Summary
Apresentamos um modelo de lesão medular contundente baseado em deslocamento de tecido que pode produzir uma lesão contundente consistente da medula espinhal em camundongos adultos.
Abstract
A produção de uma lesão contusiva consistente e reprodutível da medula espinhal (SCI) é fundamental para minimizar as variações comportamentais e histológicas entre animais experimentais. Vários modelos SCI contusivos foram desenvolvidos para produzir lesões usando diferentes mecanismos. A gravidade do SCI é baseada na altura que um determinado peso cai, a força de lesão ou o deslocamento da medula espinhal. No presente estudo, apresentamos um novo dispositivo SCI contundente para o mouse, o pêndulo do Aparelho do Sistema de Lesões de Louisville (LISA), que pode criar uma SCI com base em deslocamento com alta velocidade de lesão e precisão. Este sistema utiliza sensores de distância laser combinados com software avançado para produzir lesões graduadas e altamente reprodutíveis. Realizamos um SCI contusivo no 10º nível vertebral torácico (T10) em camundongos para demonstrar o procedimento passo a passo. O modelo também pode ser aplicado nos níveis cervical e lombar da coluna vertebral.
Introduction
A lesão da medula espinhal (SCI) mais comum ocorrendo em humanos é uma SCI 1 contundente. Para investigar os mecanismos de lesão e as várias estratégias terapêuticas que seguem a SCI, é necessário um modelo SCI contusivo preciso, consistente e reprodutível em roedores.
Muitos modelos de lesões contusivas da medula espinhal com vários mecanismos de produção de lesões foram utilizados na pesquisa experimental SCI 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . Três modelos SCI contusivos - especificamente, o pêndulo 3 , 6 , o pórtico / dispositivo eletromagnético SCI (ESCID) da Universidade de Estado de Ohio (OSU), o economista de Nova Iorque (NYU) / Multicenter Animal Spyder Medical Injury Studies (MASCIS) 7 , umD o Impacto Infinite Horizon (IH) 4 , 8 - são amplamente aceitos no campo de pesquisa SCI. O pêndulo NYU / MASCIS ou um equivalente produz ferimento deixando um peso fixo de diferentes alturas para a medula espinhal alvo para criar múltiplas severidades de lesões 3 , 6 . O OSU / ESCID causa lesão ao induzir o deslocamento do tecido 5 , 7 . O pêndulo IH produz lesões aplicando diferentes forças na medula espinhal 4 , 8 . Cada impactor usa uma velocidade diferente, que é um parâmetro importante que influencia os resultados de lesões. O aparelho NYU / MASCIS gera velocidades variando de 0,33-0,9 m / s. O dispositivo IH possui uma velocidade máxima de 0,13 m / s 4 . O pêndulo OSU / ESCID tem uma velocidade fixa de 0,148 m / s 5 . Notavelmente, as velocidades doSe modelos são inferiores aos observados em velocidades clínicas, que normalmente excedem 1,0 m / s 9 .
Aqui, apresentamos um novo dispositivo SCI contundente baseado em deslocamento, denominado Aparelho do Sistema de Lesões de Louisville (LISA), para produzir SCI em camundongos com alta velocidade de impacto 10 . Este sistema inclui um estabilizador vertebral, que estabiliza firmemente a vértebra no local da lesão, permitindo a produção de uma SCI constante e reprodutível. O sensor laser do dispositivo garante a determinação precisa do deslocamento do tecido e a gravidade resultante do SCI. A velocidade do êmbolo no ponto de contato com a medula espinhal pode ser ajustada de 0,5 a 2 m / s. Estes parâmetros de lesão replica de perto a SCI traumática vista clinicamente.
Protocol
Todos os procedimentos de tratamento cirúrgico e animal foram realizados conforme aprovado pelo Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório (Conselho Nacional de Pesquisa) e as Diretrizes do Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Faculdade de Medicina da Universidade de Indiana.
1. Preparando o animal e realizando a Laminectomia espinhal T10
- Esterilize os instrumentos cirúrgicos e o estabilizador da espinha do metal em uma autoclave. Limpe a mesa de operação cirúrgica. Aquecer uma almofada de aquecimento a 37 ° C. Coloque a almofada de aquecimento na mesa de operação e cubra-a com cortinas cirúrgicas estéreis. Use a técnica estéril durante toda a operação.
- Use ratos adultos C57 / 6J adultos com 10 semanas de idade para este estudo. Anestesiar cada animal com uma injeção intraperitoneal (ip) de uma mistura de cetamina (87,7 mg / kg) e xilazina (12,3 mg / kg). Confirme a anestesia completa, provocando nenhuma resposta a uma estimulação de nocicepção induzida por pitada da pata. Ng>
- Administre subcutaneamente buprenorfina (0,01-0,05 mg / kg), um agente analgésico e carprofeno (5 mg / kg), um fármaco antiinflamatório não esteróide.
- Raspar o cabelo sobre a coluna toracolumbar usando uma tosquinha elétrica. Esfregue a pele com solução de betadina e 70% de toalhetes de álcool.
- Aplique pomada oftálmica nas córneas para proteger os olhos da secagem durante a cirurgia.
- Com um bisturi, faça uma incisão da pele da linha média de 1,5 cm na parte de trás do animal para expor as lâminas vertebrais torácicas de 9 a 11. Empurre o tecido adiposo subcutâneo rostralmente. Disseca os músculos paraspinal longe dos processos espinhosos e das lâminas, em direção às facetas laterais de cada lado.
- Posicione o mouse na calha em forma de U do estabilizador ( Figura 2A E 2B ). Aperte bilateralmente os braços de aço inoxidável sob as facetas expostas da vértebra T10 (G "> Figura 4A) e aperte usando os parafusos de polegar anexados aos braços ( Figura 2A ).
- Remova o processo espinhoso T10 e a lâmina (laminectomia) utilizando um micro-rongeur que expõe a dura-máter na cobertura da medula espinhal ( Figura 4B ).
2. Realizando a lesão T10 Contusion usando o Impactor LISA
- Gire o botão do regulador de pressão no tanque de nitrogênio para ajustar o nitrogênio comprimido para 20 PSI ou 138 kPa ( Figura 1A ) para este estudo.
NOTA: A pressão é ajustável de 10-120 PSI. Uma pressão mais alta resultará em um impacto de maior velocidade. A ponta do dispositivo SCI com um diâmetro de 1,2 mm é projetada para ratos e a ponta com um diâmetro de 2,2 mm é projetada para ratos. Ao mudar de ratos para ratos, a ponta de diâmetro maior pode ser formada adicionando um anel à ponta de metal (id 1.2 mm / od 2.2 mm). Utilizamos a ponta de 1,2 mm nos ratos SCI sTudy. Esterilize a dica SCI antes de usar. - Ligue o computador para iniciar o software. Botão 1 ( Figura 1B ) para ativar a ponta do pêndulo em uma posição completamente estendida ( Figura 3A -1 ).
NOTA: A função do botão 1 é ativar ou desativar manualmente o cilindro pneumático. - Coloque o recipiente em forma de U com o mouse no palco ( Figura 2B ). Corrigir o estágio no lugar apertando os parafusos de polegar do suporte ( Figura 2B ).
- Sob a zona "SET ZERO LEVEL" (verde), defina o nível zero, com um sensor laser que mede a distância para a ponta do êmbolo totalmente estendido, clicando no botão "INICIAR LEITURA" ( Figura 3A ). A distância será mostrada no parâmetro "Range" nesta zona ( Figura 3A ). Clique no botão "SET ZERO" ( por exemplo, 8,951 mm, mostrado na Figura 3A ).
- Pressione o botão 1 ( Figura 1B ) para retirar a ponta do impactor ( Figura 3B -1 , indicada por uma seta superior) e desbloqueie o parafuso de fixação 1 ( Figura 2B ). Puxe o parafuso na posição direita ( Figura 3B -1 , indicada por uma seta lateral) para afastar a ponta do caminho do raio laser e girar o parafuso 90 ° no sentido horário para bloquear o parafuso.
- Mova o palco ajustando os micro-drivers frontal e lateral ( Figura 1C ) para apontar o feixe de laser para o centro da medula espinal dorsal exposta. Depois que a localização da lesão for direcionada, mude a distância do tecido clicando no botão "INICIAR LEITURA" sob o "SET BJ LIGHT"Zona EVEL (azul) ( Figura 3B e 3B-1 ).
- Ajuste lentamente a distância entre o sensor e a medula espinhal através do microcircuito vertical ( Figura 1C ) para atingir o parâmetro de deslocamento desejado ( por exemplo, 0,500 mm, mostrado na caixa de parâmetros "Lamentação") na zona "SET NJ. LEI" (Azul) ( Figura 3B ).
- Quando o deslocamento de lesão desejado for atingido, grave a distância do tecido ( por exemplo, 8,451 mm, mostrado na caixa de parâmetros "Range") ( Figura 3B ). Defina o deslocamento desejado (Lesão) = distância da ponta (Zero) - distância do tecido (Faixa) ( Figura 3B ). Quando a lesão desejada ( p. Ex., Deslocamento de tecido de 0,500 mm) é alcançada ( Figura 3B ), clique no botão "SET BUG" na seção "SET NJ PRIORITY" paraDefinir a lesão.
- Gire o Parafuso 1 90 ° no sentido anti-horário para destravar o parafuso, empurre a ponta de impacto de volta para a trajetória do raio laser ( Figura 3C -1 , direção indicada por uma seta) e bloqueie o Parafuso 1 girando 90 ° no sentido horário.
- Clique no botão Executar sob a zona vermelha "RUN EXPERIMENT" ( Figura 3C ) para executar o impacto. As caixas de parâmetros dentro desta zona mostrarão o (s) tempo (s) de lesão, a força (mV), a velocidade (m / s) e o deslocamento da lesão (mm) ( Figura 3C ).
- Depois de todos os dados de lesões serem gravados e salvos, remova a calha em forma de U com o mouse do palco. Confirme visualmente a lesão da medula espinhal sob o microscópio cirúrgico ( Figura 4C ).
- Suturar os músculos paravertebrais, fáscia superficial e pele com sutura contínua com seda 3-0 (Henry Schein, 776-SK).
- Inject thE animal com 1 mL de solução salina a 0,9% subcutânea para hidratação e colocá-lo em uma almofada controlada por temperatura até que a consciência completa tenha sido recuperada. Coloque o mouse em uma gaiola com comida e água acessíveis.
- Para cuidados pós-operatórios, expresse manualmente a bexiga até retornar espontaneamente a veia da bexiga. Para analgesia, injete Buprenorfina (0,05-2,0 mg / kg, SQ) 8-12 h / dia durante 2 dias. Se ocorrer infecção da bexiga urinária, injete Baytril (SQ, 5-10 mg / kg em 0,1 mL, 1 dose diariamente) durante 7-10 dias. Se ocorrer uma infecção regional / sistémica, injete Gentamicina (SQ, 5-8 mg / kg, diluída em 1 ml de solução salina estéril, a cada 8-12 h) durante 4 dias.
- Remova os fios da sutura em 14 dias pós-SCI.
- No dia 42 do pós-lesão, os camundongos serão sacrificados pela perfusão. Após a anestesia adequada como 1,2, serão perfundidos com 30 ml (0,01 M) de solução salina tamponada com fosfato (PBS) e 30 ml de paraformaldeído a 4% em PBS 0,01 M. Um centímetro da medula espinhal incluindo a lesão épicaEnter será coletado e processado para análise de seção e histológica.
Representative Results
Este dispositivo consiste em cinco componentes principais: (1) um corpo com uma ponta do impactor ( Figura 1C ), (2) um computador com software ( Figura 1B ), (3) uma caixa de controle elétrico ( Figura 1B ), (4) a Estabilizador vertebral ( Figura 2A ) e (5) ar comprimido para o sistema de controle pneumático ( Figura 1A ). Para induzir o deslocamento preciso do tecido, o sistema depende de um sensor laser para medir a distância entre a ponta do êmbolo totalmente estendida e a superfície dorsal da medula espinhal direcionada. O software leva em conta a espessura de 4 mm da ponta devido ao fato de o raio laser atingir a superfície refletiva do pêndulo ( Figura 2B e Figura 3A -1 ). Existem duas posições nas quais a ponta do êmbolo pode ser colocada: (1) iN o caminho do raio laser ( Figura 3A -1 ) ou (2) em uma posição lateral longe do raio laser ( Figura 3B -1 ). Quando o êmbolo está no caminho do raio laser ( Figura 3A -1 ), mede a distância da ponta do impactor e monitora a velocidade da ponta do impactador durante o movimento entre a extensão e a retração. Quando o êmbolo está na posição lateral longe do caminho do raio laser ( Figura 3B -1 ), a distância entre o laser e a medula espinal é medida.
A estabilização da vértebra T10 usando nosso estabilizador vertebral é um componente integral do procedimento ( Figura 2A ) 10 , 11 . Medições de distância confiáveis usando o sensor laser dependem da sCapacidade do alvo, que pode ser distorcida se o movimento estiver presente. Para determinar a precisão e consistência deste sistema, 8 camundongos foram submetidos a lesões de deslocamento de 0,5 mm. Estes animais mostraram uma variabilidade de deslocamento de ± 0,001 mm (± DP), indicando que o sistema é altamente preciso e reprodutível. A Figura 4 demonstra a vértebra alvo imobilizada no estabilizador ( Figura 4A ) e a medula espinal T10 exposta antes ( Figura 4B ) e após a contusão ( Figura 4C ) sob um microscópio cirúrgico.
A pressão do ar comprimido controla a velocidade do pêndulo no momento da lesão. Nossos dados demonstram que a velocidade do impacto é de 0,81 ± 0,0345 m / s (média ± DP) a uma pressão de 138 kPa. O botão ( Figura 1B ) nos controles da caixa elétricaA duração do contato da ponta-cabo (tempo de permanência) após a lesão e pode ser ajustada entre 0 e 5,000 ms. O tempo de permanência do cabo da ponta na maioria dos experimentos é ajustado em 0,32 ± 0,0147 s (média ± DP) ( Figura 5 ). Utilizando este dispositivo, podem ser produzidas lesões contusivas dependentes da gravidade com deslocamentos de tecido de 0 mm (controle simulado), 0,2 mm (lesão leve), 0,5 mm (lesão moderada) e 0,8 mm (lesão grave) em camundongos adultos ( Figura 6 ).
Figura 1: O Aparelho do Sistema de Lesões de Louisville (LISA). ( A ) O sistema consiste em um pêndel, um sistema de controle e uma fonte de ar comprimido. ( B ) O sistema de controle inclui uma caixa de controle e um computador laptop. O software e os botões de controle da caixa de controle permitem que o usuário estabeleçaParâmetros de lesões. ( C ) O sensor laser é o componente-chave do dispositivo e mede a posição do alvo de lesão, a distância da medula espinhal ao sensor e a velocidade de lesão. O rápido movimento para baixo e para cima da ponta de impacto é alimentado por ar comprimido. A localização da lesão e a gravidade do deslocamento do tecido são ajustadas por microdrivers, que controlam o movimento em três dimensões. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: O estabilizador e o suporte do mouse. ( A ) O estabilizador da coluna consiste em uma calha em forma de U e dois braços metálicos para manter a vértebra do mouse. ( B ) O estabilizador é montado no dispositivo do impactor. TA linha vermelha indica o caminho do raio laser. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Método para produzir uma SCI contundente. ( A - C ) O software da Interface Gráfica do Usuário (GUI) com três parâmetros / zonas de lesão são mostrados. ( A , A-1 ) A zona verde (SET ZERO LEVEL) calibra a distância da ponta do êmbolo. A linha vermelha indica o caminho do feixe de laser. ( B , B-1 ) A zona azul é usada para ajustar o nível de lesão (SET NJ. LEÃO). O pêndulo é levantado e movido lateralmente para o lado direito para permitir que o raio laser atinja a superfície dorsal da medula espinhal para ajustar o nível zero. A linha vermelha indica o laser b Eam caminho. ( C , C-1 ) Antes do impacto, a ponta é movida de volta para o caminho do raio laser para executar a lesão (RUN). Os parâmetros de lesão estão sob a zona vermelha (RUN EXPERIMENT). A linha vermelha indica o caminho do feixe de laser. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: exposição e avaliação de lesões. ( A ) Os braços metálicos do estabilizador da coluna estabilizam a vértebra T10. ( B ) laminectomia T10 para expor a medula espinhal, com os vasos dorsais claramente vistos. ( C ) A contusão induzida pelo impacto (flecha) na superfície dorsal da medula espinal confirma a lesão. Barra de escala = 2 mm.G4large.jpg "target =" _ blank "> Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Parâmetros de lesão. Os parâmetros consistentes de lesão incluem deslocamento de tecido (mm), velocidade de lesão (m / s) e tempo (s) de espera da ponta. N = 8, média ± DP. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: Avaliação histológica. As secções transversais representativas das cordas espinhais, coradas com Cresyl Violet e Eosin, mostram lesões dependentes da gravidade e deslocamento após ( A ) farsa (0 mm), ( B ) leve (0,2 mm), ( C D ) graves (0,8 mm) contusivos SCIs em T10 usando o dispositivo LISA. As imagens foram tiradas no epicentro das lesões. Barra de escala = 500 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Discussion
Em 1911, Allen descreveu o primeiro modelo de queda de peso usando um peso fixo para induzir feridas nas cordas espinhais expostas dos cães 12 . Modelos de queda de peso similares foram desenvolvidos com base no modelo Allen, incluindo o pêndulo 3 , 6 , 13 , 14 da NYU / MASCIS. Além do modelo de queda de peso, outros dispositivos SCI foram criados. O modelo OSU / ESCID 5 , 7 usa um mecanismo de deslocamento de tecido para controlar a gravidade da lesão, e o modelo IH, 4 , 8 usa a força para criar um SCI graduável. Nestes sistemas, a estabilização vertebral é obtida através do aperto dos processos espinhosos rostral e caudal ao local da lesão. Esses dispositivos utilizam baixas velocidades de lesão, especificamente 0,33 a 0,9 m / s (NYU / MASCIS), 0,148 m / s (OSU / ESCID),E 0,13 m / s (IH). Estabilizar os processos espinhosos rostral e caudal pode causar flexibilidade da coluna vertebral e movimento da coluna durante o impacto, o que pode afetar a precisão da lesão.
O método LISA tenta superar as deficiências dos modelos existentes, particularmente em relação à instabilidade da coluna vertebral e baixa velocidade de lesão. Este método usa estabilização de faceta bilateral e evita artefatos de movimento associados à lesão. Este dispositivo utiliza uma velocidade de alto impacto que pode ser ajustada entre 0,5-2 m / s 11 , 15 . O sensor laser é mais avançado que o Vibrador Ling usado no modelo ESCID e mede com precisão a distância da superfície da medula espinhal sem necessidade de contato com os tecidos. O modelo foi originalmente desenvolvido para produzir um SCI de rato, e agora foi adaptado para produzir SCI em camundongos e em primatas não humanos 16 , com modificações.
Espinha dA abilização reduz a variabilidade em todos os métodos de SCI experimentais, particularmente em modelos de deslocamento de tecido. O sensor de distância laser determina a magnitude do deslocamento do tecido da medula espinhal durante os movimentos respiratórios. É importante que o ponto da medula espinhal em que o laser esteja focado seja o ponto idêntico atingido pelo pêndulo. Este passo é realizado durante o passo de calibração ( Figura 3 ), quando a ponta do impactor e o raio laser estão alinhados. Uma fraqueza potencial deste modelo é que a magnitude do deslocamento do tecido é medida a partir da superfície dural. Embora a espessura da duraçao constitua uma diferença insignificante entre animais, pode haver variabilidade significativa no espaço subaracnóideo preenchido com líquido cefalorraquidiano (LCR). A variabilidade nos resultados de lesões pode ocorrer ao produzir uma lesão de contusão muito leve usando um pequeno deslocamento de tecido. Em geral, a consistência da lesão é principalmente dependenteSobre a precisão do deslocamento do tecido e também sobre a velocidade e o tempo de contato do tecido do êmbolo.
A amplitude de deslocamento do tecido é ampla (precisão: 0-10 ± 0,005 mm). Com base em dados piloto anteriores e informações publicadas em roedores e primatas não humanos, um deslocamento de 20% do diâmetro ântero-posterior do SC produz um SCI suave, um deslocamento de 30-40% produz um SCI moderado e um deslocamento> 50% Produz SCI severo a uma velocidade de 1 m / s. Haverá pequenas diferenças dependendo das espécies animais. O tempo de permanência é ajustável de 0 a 5 s usando um relé de tempo. Em nosso estudo, o tempo de permanência foi fixado em 300 ms. Isso pode ser facilmente ajustado para replicar os tempos de permanência de outros dispositivos SCI, incluindo os modelos NYU e IH.
Em resumo, desenvolvemos um modelo baseado em deslocamento de SCI contusiva em camundongos adultos. O modelo usa um estabilizador em forma de U para estabilizar as facetas da coluna vertebral bilateral, evitando o cordãoArtefatos de movimento associados à medição guiada por laser da superfície do cabo. Este modelo pode produzir lesões de corda de alta velocidade de 0,5-2 m / s. O sensor laser é mais preciso do que o método convencional para determinar a velocidade e a distância da superfície de impacto. O modelo pode produzir lesões na medula espinhal em todos os níveis, de leve a grave. Quando modificado, este dispositivo também pode produzir lesões em ratos e animais grandes, como primatas não humanos.
Disclosures
Christopher B. Shields, MD possui a propriedade do Louisville Injury System Apparatus (LISA) produzido pelo Louisville Impactor System, LLC.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado em parte pelo NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Merit Review Award I01 BX002356 do Departamento de Assuntos de Veteranos dos EUA; Fundação Craig H Neilsen 296749; Fundação de Investigação de Lesões Cerebrais de Indiana e Fundação de Fundação Mari Hulman George (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); Estado de Indiana ISDH 13679 (XW); E a Fundação NeuroCures.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine | Patterson Veterinary | 07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947 | Anesthetic agent |
| Buprenorphine(0.03 mg/mL) | Patterson Veterinary | 07-891-9756 | Pain relief agent |
| Carprofen | Patterson Veterinary | 07-844-7425 | antibiotic agent |
| Purdue Products Betadine Surgerical Scrub | Fisher Scientific | 19-027132 | for sterilizing skin |
| Dukal Gauze Sponges | Fisher Scientific | 22-415-490 | for sterilizing skin |
| Decon Ethanol 200 Proof | Fisher Scientific | 04-355-450 | for sterilizing skin |
| 1 mL NORM-JECT | HENKE SASS WOLF | D-78532 | for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection |
| 10 mL Syringe | TERUMO | REF SS-10L | for saline injection |
| Artificial Tears Eye Ointment | Webster Veterinary | 07-870-5261 | provent eyes from dry |
| Antiobiotic Ointment | Webster Veterinary | 07-877-0876 | provent surgery cut from infection |
| Cotton Tipped Applicators | Fisher Scientific | 1006015 | stop bleeding |
| Instrument Sterilizer | Fine Science Tools | 18000-50 | for sterilizing surgery tool |
| Fine Forceps | Fine Science Tools | 11223-20 | grasp tissue |
| Scalpel | Fine Science Tools | 10003-12 | skin cut |
| Scalpel Blade #15 | Fisher Scientific | 10015-00 | skin cut |
| Hemostat | Fine Science Tools | 13004-14 | stop bleeding |
| Rongeur | Fine Science Tools | 16021-14 | laminectomy |
| Agricola Retractor | Fine Science Tools | 17005-04 | keep the surgery view open |
| Fine scissors | Fine Science Tools | 14040-10 | for muscle seperated from spine |
| Sterile sutures | Fine Science Tools | 12051-10 | skin closure |
| Mouse Vertebral stabilizer | Louisville Impactor System | N/A | Stabilize and expose the vertebra |
| LISA | Louisville Impactor System | N/A | Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice |
References
- Young, W. Spinal cord contusion models. Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).
- Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment. Exp. Neurol. 88 (1), 123-134 (1985).
- Gruner, J. A. A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat. J. Neurotrauma. 9 (2), 126-128 (1992).
- Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device. J. Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).
- Stokes, B. T. Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device. J. Neurotrauma. 9 (2), 129-134 (1992).
- Young, W. MASCIS spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 411-422 (2009).
- Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T. The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 433-448 (2009).
- Scheff, S., Roberts, K. N. Infinite Horizon spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 423-433 (2009).
- Sances, A., et al. The biomechanics of spinal injuries. Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).
- Zhang, Y. P., et al. Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences. J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).
- Walker, M. J., et al. A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury. J. Vis. Exp. (95), (2015).
- Allen, A. R. Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report. J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).
- Jakeman, L. B., et al. Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse. J. Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).
- Rivlin, A. S., Tator, C. H. Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat. Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).
- Zhang, Y. P., et al. Controlled cervical laceration injury in mice. J. Vis. Exp. (75), (2013).
- Ma, Z., et al. A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey. Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).
