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Chemistry

Miradas en torno a las interacciones de los aminoácidos y péptidos con materiales inorgánicos Uso de una sola molécula de la Fuerza Espectroscopia

Published: March 6, 2017 doi: 10.3791/54975
Automatic Translation
1, 1, 1
1Institute of Chemistry and The Center for Nanoscience and Nanotechnology, The Hebrew University of Jerusalem

Summary

Aquí se presenta un protocolo para medir la fuerza de las interacciones entre una superficie inorgánica bien definido y, o bien péptidos o aminoácidos mediante medidas de espectroscopia de fuerza de una sola molécula usando un microscopio de fuerza atómica (AFM). La información obtenida de la medición es importante para entender mejor la interfase material peptídico-inorgánico.

Abstract

Las interacciones entre las proteínas o péptidos y materiales inorgánicos conducen a varios procesos interesantes. Por ejemplo, la combinación de proteínas con minerales conduce a la formación de materiales compuestos con propiedades únicas. Además, el proceso no deseable de contaminación biológica se inicia por la adsorción de biomoléculas, principalmente proteínas, en las superficies. Esta capa orgánica es una capa de adhesión para las bacterias y les permite interactuar con la superficie. La comprensión de las fuerzas fundamentales que gobiernan las interacciones en la interfaz orgánica-inorgánica tanto, es importante para muchas áreas de investigación y podría conducir al diseño de nuevos materiales para aplicaciones ópticas, mecánicas y biomédicas. Este artículo demuestra una técnica de espectroscopia de fuerza de una sola molécula que utiliza un AFM para medir la fuerza de adhesión entre cualquiera de los péptidos o aminoácidos y superficies inorgánicas bien definidos. Esta técnica implica un protocolo para la fijación de la biomolécula a la AFMinclinar a través de un enlazador flexible covalente y medidas de espectroscopia de fuerza de una sola molécula por microscopio de fuerza atómica. Además, se incluye un análisis de estas mediciones.

Introduction

La interacción entre las proteínas y los minerales inorgánicos conduce a la construcción de materiales compuestos con propiedades distintivas. Esto incluye materiales con alta resistencia mecánica o propiedades ópticas únicas. 1, 2 Por ejemplo, la combinación de la proteína colágeno con la hidroxiapatita mineral genera cualquiera de huesos blandos o duros para diferentes funcionalidades. 3 Los péptidos cortos también pueden unirse materiales inorgánicos con alta especificidad. 4, 5, 6 La especificidad de estos péptidos se ha utilizado para el diseño de nuevos materiales magnéticos y electrónicos, 7, 8, 9 la fabricación de materiales nanoestructurados, el crecimiento de cristales, 10 y sintetizar nanopartículas. 11 La comprensión del mecanismo subyacente a las interacciones entre las proteínas y péptidos o materiales inorgánicos, por tanto, nos permitirá diseñar nuevos materiales compuestos con mejores propiedades de adsorción. Además, puesto que la interfase de los implantes con una respuesta inmune está mediada por proteínas, una mejor comprensión de las interacciones de las proteínas con los materiales inorgánicos mejorará nuestra capacidad de diseñar implantes. Otra área importante que implica proteínas que interactúan con superficies inorgánicas es la fabricación de materiales antiincrustantes. 12, 13, 14, 15 de la contaminación biológica es un proceso no deseable en el que los organismos se adhieren a una superficie. Tiene muchas consecuencias perjudiciales en nuestras vidas. Por ejemplo, la contaminación biológica de las bacterias en los dispositivos médicos conduce a infecciones adquiridas en el hospital. La contaminación biológica de los organismos marinos en los barcos y buques de gran tamaño aumenta la el consumo de combustible. 12, 16, 17, 18

espectroscopia de fuerza Single-molécula (SMF), utilizando un AFM, se puede medir directamente las interacciones entre un aminoácido o un péptido con un sustrato. 19, 20, 21, 22, 23, 24, 25, 26 Otros métodos como la presentación de fagos, 27, 28 microbalanza de cristal de cuarzo (QCM) 29 o resonancia de plasmón superficial (SPR) 29, 30, 31, 32,ref "> 33 medida las interacciones de péptidos y proteínas a superficies inorgánicas a granel. 34, 35, 36 Esto significa que los resultados obtenidos por estos métodos se refieren a conjuntos de moléculas o agregados. En SMFS, una o muy pocas moléculas se fijan a la punta del AFM y sus interacciones con el sustrato deseado se mide. Este enfoque se puede ampliar para estudiar el plegamiento de proteínas tirando de la proteína de la superficie. Además, se puede utilizar para medir las interacciones entre las células y las proteínas y la unión de anticuerpos a sus ligandos. 37, 38, 39, 40 En este trabajo se describe en detalle cómo conectar cualquiera de los péptidos o aminoácidos a la punta del AFM utilizando la química de silanol. Además, el documento explica cómo realizar las mediciones de la fuerza y ​​la forma de analizar laresultados.

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Protocol

1. Consejo Modificación

  1. Compra de nitruro de silicio (Si 3 N 4) voladizos AFM con puntas de silicona (radio voladizo nominal de ~ 2 nm).
  2. Limpiar cada voladizo AFM por inmersión en etanol anhidro durante 20 min. En seco a temperatura ambiente. A continuación, el tratamiento de los voladizos al exponerlos a plasma de O2 durante 5 min.
  3. Suspender las puntas limpias anteriores (3 cm) que contiene una solución de metiltrietoxisilano y 3- (aminopropil) trietoxisilano en una proporción de 15: 1 (v / v) en un desecador bajo una atmósfera inerte (nitrógeno o argón) y conectar el desecador hasta una bomba de vacío. Vacío durante 2 h para formar una monocapa de estos dos tipos de compuestos de silano mixtos.
  4. Utilice un soporte de la punta metálica (fabricada para este proceso) para colocar la punta sobre una placa caliente. Después hay que secar las puntas durante 10 minutos a 70 ° C en condiciones atmosféricas. Antes del uso, limpie la placa caliente, titular de pinzas metálicas y el uso de etanol.
  5. Enfriar las puntas en sala de temperatura y, a continuación, sumergir la punta en una solución de fluorenilmetiloxicarbonil-PEG-N-hidroxisuccinimida (Fmoc-PEG-NHS, MW 5000 Da) a una concentración de 5 mM en cloroformo que contiene 0,5% (v / v) de trietilamina durante 1 hora a temperatura ambiente.
  6. Sumergir la punta en cloroformo durante 5 minutos y luego sumergirlo en dimetilformamida (DMF) durante 5 minutos más. Con el fin de desproteger el grupo Fmoc de las moléculas de PEG unidas, sumergir la punta en piperidina al 20% (v / v) en DMF durante 30 min. Sumergir la punta en DMF durante 4 min y luego en N-metil-2-pirrolidona (NMP) para adicional 4 min. Repita la inmersión secuencial en tres ocasiones.
  7. Para el acoplamiento de aminoácidos, sumergir la punta en una solución que contiene N-terminal amino ácido protegido (AA) / diisopropiletilamina (DIPEA) / 2- (1H-benzotriazol-1-il) -1,1,3,3-tetrametiluronio hexafluophosphate (HBTU), en una relación molar de 1: 1: 1 a una concentración total de 30 mM en 5 ml de NMP durante 1,5 h.
  8. Para el acoplamiento de péptidos, sumergir la punta en una solución de 5 ml containing 40 mg del péptido protegido (N terminales y cadenas laterales, por ejemplo Fmoc-Gln (Trt) -Pro-Ala-Ser (tBu) -Ser (tBu) -Arg (PBF) Tyr (tBu) -COOH). , 15 mg de 2- (1H-benzotriazol-1-il) 1,1,3,3-tetrametiluronio (HBTU), y 5 ml de DIPEA en NMP durante 2 h.
  9. Sumergir la punta en NMP durante 4 min. A continuación, para proteger el escariado libre / no reaccionado NH 2 por el grupo acetilo, sumergir la punta de 30 min en una mezcla de anhídrido acético / DIPEA en una relación molar 4: 1 y una concentración total de 0,65 M en NMP.
  10. Para el acoplamiento de péptidos, realizar dos pasos adicionales.
    1. Con el fin de desproteger las cadenas laterales del péptido, sumergir la punta en una solución que contiene 95% de TFA, 2,5% triisopropilsilano, y 2.5% de agua durante 1 h, y luego se lava con cloroformo y DMF.
    2. Con el fin de eliminar el grupo Fmoc del péptido, sumergir la punta en piperidina al 20% (v / v) en DMF durante 30 min.
  11. Secuencialmente sumergir el péptido / ácido amino-funcionalizarconsejos d para cuatro min cada uno en DMF (para los péptidos) o NMP (para los aminoácidos), cloroformo, 50% de etanol y agua. Por último, secar la punta en el aire.

Preparación 2. Superficie

  1. Preparar la mica. Escindir los sustratos (9,9 mm de diámetro) antes de cada uso mediante el uso de cinta adhesiva. A continuación, lavar las superficies con agua destilada triple (TDW).
  2. Preparar TiO2 de silicio recubierta.
    1. Cortar la oblea de silicio (100) en cuadrados de 2 cm utilizando una pluma de diamantes.
    2. Coloque el sustrato en un tubo de 15 ml lleno de prueba con acetona y sonicar durante cinco minutos en un baño de ultrasonidos. A continuación, colocar esta superficie en un tubo de 15 ml de prueba lleno de isopropanol y sonicar durante 5 min. Se seca el sustrato usando nitrógeno.
    3. Disolver el agente tensioactivo (por ejemplo, BYK-348) en etanol para preparar una solución al 5% (peso / volumen). A continuación, añadir 0,02 ml de la solución de tensioactivo a un 2 dispersión 2 ml de 30% TiO.
    4. A partir de la solución resultante, Gota fundido a 0.2 ml en un sustrato de Si limpia.
    5. Recocido de estas superficies fundido-gota a 250 ° C durante 2 h en aire. 41

3. sola molécula mediciones de fuerza Espectroscopia

  1. Coloque la superficie deseada a un soporte metálico del AFM con disponible comercialmente pegamento de dos componentes. Coloque el soporte metálico en el soporte del cristal de la AFM, que está conformado como una pequeña placa de Petri. Llenar este soporte con tampón Tris (50 mM, pH = 7,4) o cualquier medio deseado. Luego, coloque el soporte en el escenario AFM por debajo del soporte de la punta.
  2. Calibrar los voladizos AFM con constantes de resorte que van de 10 a 30 pN / nm utilizando el método térmico fluctuación 26 (incluido en el software AFM) con una incertidumbre absoluta de alrededor de 10%.
  3. Medir la fuerza de la interacción por acercarse el aminoácido o péptido punta funcionalizado al sustrato hasta que esté en contacto con el sustrato con una compresiónla fuerza de ~ 200 pN y luego retraer la punta de inmediato a varias velocidades, de 0,1 a 0,8 micras / s, en una distancia de ~ 200 nm.

Análisis 4. Datos

  1. Convertir los valores de deflexión (V) para forzar al multiplicar la sensibilidad fotodiodo (V / m) y el uso de la constante de elasticidad determinado experimentalmente. 42 Esto se hace automáticamente por el software de AFM.
    1. Para obtener las curvas de productos alimenticios y bebidas con una sola molécula de eventos, ficha varios cientos de curvas (800-1,500). Obtener dos picos en una curva de una sola molécula: el primer pico indica interacciones no específicas entre la punta y la superficie y el segundo pico corresponde a la interacción específica de la molécula con la superficie. Cuando, la curva FD contiene más de estos dos picos, descartarlos del cálculo de la fuerza más probable.
      NOTA: Sólo eventos de adhesión individuales se tienen en cuenta (de 10 a 30% de las curvas). 43
    2. 44 justo antes de la ruptura para obtener un conjunto de regímenes de carga, que luego se utilizan para la preparación de los histogramas las tasas de carga evidentes. Derivar las fuerzas no vinculante entre los péptidos / aminoácidos y la superficie de la salto en vigor después de separar el voladizo del sustrato.

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Representative Results

La Figura 1 muestra el procedimiento de modificación de punta. En el primer paso, un tratamiento de plasma cambia la superficie de la punta de nitruro de silicio. La punta presenta grupos OH. Estos grupos serán entonces reaccionar con los silanos. Al final de este paso, la superficie de la punta será cubierto por libres -NH 2 grupos. Estas aminas libres entonces reaccionar con Fmoc PEG-NHS, un enlazador covalente. El grupo Fmoc del enlazador PEG se elimina por pipyridine, un reactivo de desprotección. Finalmente, el aminoácido o péptido molécula examinado se acopla a través del grupo amina libre de la PEG mediante el reactivo de acoplamiento HBTU.

Con la punta del AFM modificada es posible examinar las interacciones del aminoácido o péptido con la superficie (Figura 2). La molécula de PEG separa el ácido péptido o amino de la punta y les permite libremente Oriente. Una fuerza típica measuRe-Ment resultados en una curva fuerza-distancia (Figura 3). Esta curva tiene un punto característico de la separación de la punta de la superficie, y un único evento de la molécula de adhesión. El primer pico indica interacciones no específicas entre la punta y la superficie y el segundo pico se refiere a la adhesión específica evento. De varios centenares de curvas FD es posible construir un histograma mediante el trazado del número de eventos de adhesión frente a la fuerza. La aplicación de un ajuste de Gauss en estos histogramas determinará la fuerza más probable (MPF).

Figura 1
Figura 1: Tip procedimiento de modificación. Representación esquemática de la modificación química de la punta del AFM. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.


Figura 2: SMF configuración experimental. Ilustración esquemática de la configuración de la espectroscopia de fuerza de una sola molécula para la medición de las interacciones entre los aminoácidos o péptidos y una superficie deseada. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figura 3
Figura 3: Curva de Fuerza distancia. Una sola molécula de curvas FD típicos para la ruptura de (A) el péptido Gln-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr de una superficie de mica, y (B) el aminoácido fenilalanina a partir de una superficie de TiO 2. Por favor click aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4
Figura 4: Los histogramas parcela de la Fuerza Más Probable (MPF) y los gráficos de trazado de la fuerza vs. tasa de carga. Histogramas típicos de los valores de fuerza de rotura de (A) el péptido Gln-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr de mica (a una tasa de carga de 3,1 ± 0,6 nN / s (N = 7 8)), (B ) el aminoácido fenilalanina de TiO 2 (a una velocidad de carga de 4,2 ± 0,7 nN / s (N = 79)). El valor de la fuerza más probable (MPF) se calculó basándose en el ajuste de Gauss (las líneas negras). -Dependencia de la velocidad de carga de las fuerzas de ruptura de (C) el péptido Glu-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr y (D) el aminoácido fenilalanina. Los parámetros cinéticos se extrapolaron a partir de la representación lineal de la fuerza frente al logaritmo de la carga aparente rcomió. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

Los pasos 1.3, 1.4 y 1.7 en el protocolo debería llevarse a cabo con gran cuidado y de una manera muy suave. En la etapa 1.3, la punta no debe estar en contacto con la mezcla de silano y el proceso de silanización debe llevarse a cabo en una atmósfera inerte (libre de humedad). 45 Esto se realiza con el fin de evitar la formación de múltiples capas y porque las moléculas de silano experimentan fácilmente hidrólisis en presencia de humedad. 45

En el paso 1.4, la temperatura y el tiempo deben mantenerse adecuadamente. Antes de comenzar la etapa 1.5, la punta debe ser enfriado hasta la temperatura ambiente; de lo contrario se puede dañar. En la etapa de acoplamiento (1.7), el HBTU y el aminoácido o péptido examinado deben disolverse completamente en la mezcla. Después del acoplamiento, el lavado de la punta con los diferentes disolventes se debe hacer de manera muy suave para evitar cualquier daño a la punta.

La técnica puede ser reportado aplied a cualquier ácido péptido o amino. Para modificar la punta de silicio, utilizamos silanos. Esta es la química general que puede ser alterado. Por ejemplo, se puede utilizar cualquiera de dos o un tipo de PEGilado silano de modificar la punta. 23, 25, 26 Si la punta está hecho de oro, a continuación, los grupos tiol se pueden utilizar para la modificación de la punta. protocolos alternativos explotan nitrilotriacetato (NTA) -terminated enlazadores, capaces de orientar histidina, junto con las proteínas recombinantes etiquetadas con histidina. Recientemente, Lyubchenko et al. se describe la síntesis y el examen de un nuevo ligante polimérico y mostró su aplicación en varios experimentos SMFS. La síntesis del enlazador se basa en la química de fosforamidato bien desarrollada (PA). Esta química permite una síntesis rutinaria de enlazadores con longitudes predeterminadas y composición PA. Estos enlazadores son homogéneos en longitud y pueden ser terminados con diversos grupos funcionales.Por otra parte, las biomoléculas pueden ser anclados sobre sustratos de oro o sugerencias a través de grupos tiol nativas o modificadas como forma de oro enlaces covalentes con los átomos de azufre.

Este método permite la medición cuantitativa y detallada de la fuerza necesaria para desenlazar una molécula de una superficie a nivel de una sola molécula y no a granel. Las futuras aplicaciones de la técnica incluyen la unión de proteínas a la punta y el diseño de nuevos materiales híbridos. El diseño y desarrollo de nuevos materiales compuestos y superficies funcionales se beneficiarán de la obtención de una comprensión fundamental de las interacciones entre las proteínas o péptidos con materiales inorgánicos. El protocolo proporcionado aquí por SMFS con AFM puede servir como una poderosa herramienta para el estudio de las interacciones entre proteínas, péptidos y aminoácidos con diferentes superficies.

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Disclosures

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Silicon nitride (Si3N4) AFM cantilevers with silicon tips Bruker (Camarilo, CA, USA) MSNL10, nominal cantilevers radius ~2 nm 
Methyltriethoxysilane  Acros Organics (New Jersey, USA) For Silaylation of the AFM tip 
3-(Aminopropyl) triethoxysilane Sigma-Aldrich (Jerusalem, Israel) For Silaylation of the AFM tip
Triisopropylsilane Sigma-Aldrich (Jerusalem, Israel) Used for peptide deprotection
N-Ethyldiisopropylamine Alfa-Aesar (Lancashire, UK) Used for tip modification
Triethylamine Alfa-Aesar (Lancashire, UK) Used for tip modification
Piperidine Alfa-Aesar (Lancashire, UK) Used for tip Fmoc deprotection
Fluorenylmethyloxycarbonyl-PEG-N-hydroxysuccinimide  (Fmoc-PEG-NHS) Iris Biotech GmbH (Deutschland, Germany) Used as the covalent flexible linker  (MW = 5,000 Da)
2-(1H-benzotriazol-1-yl)-1,1,3,3,-tetramethyluronium hexafluorophosphate (HBTU) Alfa Aser (Heysham, England) Used as a coupling reagent. 
N-methyl-2-pyrrolidone (NMP) Acros Organics (New Jersey, USA) Used as Solvent in Tip modification procedure
DMF (dimethylformamide) Merck (Darmstadt, Germany) Used as Solvent in Tip modification procedure
Chloroform Bio-Lab (Jerusalem, Israel) Used as Solvent in Tip modification procedure
Ethanol (Anhydrous) Gadot (Netanya, Israel) Used as Solvent in Tip modification procedure
Trifluoro acetic acid (TFA) Merck (Darmstadt, Germany)
Acetic anhydride Merck (Darmstadt, Germany)
Peptides GL Biochem (Shanghai, China).
Phenylalanine and Tyrosine  Biochem (Darmstadt, Germany) 
30% TiO2 dispersion in the mixture of solvent 2-(2-Methoxyethoxy) ethanol (DEGME) and Ethyl 3-Ethoxypropionate (EEP) Applied Vision Laboratories (Jerusalem, Israel) (30%) in the mixture of solvent 2-(2 Methoxyethoxy) ethanol (DEGME) and Ethyl 3-Ethoxypropionate (EEP). Used for TiO2 substrate preparation
Mica substrates TED PELLA, INC. (Redding, California, USA) 9.9 mm diameter

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Addadi, L., Weiner, S. Control and design principles in biological mineralization. Angew. Chem., Int. Ed. 31 (2), 153-169 (1992).
  2. Meyers, M. A., Chen, P. Y., Lin, A. Y. M., Seki, Y. Biological materials: Structure and mechanical properties. Prog. Mater. Sci. 53 (1), 1-206 (2008).
  3. Villee, C. A. J. Book Review. Engl. J. Med. 309 (4), 247-248 (1983).
  4. Vallee, A., Humblot, V., Pradier, C. -M. Peptide interactions with metal and oxide surfaces. Acc. Chem. Res. 43 (10), 1297-1306 (2010).
  5. Peelle, B. R., Krauland, E. M., Wittrup, K. D., Belcher, A. M. Design criteria for engineering inorganic material-specific peptides. Langmuir. 21 (15), 6929-6933 (2005).
  6. Gabryelczyk, B., Szilvay, G. R., Linder, M. B. The structural basis for function in diamond-like carbon binding peptides. Langmuir. 30 (29), 8798-8802 (2014).
  7. Sarikaya, M., Tamerler, C., Jen, A. K. Y., Schulten, K., Baneyx, F. Molecular biomimetics: Nanotechnology through biology. Nat. Mater. 2 (9), 577-585 (2003).
  8. Tamerler, C., Sarikaya, M. Molecular biomimetics: Utilizing nature's molecular ways in practical engineering. Acta Biomater. 3 (3), 289-299 (2007).
  9. Seker, U. O. S., Demir, H. V. Material binding peptides for nanotechnology. Molecules. 16 (2), 1426-1451 (2011).
  10. Green, J. J., et al. Electrostatic ligand coatings of nanoparticles enable ligand-specific gene delivery to human primary cells. Nano Lett. 7 (4), 874-879 (2007).
  11. Grohe, B., et al. Control of calcium oxalate crystal growth by face-specific adsorption of an osteopontin phosphopeptide. J. Am. Chem. Soc. 129 (48), 14946-14951 (2007).
  12. Maity, S., Nir, S., Zada, T., Reches, M. Self-assembly of a tripeptide into a functional coating that resists fouling. Chem. Commun. 50 (76), 11154-11157 (2014).
  13. Das, P., Yuran, S., Yan, J., Lee, P. S., Reches, M. Sticky tubes and magnetic hydrogels co-assembled by a short peptide and melanin-like nanoparticles. Chem. Commun. 51 (25), 5432-5435 (2015).
  14. Burg, K. J. L., Porter, S., Kellam, J. F. Biomaterial developments for bone tissue engineering. Biomaterials. 21 (23), 2347-2359 (2000).
  15. Weiger, M. C., et al. Quantification of the binding affinity of a specific hydroxyapatite binding peptide. Biomaterials. 31 (11), 2955-2963 (2010).
  16. Pettitt, M. E., Henry, S. L., Callow, M. E., Callow, J. A., Clare, A. S. Activity of commercial enzymes on settlement and adhesion of cypris larvae of the barnacle Balanus amphitrite, spores of the green alga Ulva linza, and the diatom Navicula perminuta. Biofouling. 20 (6), 299-311 (2004).
  17. Schultz, M. P., Finlay, J. A., Callow, M. E., Callow, J. A. Three models to relate detachment of low form fouling at laboratory and ship scale. Biofouling. 19, 17-26 (2003).
  18. Cao, S., Wang, J., Chen, H., Chen, D. Progress of marine biofouling and antifouling technologies. Chinese Science Bulletin. 56 (7), 598-612 (2010).
  19. Wei, Y., Latour, R. A. Correlation between desorption force measured by Atomic Force Microscopy and adsorption free energy measured by surface plasmon resonance spectroscopy for peptide-surface interactions. Langmuir. 26 (24), 18852-18861 (2010).
  20. Li, Q., et al. AFM-based force spectroscopy for bioimaging and biosensing. RSC Advances. 6, 12893-12912 (2016).
  21. Meibner, R. H., Wei, G., Ciacchi, L. C. Estimation of the free energy of adsorption of a polypeptide on amorphous SiO2 from molecular dynamics simulations and force spectroscopy experiments. Soft Matter. 11 (31), 6254-6265 (2015).
  22. Xue, Y., Li, X., Li, H., Zhang, W. Quantifying thiol-gold interactions towards the efficient strength control. Nat. Commun. 5, 4348 (2014).
  23. Razvag, Y., Gutkin, V., Reches, M. Probing the interaction of individual amino acids with inorganic surfaces using atomic force spectroscopy. Langmuir. 29, 10102-10109 (2013).
  24. Das, P., Reches, M. Revealing the role of catechol moieties in the interactions between peptides and inorganic surfaces. Nanoscale. 8, 15309-15316 (2016).
  25. Das, P., Reches, M. Review insights into the interactions of amino acids and peptides with inorganic materials using single molecule force spectroscopy. Bioploymers-Pept. Sci. 104, 480-494 (2015).
  26. Maity, S., et al. Elucidating the mechanism of interaction between peptides and inorganic surfaces. Phys. Chem. Chem. Phys. 17 (23), 15305-15315 (2015).
  27. Whaley, S. R., English, D. S., Hu, E. L., Barbara, P. F., Belcher, A. M. Selection of peptides with semiconductor binding specificity for directed nanocrystal assembly. Nature. 405 (6787), 665-668 (2000).
  28. Tamerler, C., Oren, E. E., Duman, M., Venkatasubramanian, E., Sarikaya, M. Adsorption Kinetics of an engineered gold binding peptide by surface plasmon resonance spectroscopy and a quartz crystal microbalance. Langmuir. 22 (18), 7712-7718 (2006).
  29. Santos, O., Kosoric, J., Hector, M. P., Anderson, P., Lindh, L. Adsorption behavior of statherin and a statherin peptide onto hydroxyapatite and silica surfaces by in situ ellipsometry. J. Colloid Interface Sci. 318 (2), 175-182 (2008).
  30. Evans, E., Ritchie, K. Dynamic strength of molecular adhesion bonds. Biophys. J. 72 (4), 1541-1555 (1997).
  31. Micksch, T., Liebelt, N., Scharnweber, D., Schwenzer, B. Investigation of the peptide adsorption on ZrO2, TiZr, and TiO2 surfaces as a method for surface modification. ACS Appl. Mater. Interfaces. 6 (10), 7408-7416 (2014).
  32. Patwardhan, S. V., et al. Chemistry of aqueous silica nanoparticle surfaces and the mechanism of selective peptide adsorption. J. Am. Chem. Soc. 134 (14), 6244-6256 (2012).
  33. Thyparambil, A. A., Wei, Y., Latour, R. A. Determination of peptide-surface adsorption free energy for material surfaces not conducive to SPR or QCM using AFM. Langmuir. 28 (13), 5687-5694 (2012).
  34. Hnilova, M., et al. Effect of molecular conformations on the adsorption behavior of gold-binding peptides. Langmuir. 24 (21), 12440-12445 (2008).
  35. Sano, K., Sasaki, H., Shiba, K. Utilization of the pleiotropy of a peptidic aptamer to fabricate heterogeneous nanodot-containing multilayer nanostructures. J. Am. Chem. Soc. 128 (5), 1717-1722 (2006).
  36. Chen, H., Su, X., Neoh, K. -G., Choe, W. -S. Context-dependent adsorption behavior of cyclic and linear peptides on metal oxide surfaces. Langmuir. 25 (3), 1588-1593 (2008).
  37. Zlatanova, J., Lindsay, S. M., Leuba, S. H. Single molecule force spectroscopy in biology using the atomic force microscope. Prog. Biophys. Mol. Biol. 74 (1-2), 37-61 (2000).
  38. Wang, C. Z., Yadavalli, V. K. Investigating biomolecular recognition at the cell surface using atomic force microscopy. Micron. 60, 5-17 (2014).
  39. Galler, K., Brautigam, K., Grobe, C., Popp, J., Neugebauer, U. Making a big thing of a small cell - recent advances in single cell analysis. Analyst. 139 (6), 1237-1273 (2014).
  40. Carvalho, F. A., Martins, I. C., Santos, N. C. Atomic force microscopy and force spectroscopy on the assessment of protein folding and functionality. Arch. Biochem. Biophys. 531 (1-2), 116-127 (2013).
  41. Azoubel, S., Magdassi, S. Controlling adhesion properties of SWCNT-PET films prepared by wet deposition. ACS Appl. Mater. Interfaces. 6 (12), 9265-9271 (2014).
  42. Jaschke, M., Butt, H. J. Height calibration of optical-lever atomic-force microscopes by simple laser interferometry. Rev. Sci. Instrum. 66 (2), 1258-1259 (1995).
  43. Evans, E., Kinoshita, K., Simon, S., Leung, A. Long-lived, high-strength states of ICAM-1 bonds to beta(2) integrin, I: Lifetimes of bonds to recombinant alpha(L) beta(2) under force. Biophys. J. 98 (8), 1458-1466 (2010).
  44. Bouchiat, C., et al. Estimating the persistence length of a Worm-Like Chain molecule from force-extension measurements. Biophys. J. 76 (1), 409-413 (1999).
  45. Pick, C., Argento, C., Drazer, G., Frechette, J. Micropatterned Charge Heterogeneities via Vapor Deposition of Aminosilanes. Langmuir. 31 (39), 10725-10733 (2015).
  46. Berquand, A., et al. Antigen binding forces of single antilysozyme Fv fragments explored by atomic force microscopy. Langmuir. 21, 5517-5523 (2005).
  47. Kienberger, F., et al. Recognition Force Spectroscopy Studies of the NTA-His6 Bond. Single Molecules. 1, 59-65 (2000).
  48. Tong, Z., Mikheikin, A., Krasnoslobodtsev, A., Lv, Z., Lyubchenko, Y. L. Novel polymer linkers for single molecule AFM force spectroscopy. Methods. 60, 161-168 (2013).
  49. Ulman, A. Formation and Structure of Self-Assembled Monolayers. Chem. Rev. 96, 1533-1554 (1996).
  50. Andolfi, L., Bizzarri, A. R., Cannistraro, S. Electron tunneling in a metal-protein-metal junction investigated by scanning tunneling and conductive atomic force spectroscopies. Appl. Phys. Lett. 89, 183125 (2006).

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Química Número 121 aminoácidos péptidos la espectroscopia de fuerza de una sola molécula superficies inorgánicas fuerza de adhesión microscopio de fuerza atómica
Miradas en torno a las interacciones de los aminoácidos y péptidos con materiales inorgánicos Uso de una sola molécula de la Fuerza Espectroscopia
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Das, P., Duanias-Assaf, T., Reches, M. Insights into the Interactions of Amino Acids and Peptides with Inorganic Materials Using Single-Molecule Force Spectroscopy. J. Vis. Exp. (121), e54975, doi:10.3791/54975 (2017).

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