Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Chemistry

Indsigt i samspillet mellem aminosyrer og peptider med uorganiske materialer Brug Single-Molecule force spektroskopi

doi: 10.3791/54975 Published: March 6, 2017

Summary

Her præsenterer vi en protokol til at måle kraft af samspillet mellem en veldefineret uorganisk overflade og enten peptider eller aminosyrer ved en enkelt-molekyle force spektroskopi målinger ved hjælp af en atomic force mikroskop (AFM). Opnået fra måleinformationen er vigtigt for bedre at forstå peptid-uorganiske materiale interfase.

Abstract

Samspillet mellem proteiner eller peptider og uorganiske materialer føre til flere interessante processer. For eksempel kombinerer proteiner med mineraler fører til dannelse af kompositmaterialer med unikke egenskaber. Desuden er den uønskede proces med biologisk begroning initieret ved adsorption af biomolekyler, især proteiner, på overflader. Denne organiske lag er et klæbelag for bakterier og giver dem mulighed for at interagere med overfladen. Forståelse af de fundamentale kræfter, der styrer samspillet på organiske-uorganiske interface er derfor vigtigt for mange områder af forskning og kan føre til design af nye materialer til optiske, mekaniske og biomedicinske anvendelser. Dette demonstrerer et enkeltstrenget molekyle force spektroskopi teknik, der anvender en AFM at måle adhæsionskraft mellem enten peptider eller aminosyrer og veldefinerede uorganiske overflader. Denne teknik indebærer en protokol til fastgørelse biomolekylet til AFMtip gennem en kovalent fleksibel linker og enkelt-molekyle force spektroskopi målinger ved atomic force mikroskop. Desuden er en analyse af disse målinger medfølger.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Samspillet mellem proteiner og uorganiske mineraler fører til konstruktionen af ​​kompositmaterialer med særlige egenskaber. Dette inkluderer materialer med høj mekanisk styrke eller unikke optiske egenskaber. 1, 2 Fx kombinationen af proteinet kollagen med mineralet hydroxyapatit genererer enten bløde eller hårde knogler for forskellige funktionaliteter. 3 Korte peptider kan også binde uorganiske materialer med høj specificitet. 4, har 5, 6 Specificiteten af disse peptider blevet anvendt til at designe nye magnetiske og elektroniske materialer, 7, 8, 9 fabrikere nanostrukturerede materialer, voksende krystaller, 10 og syntetisere nanopartikler. 11 Forståelse af mekanismen bag interaktioner mellem peptider eller proteiner og uorganiske materialer vil derfor tillade os at designe nye kompositmaterialer med forbedrede adsorberende egenskaber. Eftersom interfasen af ​​implantater med et immunrespons medieres af proteiner, bedre forståelse af interaktioner af proteiner med uorganiske materialer vil forbedre vores evne til at designe implantater. Et andet vigtigt område, der involverer proteiner interagerer med uorganiske overflader er fremstillingen af ​​antifouling materialer. 12, 13, 14, 15 Biofouling er en uønsket proces, hvor organismer tillægger en overflade. Det har mange skadelige konsekvenser for vores liv. For eksempel, begroning af bakterier på medicinsk udstyr fører til hospitalserhvervede infektioner. Begroning af marine organismer på både og større skibe øger forbrug af brændstof. 12, 16, 17, 18

Single-molekyle force spektroskopi (Standard MIDI), ved anvendelse af en AFM, kan direkte måle vekselvirkningerne mellem en aminosyre eller et peptid med et substrat. 19, 20, 21, 22, 23, 24, 25, 26 Andre fremgangsmåder såsom fagdisplay, 27, 28 kvartskrystalmikrovægt (QCM) 29 eller overfladeplasmonresonans (SPR) 29, 30, 31, 32,ref "> 33 foranstaltning samspillet mellem peptider og proteiner til uorganiske overflader i løs vægt. 34, 35, 36 Det betyder, at der opnås ved disse metoder resultater vedrører samlinger af molekyler eller aggregater. I Standard MIDI, er en eller meget få molekyler fastgjort til AFM spids og deres samspil med det ønskede substrat måles. Denne fremgangsmåde kan udvides til at studere proteinfoldning ved at trække proteinet fra overfladen. Desuden kan den anvendes til at måle interaktioner mellem celler og proteiner, og bindingen af ​​antistoffer til deres ligander. 37, 38, 39, 40 Dette papir beskriver i detaljer, hvordan man vedhæfte enten peptider eller aminosyrer til AFM spids hjælp silanol kemi. Desuden papiret forklarer, hvordan man udfører kraftmålinger, og hvordan man analysereresultater.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Tip Ændring

  1. Køb siliciumnitrid (Si 3 N 4) AFM cantilevere med silicium tips (nominel cantilever radius af ~ 2 nm).
  2. Rengør hver AFM cantilever ved at dyppe i vandfri ethanol i 20 min. Tørt ved stuetemperatur. Derefter behandle cantilevere ved at udsætte dem for O 2 plasma i 5 min.
  3. Suspendere de rene tips ovenfor (3 cm) en opløsning indeholdende methyltriethoxysilan og 3- (aminopropyl) triethoxysilan i et forhold på 15: 1 (v / v) i en ekssikkator under en inert atmosfære (enten nitrogen eller argon) og tilslut ekssikkator til en vakuumpumpe. Vakuum i 2 timer for at danne et monolag af disse to typer af blandede silanforbindelser.
  4. Brug en metallisk spids holder (fremstillet til denne proces) for at placere de tips på en varmeplade. Derefter tørre tips til 10 minutter ved 70 ° C under atmosfæriske betingelser. Før brug rengøres varmeplade, metallisk holder og pincet hjælp ethanol.
  5. Cool tip på plads temperatur, og derefter nedsænkes spidserne i en opløsning af fluorenylmethyloxycarbonyl-PEG-N-hydroxysuccinimid (Fmoc-PEG-NHS, MW 5.000 Da) ved en koncentration på 5 mM i chloroform indeholdende 0,5% (v / v) triethylamin i 1 time ved stuetemperatur.
  6. Dyp de tips i chloroform i 5 minutter og derefter dyppe den i dimethylformamid (DMF) for yderligere 5 min. For at afbeskytte Fmoc-gruppen af ​​de vedlagte PEG-molekyler, dyppe tip i 20% piperidin (v / v) i DMF i 30 min. Dyp tip i DMF i 4 minutter og derefter i N-methyl-2-pyrrolidon (NMP) for yderligere 4 min. Gentag den sekventielle dypning tre gange.
  7. Til kobling af aminosyrer, nedsænke spidserne i en opløsning indeholdende N-terminale beskyttede aminosyre (AA) / diisopropylethylamin (DIPEA) / 2- (1H-benzotriazol-1-yl) -1,1,3,3-tetramethy hexafluophosphate (HBTU), i et molært forhold på 1: 1: 1 ved en total koncentration på 30 mM i 5 ml NMP i 1,5 timer.
  8. For peptid-kobling, dyppe de tips i en 5 ml opløsning containing 40 mg af det beskyttede peptid (N-terminale og sidekæder, fx Fmoc-Gln (Trt) -Pro-Ala-Ser (tBu) -Ser (tBu) -Arg (PBF) -Tyr (tBu) -COOH.) , 15 mg 2- (1H-benzotriazol-1-yl) -1,1,3,3-tetramethyluroniumhexafluorphosphat (HBTU), og 5 ml DIPEA i NMP i 2 timer.
  9. Dyp tips i NMP i 4 min. Så, for at beskytte den rivning ledig / uomsat NH2 ved acetylgruppen, dyppe tips til 30 minutter i en blanding af eddikesyreanhydrid / DIPEA i et molforhold på 4: 1 og en total koncentration på 0,65 M i NMP.
  10. For peptidkobling, udføre to yderligere trin.
    1. For at afbeskytte sidekæderne af peptidet, nedsænkes spidserne i en opløsning indeholdende 95% TFA, 2,5% triisopropylsilan og 2,5% vand i 1 time, og derefter vaske med chloroform og DMF.
    2. For at fjerne Fmoc gruppe af peptidet, nedsænkes spidserne i 20% piperidin (v / v) i DMF i 30 min.
  11. Sekventielt dyppe peptidet / aminosyre-funktionalisered tips til fire minutter hver i DMF (for peptider) eller NMP (for aminosyrer), chloroform, 50% ethanol og vand. Endelig tør spidsen i luften.

2. Forbehandling

  1. Forbered glimmer. Spalte substrater (9,9 mm diameter) før hver anvendelse ved brug af tape. Derefter vaskes overfladerne med tredobbelt destilleret vand (TDW).
  2. Forbered TiO2 overtrukne silicium.
    1. Skær silicium wafer (100) i 2 cm kvadrater bruger diamant ve.
    2. Placer substratet i et 15 ml reagensglas fyldt med acetone og lydbehandling det i fem minutter i et ultralydsbad. Derefter placere denne overflade i et 15 ml reagensglas fyldt med isopropanol og lydbehandling det i 5 min. Tør substratet under anvendelse af nitrogen.
    3. Opløs overfladeaktivt middel (f.eks Byk-348) i ethanol for at fremstille en 5% (vægt / volumen) opløsning. Derefter tilsættes 0,02 ml af opløsningen af overfladeaktivt stof til en 2 ml 30% TiO 2 dispersion.
    4. Fra den resulterende opløsning, drop-cast 0.2 ml på en ren Si substrat.
    5. Anneale disse drop-støbt overflader ved 250 ° C i 2 timer i luft. 41

3. Single-molekyle force spektroskopi Målinger

  1. Fastgør den ønskede overflade til et metallisk indehaver af AFM med kommercielt tilgængelig to-komponentlim. Anbring den metalliske holder i indehaveren af ​​AFM, der er formet som en lille petriskål glas. Fyld denne holder med Tris-buffer (50 mM, pH = 7,4) eller enhver ønsket medium. Derefter placere holderen på AFM scenen under holderen spidsen.
  2. Kalibrer AFM cantilevere med fjederkonstanter spænder fra 10 til 30 pN / nm ved termiske udsving metode 26 (inkluderet i AFM software) med en absolut usikkerhed på omkring 10%.
  3. Måle kraften af ​​interaktionen ved at nærme aminosyren eller peptidet-funktionaliseret spids til substratet, indtil den er i kontakt med substratet med et kompressionsforholdkraft ~ 200 pN og derefter straks trække spidsen ved forskellige hastigheder, fra 0,1 til 0,8 um / s, for en afstand på ~ 200 nm.

4. Data Analysis

  1. Konvertere afbøjningsværdier (V) for at tvinge ved at multiplicere fotodiode følsomhed (V / m) og anvender den eksperimentelt bestemte fjederkonstant. 42 Dette gøres automatisk af AFM software.
    1. For at opnå FD kurver med en enkelt molekyle begivenheder, optage flere hundrede kurver (800-1,500). Opnå to toppe i et enkelt molekyle kurve: den første top angiver ikke-specifikke interaktioner mellem spidsen og overfladen og den anden top svarer til den specifikke interaktion af molekylet med overfladen. Når FD kurven indeholder mere end disse to toppe, kassere dem fra beregningen af ​​det mest sandsynlige kraft.
      BEMÆRK: kun enkelt adhæsionsbegivenheder der tages en konto (fra 10 til 30% af kurverne). 43
  2. 44 lige før brud for at opnå et sæt af lastning priser, som derefter bruges til at forberede histogrammer af de tilsyneladende lastning satser. Udlede de uforpligtende kræfter mellem peptider / aminosyrer og overflade fra springet i kraft efter adskille cantilever fra underlaget.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Figur 1 udviser tip modifikation procedure. I det første trin, en plasmabehandling ændrer overfladen af ​​siliciumnitrid spids. Spidsen præsenterer OH-grupper. Disse grupper vil derefter reagere med silanerne. Ved afslutningen af dette trin, vil overfladen af spidsen være dækket af frie -NH2-grupper. Disse frie aminer vil derefter reagere med Fmoc -PEG-NHS, en kovalent linker. Fmoc-gruppen af ​​PEG-linker fjernes ved pipyridine, et afbeskyttelsesreagens. Endelig er den undersøgte aminosyre eller peptid molekyle koblet gennem den frie amingruppe af PEG under anvendelse koblingsreagenset HBTU.

Med det modificerede AFM spids er det muligt at undersøge vekselvirkninger aminosyren eller peptidet med overfladen (figur 2). PEG-molekylet adskiller peptidet eller aminosyre fra spidsen og giver dem mulighed for frit at orientere. En typisk kraft measurement resultater i en Force-distance kurve (Figur 3). Denne kurve har en karakteristisk punkt af adskillelse af spidsen fra overfladen, og et enkelt molekyle vedhæftning begivenhed. Den første top angiver ikke-specifikke interaktioner mellem spidsen og overfladen og den anden top henviser til den specifikke adhæsion begivenhed. Fra flere hundrede FD kurver er det muligt at konstruere et histogram ved at afsætte antallet af adhæsionsbegivenheder versus kraft. Anvendelse af en Gauss pasform på disse histogrammer vil bestemme den mest sandsynlige kraft (MPF).

figur 1
Figur 1: Tip modifikation procedure. Skematisk fremstilling af den kemiske modifikation af AFM spids. Klik her for at se en større version af dette tal.


Figur 2: Standard MIDI forsøgsopstillingen. Skematisk illustration af det enkeltstrengede molekyle force spektroskopi opsætning til måling af interaktioner mellem aminosyrer eller peptider og en ønsket overflade. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 3
Figur 3: Kraft-distance Curve. Typiske enkelt-molekyle FD kurver for brud af (A) peptidet Gln-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr fra en glimmer overflade, og (B) aminosyren phenylalanin fra en TiO2 overflade. venligst CLIck her for at se en større version af dette tal.

Figur 4
Figur 4: Histogrammerne plotte den mest sandsynlige Force (MPF) og graferne plotte kraft Vs. belastningsgraden. Typiske histogrammer af brud kraftværdier af (A) peptidet Gln-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr fra glimmer (i en mængde på 3,1 ± 0,6 nN / s (N = 7 8)), (B ) aminosyren phenylalanin fra TiO 2 (ved pålæsning på 4,2 ± 0,7 nN / s (N = 79)). Den mest sandsynlige kraft (MPF) værdi blev beregnet på grundlag af Gauss fit (de sorte streger). Loading-rate afhængighed for ruptur styrker til (C) peptidet Gln-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr og (D) aminosyren phenylalanin. De kinetiske parametre blev ekstrapoleret ud fra den lineære afbildning af kraft vs. logaritmen af ​​den tilsyneladende loading rspiste. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Silicon nitride (Si3N4) AFM cantilevers with silicon tips Bruker (Camarilo, CA, USA) MSNL10, nominal cantilevers radius ~2 nm 
Methyltriethoxysilane  Acros Organics (New Jersey, USA) For Silaylation of the AFM tip 
3-(Aminopropyl) triethoxysilane Sigma-Aldrich (Jerusalem, Israel) For Silaylation of the AFM tip
Triisopropylsilane Sigma-Aldrich (Jerusalem, Israel) Used for peptide deprotection
N-Ethyldiisopropylamine Alfa-Aesar (Lancashire, UK) Used for tip modification
Triethylamine Alfa-Aesar (Lancashire, UK) Used for tip modification
Piperidine Alfa-Aesar (Lancashire, UK) Used for tip Fmoc deprotection
Fluorenylmethyloxycarbonyl-PEG-N-hydroxysuccinimide  (Fmoc-PEG-NHS) Iris Biotech GmbH (Deutschland, Germany) Used as the covalent flexible linker  (MW = 5,000 Da)
2-(1H-benzotriazol-1-yl)-1,1,3,3,-tetramethyluronium hexafluorophosphate (HBTU) Alfa Aser (Heysham, England) Used as a coupling reagent. 
N-methyl-2-pyrrolidone (NMP) Acros Organics (New Jersey, USA) Used as Solvent in Tip modification procedure
DMF (dimethylformamide) Merck (Darmstadt, Germany) Used as Solvent in Tip modification procedure
Chloroform Bio-Lab (Jerusalem, Israel) Used as Solvent in Tip modification procedure
Ethanol (Anhydrous) Gadot (Netanya, Israel) Used as Solvent in Tip modification procedure
Trifluoro acetic acid (TFA) Merck (Darmstadt, Germany)
Acetic anhydride Merck (Darmstadt, Germany)
Peptides GL Biochem (Shanghai, China).
Phenylalanine and Tyrosine  Biochem (Darmstadt, Germany) 
30% TiO2 dispersion in the mixture of solvent 2-(2-Methoxyethoxy) ethanol (DEGME) and Ethyl 3-Ethoxypropionate (EEP) Applied Vision Laboratories (Jerusalem, Israel) (30%) in the mixture of solvent 2-(2 Methoxyethoxy) ethanol (DEGME) and Ethyl 3-Ethoxypropionate (EEP). Used for TiO2 substrate preparation
Mica substrates TED PELLA, INC. (Redding, California, USA) 9.9 mm diameter

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Addadi, L., Weiner, S. Control and design principles in biological mineralization. Angew. Chem., Int. Ed. 31, (2), 153-169 (1992).
  2. Meyers, M. A., Chen, P. Y., Lin, A. Y. M., Seki, Y. Biological materials: Structure and mechanical properties. Prog. Mater. Sci. 53, (1), 1-206 (2008).
  3. Villee, C. A. J. Book Review. Engl. J. Med. 309, (4), 247-248 (1983).
  4. Vallee, A., Humblot, V., Pradier, C. -M. Peptide interactions with metal and oxide surfaces. Acc. Chem. Res. 43, (10), 1297-1306 (2010).
  5. Peelle, B. R., Krauland, E. M., Wittrup, K. D., Belcher, A. M. Design criteria for engineering inorganic material-specific peptides. Langmuir. 21, (15), 6929-6933 (2005).
  6. Gabryelczyk, B., Szilvay, G. R., Linder, M. B. The structural basis for function in diamond-like carbon binding peptides. Langmuir. 30, (29), 8798-8802 (2014).
  7. Sarikaya, M., Tamerler, C., Jen, A. K. Y., Schulten, K., Baneyx, F. Molecular biomimetics: Nanotechnology through biology. Nat. Mater. 2, (9), 577-585 (2003).
  8. Tamerler, C., Sarikaya, M. Molecular biomimetics: Utilizing nature's molecular ways in practical engineering. Acta Biomater. 3, (3), 289-299 (2007).
  9. Seker, U. O. S., Demir, H. V. Material binding peptides for nanotechnology. Molecules. 16, (2), 1426-1451 (2011).
  10. Green, J. J., et al. Electrostatic ligand coatings of nanoparticles enable ligand-specific gene delivery to human primary cells. Nano Lett. 7, (4), 874-879 (2007).
  11. Grohe, B., et al. Control of calcium oxalate crystal growth by face-specific adsorption of an osteopontin phosphopeptide. J. Am. Chem. Soc. 129, (48), 14946-14951 (2007).
  12. Maity, S., Nir, S., Zada, T., Reches, M. Self-assembly of a tripeptide into a functional coating that resists fouling. Chem. Commun. 50, (76), 11154-11157 (2014).
  13. Das, P., Yuran, S., Yan, J., Lee, P. S., Reches, M. Sticky tubes and magnetic hydrogels co-assembled by a short peptide and melanin-like nanoparticles. Chem. Commun. 51, (25), 5432-5435 (2015).
  14. Burg, K. J. L., Porter, S., Kellam, J. F. Biomaterial developments for bone tissue engineering. Biomaterials. 21, (23), 2347-2359 (2000).
  15. Weiger, M. C., et al. Quantification of the binding affinity of a specific hydroxyapatite binding peptide. Biomaterials. 31, (11), 2955-2963 (2010).
  16. Pettitt, M. E., Henry, S. L., Callow, M. E., Callow, J. A., Clare, A. S. Activity of commercial enzymes on settlement and adhesion of cypris larvae of the barnacle Balanus amphitrite, spores of the green alga Ulva linza, and the diatom Navicula perminuta. Biofouling. 20, (6), 299-311 (2004).
  17. Schultz, M. P., Finlay, J. A., Callow, M. E., Callow, J. A. Three models to relate detachment of low form fouling at laboratory and ship scale. Biofouling. 19, 17-26 (2003).
  18. Cao, S., Wang, J., Chen, H., Chen, D. Progress of marine biofouling and antifouling technologies. Chinese Science Bulletin. 56, (7), 598-612 (2010).
  19. Wei, Y., Latour, R. A. Correlation between desorption force measured by Atomic Force Microscopy and adsorption free energy measured by surface plasmon resonance spectroscopy for peptide-surface interactions. Langmuir. 26, (24), 18852-18861 (2010).
  20. Li, Q., et al. AFM-based force spectroscopy for bioimaging and biosensing. RSC Advances. 6, 12893-12912 (2016).
  21. Meibner, R. H., Wei, G., Ciacchi, L. C. Estimation of the free energy of adsorption of a polypeptide on amorphous SiO2 from molecular dynamics simulations and force spectroscopy experiments. Soft Matter. 11, (31), 6254-6265 (2015).
  22. Xue, Y., Li, X., Li, H., Zhang, W. Quantifying thiol-gold interactions towards the efficient strength control. Nat. Commun. 5, 4348 (2014).
  23. Razvag, Y., Gutkin, V., Reches, M. Probing the interaction of individual amino acids with inorganic surfaces using atomic force spectroscopy. Langmuir. 29, 10102-10109 (2013).
  24. Das, P., Reches, M. Revealing the role of catechol moieties in the interactions between peptides and inorganic surfaces. Nanoscale. 8, 15309-15316 (2016).
  25. Das, P., Reches, M. Review insights into the interactions of amino acids and peptides with inorganic materials using single molecule force spectroscopy. Bioploymers-Pept. Sci. 104, 480-494 (2015).
  26. Maity, S., et al. Elucidating the mechanism of interaction between peptides and inorganic surfaces. Phys. Chem. Chem. Phys. 17, (23), 15305-15315 (2015).
  27. Whaley, S. R., English, D. S., Hu, E. L., Barbara, P. F., Belcher, A. M. Selection of peptides with semiconductor binding specificity for directed nanocrystal assembly. Nature. 405, (6787), 665-668 (2000).
  28. Tamerler, C., Oren, E. E., Duman, M., Venkatasubramanian, E., Sarikaya, M. Adsorption Kinetics of an engineered gold binding peptide by surface plasmon resonance spectroscopy and a quartz crystal microbalance. Langmuir. 22, (18), 7712-7718 (2006).
  29. Santos, O., Kosoric, J., Hector, M. P., Anderson, P., Lindh, L. Adsorption behavior of statherin and a statherin peptide onto hydroxyapatite and silica surfaces by in situ ellipsometry. J. Colloid Interface Sci. 318, (2), 175-182 (2008).
  30. Evans, E., Ritchie, K. Dynamic strength of molecular adhesion bonds. Biophys. J. 72, (4), 1541-1555 (1997).
  31. Micksch, T., Liebelt, N., Scharnweber, D., Schwenzer, B. Investigation of the peptide adsorption on ZrO2, TiZr, and TiO2 surfaces as a method for surface modification. ACS Appl. Mater. Interfaces. 6, (10), 7408-7416 (2014).
  32. Patwardhan, S. V., et al. Chemistry of aqueous silica nanoparticle surfaces and the mechanism of selective peptide adsorption. J. Am. Chem. Soc. 134, (14), 6244-6256 (2012).
  33. Thyparambil, A. A., Wei, Y., Latour, R. A. Determination of peptide-surface adsorption free energy for material surfaces not conducive to SPR or QCM using AFM. Langmuir. 28, (13), 5687-5694 (2012).
  34. Hnilova, M., et al. Effect of molecular conformations on the adsorption behavior of gold-binding peptides. Langmuir. 24, (21), 12440-12445 (2008).
  35. Sano, K., Sasaki, H., Shiba, K. Utilization of the pleiotropy of a peptidic aptamer to fabricate heterogeneous nanodot-containing multilayer nanostructures. J. Am. Chem. Soc. 128, (5), 1717-1722 (2006).
  36. Chen, H., Su, X., Neoh, K. -G., Choe, W. -S. Context-dependent adsorption behavior of cyclic and linear peptides on metal oxide surfaces. Langmuir. 25, (3), 1588-1593 (2008).
  37. Zlatanova, J., Lindsay, S. M., Leuba, S. H. Single molecule force spectroscopy in biology using the atomic force microscope. Prog. Biophys. Mol. Biol. 74, (1-2), 37-61 (2000).
  38. Wang, C. Z., Yadavalli, V. K. Investigating biomolecular recognition at the cell surface using atomic force microscopy. Micron. 60, 5-17 (2014).
  39. Galler, K., Brautigam, K., Grobe, C., Popp, J., Neugebauer, U. Making a big thing of a small cell - recent advances in single cell analysis. Analyst. 139, (6), 1237-1273 (2014).
  40. Carvalho, F. A., Martins, I. C., Santos, N. C. Atomic force microscopy and force spectroscopy on the assessment of protein folding and functionality. Arch. Biochem. Biophys. 531, (1-2), 116-127 (2013).
  41. Azoubel, S., Magdassi, S. Controlling adhesion properties of SWCNT-PET films prepared by wet deposition. ACS Appl. Mater. Interfaces. 6, (12), 9265-9271 (2014).
  42. Jaschke, M., Butt, H. J. Height calibration of optical-lever atomic-force microscopes by simple laser interferometry. Rev. Sci. Instrum. 66, (2), 1258-1259 (1995).
  43. Evans, E., Kinoshita, K., Simon, S., Leung, A. Long-lived, high-strength states of ICAM-1 bonds to beta(2) integrin, I: Lifetimes of bonds to recombinant alpha(L) beta(2) under force. Biophys. J. 98, (8), 1458-1466 (2010).
  44. Bouchiat, C., et al. Estimating the persistence length of a Worm-Like Chain molecule from force-extension measurements. Biophys. J. 76, (1), 409-413 (1999).
  45. Pick, C., Argento, C., Drazer, G., Frechette, J. Micropatterned Charge Heterogeneities via Vapor Deposition of Aminosilanes. Langmuir. 31, (39), 10725-10733 (2015).
  46. Berquand, A., et al. Antigen binding forces of single antilysozyme Fv fragments explored by atomic force microscopy. Langmuir. 21, 5517-5523 (2005).
  47. Kienberger, F., et al. Recognition Force Spectroscopy Studies of the NTA-His6 Bond. Single Molecules. 1, 59-65 (2000).
  48. Tong, Z., Mikheikin, A., Krasnoslobodtsev, A., Lv, Z., Lyubchenko, Y. L. Novel polymer linkers for single molecule AFM force spectroscopy. Methods. 60, 161-168 (2013).
  49. Ulman, A. Formation and Structure of Self-Assembled Monolayers. Chem. Rev. 96, 1533-1554 (1996).
  50. Andolfi, L., Bizzarri, A. R., Cannistraro, S. Electron tunneling in a metal-protein-metal junction investigated by scanning tunneling and conductive atomic force spectroscopies. Appl. Phys. Lett. 89, 183125 (2006).
Indsigt i samspillet mellem aminosyrer og peptider med uorganiske materialer Brug Single-Molecule force spektroskopi
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Das, P., Duanias-Assaf, T., Reches, M. Insights into the Interactions of Amino Acids and Peptides with Inorganic Materials Using Single-Molecule Force Spectroscopy. J. Vis. Exp. (121), e54975, doi:10.3791/54975 (2017).More

Das, P., Duanias-Assaf, T., Reches, M. Insights into the Interactions of Amino Acids and Peptides with Inorganic Materials Using Single-Molecule Force Spectroscopy. J. Vis. Exp. (121), e54975, doi:10.3791/54975 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter