostre vite. Ad esempio, biofouling di batteri sui dispositivi medici porta a infezioni nosocomiali. Biofouling di organismi marini su barche e grandi navi aumenta la consumo di carburante. 12, 16, 17, 18
Singola molecola di forza spettroscopia (SMFS), utilizzando un AFM, può misurare direttamente le interazioni tra un amminoacido o peptide con un substrato. 19, 20, 21, 22, 23, 24, 25, 26 Altri metodi come phage display, 27, 28 quarzo microbilancia cristallo (QCM) 29 o risonanza plasmonica di superficie (SPR) 29, 30, 31, 32,ref "> 33 misura le interazioni di peptidi e proteine su superfici inorganiche alla rinfusa. 34, 35, 36 Ciò significa che i risultati ottenuti con questi metodi si riferiscono a gruppi di molecole o aggregati. In SMFS, una o poche molecole sono fissati alla punta AFM e le loro interazioni con il substrato desiderato viene misurata. Questo approccio può essere esteso per studiare ripiegamento proteico tirando la proteina dalla superficie. Inoltre, può essere utilizzato per misurare le interazioni tra le cellule e proteine e il legame di anticorpi ai loro ligandi. 37, 38, 39, 40 Questo documento descrive in dettaglio come collegare sia peptidi o amminoacidi fino alla punta AFM con silanolo chimica. Inoltre, il documento spiega come eseguire misurazioni di forza e come analizzare larisultati.
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Protocol
1. Tip modifica
- Acquisto nitruro di silicio (Si 3 N 4) cantilever AFM con punte di silicio (raggio sbalzo nominale di ~ 2 nm).
- Pulire ogni cantilever AFM mediante immersione in etanolo anidro per 20 min. Lavaggio a temperatura ambiente. Poi trattare il cantilever esponendoli a O 2 plasma per 5 min.
- Sospendere le punte pulite sopra (3 cm) una soluzione contenente metiltrietossisilano e 3- (amminopropil) triethoxysilane in un rapporto di 15: 1 (v / v) in un essiccatore sotto atmosfera inerte (azoto o argon) e collegare l'essiccatore a una pompa a vuoto. Vuoto per 2 ore per formare un monostrato di questi due tipi di composti silanici misti.
- Usare un supporto punta metallica (fabbricato per questo processo) per posizionare le punte su un piatto caldo. Poi asciugare le punte per 10 minuti a 70 ° C in condizioni atmosferiche. Prima dell'uso, pulire la piastra calda, supporto metallico e pinzette con etanolo.
- Raffreddare le punte a Temperatura, e poi immergere le punte in una soluzione di Fluorenylmethyloxycarbonyl-PEG-N-idrossisuccinimmide (Fmoc-PEG-NHS, MW 5000 Da) ad una concentrazione di 5 mM in cloroformio contenente 0,5% (v / v) trietilammina per 1 ha temperatura ambiente.
- Immergere le punte in cloroformio per 5 minuti e poi immergerlo in dimetilformammide (DMF) per ulteriori 5 min. Per deproteggere il gruppo Fmoc delle molecole di PEG allegate, immergere le punte a 20% piperidina (v / v) in DMF per 30 min. Immergere le punte in DMF per 4 min e poi in N-metil-2-pirrolidone (NMP) per ulteriori 4 min. Ripetere la sequenza immersione per tre volte.
- Per l'accoppiamento di aminoacidi, immergere le punte in una soluzione contenente acido N-terminale protetto amino (AA) / diisopropiletilammina (DIPEA) / 2- (1H-benzotriazolo-1-il) -1,1,3,3-tetramethyluronium hexafluophosphate (HBTU), in un rapporto molare di 1: 1: 1 ad una concentrazione totale di 30 mM in 5 mL NMP per 1,5 h.
- Per l'accoppiamento peptide, immergere le punte in una soluzione cont 5 mLaining 40 mg del peptide protetto (catene terminali e laterali N, ad esempio Fmoc-Gln (Trt) -Pro-Ala-Ser (tBu) -Ser (tBu) -Arg (PBF) -Tyr (tBu) -COOH.) , 15 mg 2- (1H-benzotriazolo-1-il) -1,1,3,3-tetramethyluronium esafluorofosfato (HBTU), e 5 mL di DIPEA in NMP per 2 h.
- Immergere le punte in NMP per 4 min. Poi, per proteggere l'alesatura libera / non reagito NH 2 dal gruppo acetile, immergere le punte per 30 min in una miscela di anidride acetica / DIPEA in un rapporto molare 4: 1 e una concentrazione totale di 0,65 M in NMP.
- Per l'accoppiamento peptide, effettuare due passaggi aggiuntivi.
- Per deproteggere catene laterali del peptide, immergere le punte in una soluzione contenente 95% TFA 2,5% triisopropylsilane, e acqua 2,5% per 1 h, quindi lavare con cloroformio e DMF.
- Per rimuovere il gruppo Fmoc del peptide, immergere i puntali nel 20% piperidina (v / v) in DMF per 30 min.
- Sequenziale immergere il peptide / amino acid-funzionalizzarepunte d per quattro minuti ciascuno in DMF (peptidi) o NMP (per amminoacidi), cloroformio, etanolo al 50% e acqua. Infine asciugare la punta in aria.
Preparazione 2. Superficie
- Preparare mica. Cleave i substrati (diametro 9,9 millimetri) prima di ogni uso utilizzando nastro adesivo. Quindi, lavare le superfici con acqua distillata tripla (TDW).
- Preparare TiO2 silicio Rivestiti.
- Tagliare il wafer di silicio (100) in 2 cm di lato con una penna di diamante.
- Posizionare il substrato in una provetta da 15 ml di prova riempito con acetone e sonicare per cinque minuti in un bagno ad ultrasuoni. Poi, collocare questa superficie in una provetta da 15 mL di prova riempito con isopropanolo e sonicare per 5 min. Asciugare il substrato con azoto.
- Sciogliere il tensioattivo (per esempio, Byk-348) in etanolo per preparare una soluzione al 5% (peso / volume). Quindi, aggiungere 0,02 ml della soluzione di tensioattivo a 2 mL di 30% TiO 2 dispersione.
- Dalla soluzione risultante, drop-cast 0.2 mL su un substrato di Si pulita.
- Anneal queste superfici goccia pressofuso a 250 ° C per 2 ore in aria. 41
3. singola molecola Forza Spettroscopia Misure
- Fissare la superficie desiderata ad un supporto metallico del AFM valutata utilizzando colla a due componenti. Posizionare il supporto metallico in supporto di vetro della AFM, che è conformata come una piccola capsula di Petri. Riempire questo supporto con tampone Tris (50 mm pH = 7.4) o qualsiasi mezzo desiderato. Poi, posizionare il supporto sul palco AFM sotto il supporto punta.
- Calibrare i cantilever AFM con costante elastica che variano da 10 a 30 pN / nm utilizzando il metodo termico fluttuazione 26 (incluso nel software AFM) con una incertezza assoluta di circa il 10%.
- Misurare la forza dell'interazione avvicinando l'amminoacido o peptide tip-funzionalizzati al substrato fino a quando è a contatto con il substrato con una compressioneforza di ~ 200 pN e quindi ritrarre subito la punta a varie velocità, da 0,1 a 0,8 micron / s, per una distanza di ~ 200 nm.
Analisi 4. I dati
- Convertire i valori di deflessione (V) per forzare moltiplicando la sensibilità fotodiodo (V / m) e con la costante della molla determinata sperimentalmente. 42 Questo viene fatto automaticamente dal software AFM.
- Per ottenere curve FD con una singola molecola eventi, registrare diverse centinaia di curve (800-1,500). Ottenere due picchi in una curva singola molecola: il primo picco indica interazioni aspecifiche tra la punta e la superficie e la seconda corrisponde picco alla specifica interazione della molecola con la superficie. Quando la curva FD contiene più di questi due picchi, disfarsene dal calcolo della forza più probabile.
NOTA: eventi solo singoli adesione si tenga conto (dal 10 al 30% delle curve). 43
- Per ottenere curve FD con una singola molecola eventi, registrare diverse centinaia di curve (800-1,500). Ottenere due picchi in una curva singola molecola: il primo picco indica interazioni aspecifiche tra la punta e la superficie e la seconda corrisponde picco alla specifica interazione della molecola con la superficie. Quando la curva FD contiene più di questi due picchi, disfarsene dal calcolo della forza più probabile.
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Representative Results
La figura 1 mostra la procedura di modifica punta. Nella prima fase, un trattamento al plasma cambia la superficie della punta nitruro di silicio. La punta presenta gruppi OH. Questi gruppi poi reagire con i silani. Al termine di questa fase, la superficie della punta sarà coperto da free gruppi -NH 2. Queste ammine libere saranno poi reagire con Fmoc -PEG-NHS, un linker covalente. Il gruppo Fmoc del linker PEG viene rimosso mediante pipyridine, un reagente rimozione della protezione. Infine, la molecola di amminoacido o peptide esaminata è accoppiato attraverso il gruppo amminico libero del PEG utilizzando HBTU accoppiamento reattivo.
Con la punta AFM modificato è possibile esaminare le interazioni di aminoacido o peptide con la superficie (Figura 2). La molecola PEG separa l'acido amino peptide o dalla punta e permette loro di liberamente orientarsi. Un tipico measu forzarisultati misura- in una curva forza-distanza (Figura 3). Questa curva ha un punto caratteristico della separazione della punta dalla superficie, e un singolo evento molecola di adesione. Il primo picco indica interazioni aspecifiche tra la punta e la superficie e il secondo picco si riferisce alla specifica evento adesione. Da diverse centinaia curve FD è possibile costruire un istogramma tracciando il numero di eventi di adesione contro la forza. L'applicazione di una misura gaussiana su questi istogrammi determinerà la forza più probabile (MPF).
Figura 1: procedura di modifica Tip. Rappresentazione schematica della modificazione chimica della punta AFM. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2: SMF apparato sperimentale. illustrazione schematica della configurazione spettroscopia di forza singola molecola per misurare le interazioni tra amminoacidi o peptidi e ha una superficie desiderata. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Forza distanza Curve. Singola molecola curve FD tipiche per la rottura di (A) il peptide Gln-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr da una superficie mica, e (B) acido fenilalanina aminoacido da una superficie TiO 2. Si prega di click qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Gli istogrammi tracciare la forza più probabile (MPF) ei grafici tracciare il Vs. forza tasso di carico. Istogrammi tipiche dei valori della forza di rottura di (A) il peptide Gln-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr da mica (ad una velocità di carico di 3,1 ± 0,6 nN / s (N = 7 8)), (B ) l'aminoacido fenilalanina da TiO 2 (al tasso di carico di 4,2 ± 0,7 nN / s (N = 79)). Il valore più probabile forza (MPF) è stata calcolata sulla base della forma gaussiana (le linee nere). Dipendenza Caricare-rate per le forze di rottura per (C) il peptide Gln-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr e (D) fenilalanina. I parametri cinetici sono stati estrapolati dal grafico lineare della forza contro il logaritmo della apparente carico rmangiò. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Discussion
I passi 1.3, 1.4 e 1.7 nel protocollo devono essere effettuate con una vasta cura e in modo molto delicato. Nel passo 1.3, la punta non deve essere in contatto con la miscela silano e il processo di silanizzazione deve essere effettuata in atmosfera inerte (umidità libera). 45 Questo viene fatto al fine di prevenire la formazione di strati e perché le molecole di silano facilmente subiscono idrolisi in presenza di umidità. 45
Nel passo 1.4, temperatura e tempo devono essere mantenuti correttamente. Prima di iniziare passo 1.5, la punta deve essere raffreddato a temperatura ambiente; altrimenti sarà danneggiato. Nella fase di accoppiamento (1,7), il HBTU e l'amminoacido esaminato o peptide dovrebbe essere completamente disciolti nella miscela. Dopo l'accoppiamento, lavando la punta con differenti solventi deve essere fatto in modo molto delicato per evitare danni alla punta.
La tecnica riportata può essere applied a qualsiasi acido peptide o aminoacidi. Per modificare la punta di silicio, usiamo silani. Si tratta di chimica generale che può essere alterato. Ad esempio, si può utilizzare due o un tipo di PEGylated silano per modificare la punta. 23, 25, 26 Se la punta è fatta di oro, poi gruppi tiolici possono essere utilizzati per la modifica della punta. protocolli alternativi sfruttano Nitrilotriacetato (NTA) -terminated linker, in grado di mirare istidina, insieme con le proteine ricombinanti, istidina-marcato. Recentemente, Lyubchenko et al. descritta la sintesi e l'esame di un romanzo linker polimero e ha mostrato la sua applicazione in diversi esperimenti SMF. La sintesi del linker si basa sulla chimica phosphoramidate ben sviluppato (PA). Questa chimica permette una sintesi di routine di linker con lunghezze predeterminate e la composizione PA. Questi linkers sono omogenei in lunghezza e può essere terminato con i vari gruppi funzionali.Inoltre, biomolecole possono essere ancorati su substrati d'oro o suggerimenti attraverso gruppi tiolo native o ingegnerizzati come forma legami covalenti oro con gli atomi di zolfo.
Questo metodo permette la misurazione quantitativa e dettagliata della forza necessaria per separare una molecola da una superficie a livello di singola molecola e non alla rinfusa. Future applicazioni della tecnica includono il fissaggio delle proteine alla punta e la progettazione di nuovi materiali ibridi. La progettazione e lo sviluppo di nuovi materiali compositi e superfici funzionali potranno beneficiare di ottenere una comprensione fondamentale delle interazioni tra proteine o peptidi con materiali inorganici. Il protocollo fornito qui per SMFS con AFM può servire come un potente strumento per lo studio delle interazioni tra proteine, peptidi e aminoacidi con diverse superfici.
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Disclosures
Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Silicon nitride (Si3N4) AFM cantilevers with silicon tips | Bruker (Camarilo, CA, USA) | MSNL10, nominal cantilevers radius ~2 nm | |
| Methyltriethoxysilane | Acros Organics (New Jersey, USA) | For Silaylation of the AFM tip | |
| 3-(Aminopropyl) triethoxysilane | Sigma-Aldrich (Jerusalem, Israel) | For Silaylation of the AFM tip | |
| Triisopropylsilane | Sigma-Aldrich (Jerusalem, Israel) | Used for peptide deprotection | |
| N-Ethyldiisopropylamine | Alfa-Aesar (Lancashire, UK) | Used for tip modification | |
| Triethylamine | Alfa-Aesar (Lancashire, UK) | Used for tip modification | |
| Piperidine | Alfa-Aesar (Lancashire, UK) | Used for tip Fmoc deprotection | |
| Fluorenylmethyloxycarbonyl-PEG-N-hydroxysuccinimide (Fmoc-PEG-NHS) | Iris Biotech GmbH (Deutschland, Germany) | Used as the covalent flexible linker (MW = 5,000 Da) | |
| 2-(1H-benzotriazol-1-yl)-1,1,3,3,-tetramethyluronium hexafluorophosphate (HBTU) | Alfa Aser (Heysham, England) | Used as a coupling reagent. | |
| N-methyl-2-pyrrolidone (NMP) | Acros Organics (New Jersey, USA) | Used as Solvent in Tip modification procedure | |
| DMF (dimethylformamide) | Merck (Darmstadt, Germany) | Used as Solvent in Tip modification procedure | |
| Chloroform | Bio-Lab (Jerusalem, Israel) | Used as Solvent in Tip modification procedure | |
| Ethanol (Anhydrous) | Gadot (Netanya, Israel) | Used as Solvent in Tip modification procedure | |
| Trifluoro acetic acid (TFA) | Merck (Darmstadt, Germany) | ||
| Acetic anhydride | Merck (Darmstadt, Germany) | ||
| Peptides | GL Biochem (Shanghai, China). | ||
| Phenylalanine and Tyrosine | Biochem (Darmstadt, Germany) | ||
| 30% TiO2 dispersion in the mixture of solvent 2-(2-Methoxyethoxy) ethanol (DEGME) and Ethyl 3-Ethoxypropionate (EEP) | Applied Vision Laboratories (Jerusalem, Israel) | (30%) in the mixture of solvent 2-(2 Methoxyethoxy) ethanol (DEGME) and Ethyl 3-Ethoxypropionate (EEP). Used for TiO2 substrate preparation | |
| Mica substrates | TED PELLA, INC. (Redding, California, USA) | 9.9 mm diameter |
References
- Addadi, L., Weiner, S. Control and design principles in biological mineralization. Angew. Chem., Int. Ed. 31 (2), 153-169 (1992).
- Meyers, M. A., Chen, P. Y., Lin, A. Y. M., Seki, Y. Biological materials: Structure and mechanical properties. Prog. Mater. Sci. 53 (1), 1-206 (2008).
- Villee, C. A. J. Book Review. Engl. J. Med. 309 (4), 247-248 (1983).
- Vallee, A., Humblot, V., Pradier, C. -M. Peptide interactions with metal and oxide surfaces. Acc. Chem. Res. 43 (10), 1297-1306 (2010).
- Peelle, B. R., Krauland, E. M., Wittrup, K. D., Belcher, A. M. Design criteria for engineering inorganic material-specific peptides. Langmuir. 21 (15), 6929-6933 (2005).
- Gabryelczyk, B., Szilvay, G. R., Linder, M. B. The structural basis for function in diamond-like carbon binding peptides. Langmuir. 30 (29), 8798-8802 (2014).
- Sarikaya, M., Tamerler, C., Jen, A. K. Y., Schulten, K., Baneyx, F. Molecular biomimetics: Nanotechnology through biology. Nat. Mater. 2 (9), 577-585 (2003).
- Tamerler, C., Sarikaya, M. Molecular biomimetics: Utilizing nature's molecular ways in practical engineering. Acta Biomater. 3 (3), 289-299 (2007).
- Seker, U. O. S., Demir, H. V. Material binding peptides for nanotechnology. Molecules. 16 (2), 1426-1451 (2011).
- Green, J. J., et al. Electrostatic ligand coatings of nanoparticles enable ligand-specific gene delivery to human primary cells. Nano Lett. 7 (4), 874-879 (2007).
- Grohe, B., et al. Control of calcium oxalate crystal growth by face-specific adsorption of an osteopontin phosphopeptide. J. Am. Chem. Soc. 129 (48), 14946-14951 (2007).
- Maity, S., Nir, S., Zada, T., Reches, M. Self-assembly of a tripeptide into a functional coating that resists fouling. Chem. Commun. 50 (76), 11154-11157 (2014).
- Das, P., Yuran, S., Yan, J., Lee, P. S., Reches, M. Sticky tubes and magnetic hydrogels co-assembled by a short peptide and melanin-like nanoparticles. Chem. Commun. 51 (25), 5432-5435 (2015).
- Burg, K. J. L., Porter, S., Kellam, J. F. Biomaterial developments for bone tissue engineering. Biomaterials. 21 (23), 2347-2359 (2000).
- Weiger, M. C., et al. Quantification of the binding affinity of a specific hydroxyapatite binding peptide. Biomaterials. 31 (11), 2955-2963 (2010).
- Pettitt, M. E., Henry, S. L., Callow, M. E., Callow, J. A., Clare, A. S. Activity of commercial enzymes on settlement and adhesion of cypris larvae of the barnacle Balanus amphitrite, spores of the green alga Ulva linza, and the diatom Navicula perminuta. Biofouling. 20 (6), 299-311 (2004).
- Schultz, M. P., Finlay, J. A., Callow, M. E., Callow, J. A. Three models to relate detachment of low form fouling at laboratory and ship scale. Biofouling. 19, 17-26 (2003).
- Cao, S., Wang, J., Chen, H., Chen, D. Progress of marine biofouling and antifouling technologies. Chinese Science Bulletin. 56 (7), 598-612 (2010).
- Wei, Y., Latour, R. A. Correlation between desorption force measured by Atomic Force Microscopy and adsorption free energy measured by surface plasmon resonance spectroscopy for peptide-surface interactions. Langmuir. 26 (24), 18852-18861 (2010).
- Li, Q., et al. AFM-based force spectroscopy for bioimaging and biosensing. RSC Advances. 6, 12893-12912 (2016).
- Meibner, R. H., Wei, G., Ciacchi, L. C. Estimation of the free energy of adsorption of a polypeptide on amorphous SiO2 from molecular dynamics simulations and force spectroscopy experiments. Soft Matter. 11 (31), 6254-6265 (2015).
- Xue, Y., Li, X., Li, H., Zhang, W. Quantifying thiol-gold interactions towards the efficient strength control. Nat. Commun. 5, 4348 (2014).
- Razvag, Y., Gutkin, V., Reches, M. Probing the interaction of individual amino acids with inorganic surfaces using atomic force spectroscopy. Langmuir. 29, 10102-10109 (2013).
- Das, P., Reches, M. Revealing the role of catechol moieties in the interactions between peptides and inorganic surfaces. Nanoscale. 8, 15309-15316 (2016).
- Das, P., Reches, M. Review insights into the interactions of amino acids and peptides with inorganic materials using single molecule force spectroscopy. Bioploymers-Pept. Sci. 104, 480-494 (2015).
- Maity, S., et al. Elucidating the mechanism of interaction between peptides and inorganic surfaces. Phys. Chem. Chem. Phys. 17 (23), 15305-15315 (2015).
- Whaley, S. R., English, D. S., Hu, E. L., Barbara, P. F., Belcher, A. M. Selection of peptides with semiconductor binding specificity for directed nanocrystal assembly. Nature. 405 (6787), 665-668 (2000).
- Tamerler, C., Oren, E. E., Duman, M., Venkatasubramanian, E., Sarikaya, M. Adsorption Kinetics of an engineered gold binding peptide by surface plasmon resonance spectroscopy and a quartz crystal microbalance. Langmuir. 22 (18), 7712-7718 (2006).
- Santos, O., Kosoric, J., Hector, M. P., Anderson, P., Lindh, L. Adsorption behavior of statherin and a statherin peptide onto hydroxyapatite and silica surfaces by in situ ellipsometry. J. Colloid Interface Sci. 318 (2), 175-182 (2008).
- Evans, E., Ritchie, K. Dynamic strength of molecular adhesion bonds. Biophys. J. 72 (4), 1541-1555 (1997).
- Micksch, T., Liebelt, N., Scharnweber, D., Schwenzer, B. Investigation of the peptide adsorption on ZrO2, TiZr, and TiO2 surfaces as a method for surface modification. ACS Appl. Mater. Interfaces. 6 (10), 7408-7416 (2014).
- Patwardhan, S. V., et al. Chemistry of aqueous silica nanoparticle surfaces and the mechanism of selective peptide adsorption. J. Am. Chem. Soc. 134 (14), 6244-6256 (2012).
- Thyparambil, A. A., Wei, Y., Latour, R. A. Determination of peptide-surface adsorption free energy for material surfaces not conducive to SPR or QCM using AFM. Langmuir. 28 (13), 5687-5694 (2012).
- Hnilova, M., et al. Effect of molecular conformations on the adsorption behavior of gold-binding peptides. Langmuir. 24 (21), 12440-12445 (2008).
- Sano, K., Sasaki, H., Shiba, K. Utilization of the pleiotropy of a peptidic aptamer to fabricate heterogeneous nanodot-containing multilayer nanostructures. J. Am. Chem. Soc. 128 (5), 1717-1722 (2006).
- Chen, H., Su, X., Neoh, K. -G., Choe, W. -S. Context-dependent adsorption behavior of cyclic and linear peptides on metal oxide surfaces. Langmuir. 25 (3), 1588-1593 (2008).
- Zlatanova, J., Lindsay, S. M., Leuba, S. H. Single molecule force spectroscopy in biology using the atomic force microscope. Prog. Biophys. Mol. Biol. 74 (1-2), 37-61 (2000).
- Wang, C. Z., Yadavalli, V. K. Investigating biomolecular recognition at the cell surface using atomic force microscopy. Micron. 60, 5-17 (2014).
- Galler, K., Brautigam, K., Grobe, C., Popp, J., Neugebauer, U. Making a big thing of a small cell - recent advances in single cell analysis. Analyst. 139 (6), 1237-1273 (2014).
- Carvalho, F. A., Martins, I. C., Santos, N. C. Atomic force microscopy and force spectroscopy on the assessment of protein folding and functionality. Arch. Biochem. Biophys. 531 (1-2), 116-127 (2013).
- Azoubel, S., Magdassi, S. Controlling adhesion properties of SWCNT-PET films prepared by wet deposition. ACS Appl. Mater. Interfaces. 6 (12), 9265-9271 (2014).
- Jaschke, M., Butt, H. J. Height calibration of optical-lever atomic-force microscopes by simple laser interferometry. Rev. Sci. Instrum. 66 (2), 1258-1259 (1995).
- Evans, E., Kinoshita, K., Simon, S., Leung, A. Long-lived, high-strength states of ICAM-1 bonds to beta(2) integrin, I: Lifetimes of bonds to recombinant alpha(L) beta(2) under force. Biophys. J. 98 (8), 1458-1466 (2010).
- Bouchiat, C., et al. Estimating the persistence length of a Worm-Like Chain molecule from force-extension measurements. Biophys. J. 76 (1), 409-413 (1999).
- Pick, C., Argento, C., Drazer, G., Frechette, J. Micropatterned Charge Heterogeneities via Vapor Deposition of Aminosilanes. Langmuir. 31 (39), 10725-10733 (2015).
- Berquand, A., et al. Antigen binding forces of single antilysozyme Fv fragments explored by atomic force microscopy. Langmuir. 21, 5517-5523 (2005).
- Kienberger, F., et al. Recognition Force Spectroscopy Studies of the NTA-His6 Bond. Single Molecules. 1, 59-65 (2000).
- Tong, Z., Mikheikin, A., Krasnoslobodtsev, A., Lv, Z., Lyubchenko, Y. L. Novel polymer linkers for single molecule AFM force spectroscopy. Methods. 60, 161-168 (2013).
- Ulman, A. Formation and Structure of Self-Assembled Monolayers. Chem. Rev. 96, 1533-1554 (1996).
- Andolfi, L., Bizzarri, A. R., Cannistraro, S. Electron tunneling in a metal-protein-metal junction investigated by scanning tunneling and conductive atomic force spectroscopies. Appl. Phys. Lett. 89, 183125 (2006).
