Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Medicine

Оптимизированный анализ doi: 10.3791/55178 Published: March 11, 2017

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Ожирение является растущей проблемой здравоохранения в развитых и развивающихся странах. Было сообщено, что одним из условий сосуществующих часто связанных с неалкогольной жировой болезни печени (НАЖБП), с преобладанием в диапазоне от 30 до 100 процентов в НАЖБП больных 1. Из - за сильной корреляции между жирной печени и ожирением, диеты , вызванной ожирением (DIO) мышиные модели широко используются для изучения сложных молекулярных механизмов , связанных с развитием НАЖБП 2, 3, 4, 5, 6. Стеатоз печени является самой ранней стадии НАЖБП, и он может прогрессировать до неалкогольного стеатогепатита (NASH), цирроз печени, и в конечном счете, рак печени 7. Таким образом, общая цель этого метода заключается в создании модели на животных и клеточных печеночных steatotic условий и ргOvide подробные протоколы для эффективного и точного измерения липидов. Эти модели и измерения также полезны при исследовании других метаболических расстройств, таких как резистентность к инсулину и диабета 2 типа.

Как ожирение определяется одним из ключевых факторов риска НАЖБП, с высоким содержанием жиров, высоким сахарозу диета (HFHS), имитирующее в западном стиле с высоким содержанием жиров используется, чтобы вызвать ожирение у мышей. Впоследствии, степень стеатоза печени может быть оценено с использованием различных методов. Во-первых, масса тела и анализ состава тела с ядерно-магнитного резонанса (ЯМР) показывают, накопление липидов во время кормления. Жировой массы и мышечной массы может быть определена количественно в неинвазивной и в режиме реального времени способом.

Кроме того, магнитно-резонансная томография (МРТ) используется, чтобы показать, как всего тела и распределение жира в печени. Полутоновой сигнал анализа МРТ может быть преобразован в читаемом псевдо-цветного изображения, и интенсивностьшкала серого и цвет Hemi-количественному определению. Эта технология обеспечивает уникальные преимущества для измерения накопления липидов в организме живых животных. Во-вторых, гистологический анализ печени является наиболее часто используемым методом определения стеатоза печени. Гематоксилином и эозином (Н & Е) окрашивание дает гистологическое информацию, такую ​​как гепатоцитов морфологии и инфильтрацию макрофагов, в то время как окрашивание масляным красным O показывает размер и положение липидных капель в гепатоцитах. В-третьих, анализ содержание липидов с использованием экстракции хлороформ / метанол, является точным и количественное измерение печеночных липидов. Общие уровни триглицеридов и холестерина может быть измерена с биохимическими методами. Важно отметить, что липидный анализ экстракции и окрашивание масляным красным O также могут быть использованы в генетически трансформировано таким образом, или их фармацевтически лечение гепатоцитов.

Преимуществом данного способа является его использование нескольких оптимизированных подходов для создания печеночные моделей steatoticи всесторонне характеризуют фенотипов как в естественных условиях и в пробирке. Модели DIO мыши могут резюмировать патологии и метаболические фенотипы человека жировой болезни печени. Другие метаболические параметры у человека могут быть воспроизведены в этой модели и в 8. Поколение steatotic гепатоцитов модели в ответ на высокий уровень глюкозы плюс инсулина является эффективным, полезным и преодолевает ограничение дорогостоящим и трудоемким работы мыши. Взятые вместе, эти методы являются достаточными и необходимыми для изучения печеночной дисфункции липидов и резистентности к инсулину во время питательного перегрузкой.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Все экспериментальные протоколы животных были утверждены институциональной уходу и использованию животных комитета в Институте наук о питании, Шанхай институтом биологических наук, Китайской академии наук (Шанхай, Китай).

1. DIO Модель мыши

  1. кормление HFHS
    1. Кормите восемь недельных самцов мышей C57BL / 6 с HFHS, который содержит 40 ккал% жира и 40% сахарозы ккал. Дом их в 12 ч темно освещенности цикла.
    2. Держите мышей в состоянии HFHS диеты вскармливание в течение четырех до шестнадцати недель. Проверьте вес тела еженедельно.
  2. Анализ состава тела и анализа изображений псевдо-цвет
    1. Тема мышей к анализу тела анализатор состава.
      1. Закрепить сознательное, а не под наркозом мышей в пластиковой трубке в. Измеряют массу жира тела, мышечную массу, и жидкостей с помощью системы ЯМР, как это описано ранее 2.
    2. Сканирование всего тела каждой мыши с использованием системы МРТ.
      1. Обезболить мышей с 1% Avertin через внутрибрюшинной инъекции (25 мкл / г) и выполнять анализ изображений в специализированных стеклянных трубок.
        Примечание: Процесс визуализации длится около 0,5 ч для каждой мыши. Когда измерение будет завершено, возвращают мышей в их клетки.
    3. Сканирование целые тела мышей в спинном, средней и вентральной слоев; сканирование печени в вертикальном направлении. Используйте 0,55 T магнита и следующие инструментальные параметры: K пространство = 192 х 256 мкм, толщина секции = 3 мм, TE = 14.8 мс, TR = 400 мс, FOVRead = 100 мм, FOVPhase = 100 мм, а число сканирований = 8. сканирование с использованием того же магнитного состояния для всех групп мышей.
    4. Карта полутонового изображения на псевдо-цветное изображение в соответствии с интенсивностью сигнала 9.
  3. эвтаназии мышь
    1. Стерилизовать вскрытия трубонг инструменты, такие как щипцы и ножницы.
    2. Налейте достаточное количество изофлуран на бумажное полотенце и дайте изофлуран улетучиться в стеклянной банке. Убедитесь в том, что мыши усыпляют с помощью изофлуран.
    3. Закрепить мышей на операционном столе. Спрей каждый живот с 75% -ным этанолом, надрезать в дерме мечевидного отростка с помощью ножниц, и разрыв дермы в продольном направлении через среднюю линию с рук, чтобы выставить брюшины.
    4. Зажим мечевидного отростка с пинцетом и разрезать брюшину в ширину через нижнюю часть ребер, чтобы выставить внутренностей.
    5. Сбор крови в ЭДТА покрытием труб с помощью пункции сердца.
    6. Вырезать диафрагму вдоль печени и тщательно удалить печень от enterocoelia с помощью тонких ножниц. Вырезать три куска ткани печени для следующих измерений липидных: а) 6 х 3 х 3 мм для H & E окрашивания, б) 6 х 3 х 3 мм для окрашивания масляным красным O, и в) в дозе 20-40 мг печени для хлороформа / экстракции метанолом.
  4. H & E окрашивание
    1. Закрепить печень в 4% фосфатно-буферном растворе формалина ацетата при температуре 4 ° С в течение ночи, а затем вставлять его в парафин.
    2. Вырезать парафиновые срезы (5 мкм) и смонтировать их на предметные стекла для H & E окрашивания, как описано ранее , 3, 10.
  5. Окрашивание масло Red O
    1. Regent подготовка
      1. Подготовка нефти Красный O рабочий раствор с 10% -ным формалином, 60% изопропанола, гематоксилином и глицерина желе. Растворить 0,5 г порошка масла Красный O с 100 мл изопропанола и нагревают его в бане с температурой 60 ° для получения 0,5% маточного раствора.
      2. Развести с бидистиллированной водой (DDH 2 O) в соотношении 3: 2 (3 мл исходного раствора и 2 мл DDH 2 O). Фильтр рабочего раствора и дайте постоять в течение по крайней мере 10 минут при комнатной температуре.
    2. Вставить в печень Оптимальная температура резания (ОКТ) соединения в арLastic вложение коробка. Замораживание его при -20 ° С в течение 30 мин. Порезать на 8 мкм секций в морозильную микротома, крепление ткани на слайде, и поместить его при комнатной температуре в течение 30 мин.
    3. Поместите бумажное полотенце в нижней части окрашивающего ванны и налить небольшое количество 10% -ного формалина, чтобы смочить бумажное полотенце. Поместите слайд в ванне окрашивания и фиксации замороженных срезов в присутствии паров формальдегида в течение 5 мин при 4 ° С.
    4. Погрузите слайд в 60% изопропанола в окрашивании ванне в течение 3 с; повторить один раз.
    5. Добавьте несколько капель рабочего раствора масла Red O на слайд, чтобы покрыть все ткани и инкубировать в течение 15 мин. Защита ткани от света месте при комнатной температуре.
    6. Промыть слайд в новой 60% изопропилового спирта в окрашивании ванне в течение 3 с; повторить дважды.
    7. Осторожно промыть слайд через дистиллированную воду в два раза и удалить воду вокруг ткани. Убедитесь, что не высушить ткань.
    8. Поместите слайд в гематоксилином в течение 1 мин и осторожно промыть проточной водой в течение 5-10минимум Осторожно промойте слайд в дистиллированной воде дважды и не держать его в дистиллированной воде до готовности положить на покровное.
    9. Нагреть глицерин желе в микроволновой печи и поместите несколько капель на верхней части ткани. Аккуратно поместите покровное сверху и заботиться, чтобы не образовывать пузырьки.
    10. Обратите внимание на пятно под микроскопом и захватить характерные снимки с помощью 20х и 40х.
  6. Измерение липидов печени
    1. Поместите расчлененный ткани печени в новом 2-мл пластиковой центрифужной пробирки. Перемешать в 1 мл PBS с использованием гомогенизатора и передачи лизат в новую стеклянную трубку объемом 15 мл.
    2. Добавьте 5 мл смеси хлороформ / метанол (2: 1, об / об) раствора, вихревую смесь энергично в течение 1 мин, и выдержать в течение 2 ч на льду.
    3. Центрифуга при 1,650 мкг в течение 10 мин при 4 ° С; смесь должна разделиться на 3-х слоев: верхний слой метанола, средний белок диска, а нижний хлороформа и липиды.
    4. Tran SFER нижней фазы в новую стеклянную трубку с помощью стеклянной пастеровской пипеткой; нет необходимости, чтобы получить каждую каплю нижней фракции. Установите трубу в сторону на льду.
    5. Добавить 600 мкл 4 мМ MgCl 2 и 1,5 мл хлороформа в надосадочной фракции , оставшегося в предыдущей трубке и на вортексе. Инкубируют на льду в течение 30 мин и центрифугируют при 1,650 мкг в течение 10 мин при температуре 4 ° С.
    6. Объединить нижнюю фазу с первой нижней фазы трубки с помощью пастеровской пипеткой. Выбросить верхний и средний слои.
    7. Упаривают хлороформа в атмосфере азотного газа в бане с температурой 37 °. Промыть бокам стеклянных трубок тщательно с 200 мкл 1% Тритона Х-100 / хлороформ (об / об). Выпаривают в атмосфере азотного газа. Растворить липида с 200 мкл DDH 2 O и вихря хорошо сделать конечной эмульсии.
    8. Измерьте общую триглицеридов (ТГ) и холестерина (ТС) уровни с использованием набора триглицерида или холестерина в соответствии с протоколом производителяXref "> 3.
      Примечание: Липидные значения нормализуют по отношению к тем из концентраций белка в исходном гомогенате, как определено Количественную оценку белка 3.

2. Первичная мышь гепатоцитов Модель

  1. Выделение первичных гепатоцитов мыши
    1. Обезболить каждую мышь с 6% хлоралгидрата (10 мкл / г внутрибрюшинно).
    2. Изолировать первичных гепатоцитов, как было описано выше 10. Рост клеток на коллаген покрытием покровные стекла в 6-луночный планшет для окрашивания масляным красным O. Для экстракции липидов, семян клеток на 10 см для культивирования клеток блюдо 10 с.
  2. Лечение клеток и окрашивание масляным красным O
    1. Заменить среду с 2 мл голодной среды и инкубируют при температуре 37 ° С в течение 24 ч. Относитесь к нему с 30 мМ глюкозы и 100 нМ инсулина. Выдержите его в 37 ° C культуре инкубаторе в течение 24 ч.
    2. Аспирируйте среды. Добавить 2 мл PBS и вихрем осторожно прополоскать среду; повторить один раз.
    3. Закрепить покровное к слайду с резинкой. Защиту клетки прилипшие к наружной поверхности. Выполните окрашивание масляным красным O, как описано выше (этап 1.5).
      ПРИМЕЧАНИЕ: базальные уровни накопления липидов стимулируются с высоким содержанием глюкозы плюс лечение инсулином после сывороточного голодания. Липидные капли визуализировали окрашиванием масляным красным O.
  3. Измерение липидов
    1. Лечить гепатоциты с высоким содержанием глюкозы плюс инсулина в том же состоянии (этап 2.2.1). Добавить 1 мл PBS в каждую 10-сантиметровом клеточной культуральной чашке. Соскабливают клетки и собирать их в новые стеклянные пробирки объемом 15 мл, из которых аликвоты 100 мкл переносят на свежую 1,5 мл пробирки для белка количественной оценки.
    2. Добавить 4 мл смеси хлороформ / метанол (2: 1, об / об) в оставшихся 900 мкл клеток. Разрушать ультразвуком для приближенных 20 звуковых сигналов, а затем вихрь энергично, чтобы освободитьлипид в клетках. Выдержите смесь на льду в течение 2 ч. Выполните извлечение липидов (шаг 1.6).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Как показано на рисунке 1А, масса тела мышей была увеличена до 45 ± 1,2 г через 16 недель HFHS кормления, что примерно в 1,5 раза выше , чем чау группы рацион питания. Состав тела ЯМР анализ , показывающий массу жира и мышечную массу мышей показаны (рис 1B). Жировые распределения всего тела и печени определяли с помощью МРТ, и представительные псевдо-цветных изображений в живом, сознательному мышей показаны на рисунке 1C-D. Вес тела и состава тела были измерены и визуализированы в процессе кормления диеты HFHS.

Для дальнейшего рассекать steatotic фенотипы, мыши были пожертвованы, и анализ гистологические печени была выполнена. Окрашивание H & E и масло Красный O из печени показаны на рисунке 2А-В, в которой липидные капли растут больше и занимают места в большинствегепатоцитов после 4 месяцев кормления диеты HFHS. Степень печеночной стеатоза HFHS диеты кормили мышей легко визуализируется путем сравнения с чау диеты кормили мышей. Основными компонентами липидов, таких , как триглицеридов и холестерина, были измерены с экстракцией хлороформ / метанол (фиг.2с). У мышей DIO, перегрузка избыток питательных веществ вызвано аномальное накопление триглицеридов в печени. С данным ЯМР, МРТ и гистологического анализа, степень липидных отложений может быть определено точно и эффективно.

Как показано на рисунке 3, уровни липидов в первичных гепатоцитов индуцировали высоким содержанием глюкозы плюс инсулина в течение 24 ч. Накопленные липидные капли определяли путем окрашивания масляным красным O (фиг.3А), и количественный анализ липидов использовали впоследствии для измерения уровней триглицеридов и холестерина в гепатоцитах (рис 3б). Основываясь на этоммодель, эффекты генетической модификации или медикаментозного лечения на гомеостаз липидов в гепатоцитах могут быть исследованы в эффективным и быстрым способом.

фигура 2
Рисунок 1. Высоким содержанием жира, высокой сахарозы диета (HFHS) увеличивает ожирения и стеатоз печени у мышей. Восемь-недельных самцов мышей C57BL / 6 мышей кормили на Chow или HFHS диеты в течение 8 недель и 16 недель, соответственно. Вес (А) Тело мышей. Композиция (В) Тело мышей. - D) , представитель изображение магнитного резонанса мыши и печени. Белая область в полутонового изображения указывает на жир, в то время как красная область в псевдо-цветное изображение указывает на жир. Данные представлены в виде среднего значения ± стандартная ошибка (SEM), п = 5-8. * Р <0,05 по сравнению с Чоу диеты кормили мышей. Столбики ошибок обозначают SEM. Statisticaл анализ проводился с использованием Т-тест непарный, два Стьюдента. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

фигура 2
Рисунок 2. Анализ жировая дистрофия печени у мышей , получавших диету HFHS. Восемь-недельных самцов мышей C57BL / 6 мышей кормили на Chow или HFHS диеты в течение 8 недель и 16 недель, соответственно. (А) представитель полная морфология enterocoelia и печени. (B) , представитель Н & Е и окрашивание масляным красным O (шкала баров: 50 мкм). Нефть Красный O пятна жира и нейтральный жир, и красные точки указывают на липидные капли накапливаются в гепатоцитах. (C) Всего триглицеридов и холестерина уровни липидов печени извлечений с использованием метода хлороформ / метанол. Данные были нормализованы к тон вес печени, и представлены в виде среднего значения ± стандартная ошибка (SEM), п = 5-8. * Р <0,05 по сравнению с мышами, которых кормили чау диеты. Столбики ошибок обозначают SEM. Статистический анализ проводился с использованием Т-тест непарный, два Стьюдента. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 3
Рисунок 3. Стеатоз печени индуцируется в первичных гепатоцитов мышей , подвергшихся воздействию высоких концентраций глюкозы плюс инсулина. (A) , масло Красный O окрашивание культивируемых первичных гепатоцитов , обработанных без или с глюкозы и инсулина, как указано (шкала баров: 50 мкм). (B) , уровень триглицеридов в первичных гепатоцитов измеряли и нормализованы к концентрации белка. Данные представлены как среднее ±стандартная ошибка (СЭМ). * Р <0,05 по сравнению с контрольной группой. Столбики ошибок обозначают SEM. Статистический анализ проводился с использованием Т-тест непарный, два Стьюдента. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

НЖБП представляет собой ряд прогрессирующих заболеваний печени , что связано с метаболическим синдромом, ожирение, резистентность к инсулину или сахарным диабетом 2 типа (СД2) 11. Отличительной чертой НАЖБП является стеатоз, накопление липидов в гепатоцитах. Здесь спектр методов представлен для характеристики фенотипа и параметры жировая дистрофия печени с помощью DIO мышей и первичные гепатоциты мыши. Эта процедура может быть полезным для выяснения молекулярных механизмов НАЖБП и других связанных с ними метаболических заболеваний.

Объединение в естественных условиях и в пробирке анализов, эти методы обеспечивают всесторонний анализ и оценку жировая дистрофия печени. В настоящее время животные модели НАЖБП в основном состоят из генетических и пищевых моделей. Диета HFHS используется здесь, предназначен для имитации современный стиль диеты и достаточно, чтобы вызвать ожирение и стеатоз печени у мышей. Тем не менее, изучение молекулярных механизмов в Develoлипидного мат ветствующую защитную эк дерегулирования, анализ на основе клеток содержит очевидные преимущества по сравнению с исследования на животных, в том числе легкой манипуляции генетической мутации или медикаментозного лечения, а также относительно низких затрат и обязательств по времени. Для создания стеатоз печени в первичных гепатоцитов мышей, высокие концентрации глюкозы плюс инсулина используются для индукции накопления липидов, который является новым и эффективным в модели пробирке , чтобы имитировать в естественных условиях диеты индуцированной гипергликемии и гиперинсулинемии. Эта обработка также применима и к другим печеночных клеточных линий, таких как клетки HepG2. Принимая во внимание , что генетически модифицированные гепатоциты доступны для различных фармацевтических обработок, в пробирке steatotic модель , описанная здесь , преодолевает ограничения и отнимающих много времени шаги для генерации животных моделей с использованием амплитудно и с потерей функции подходов.

Состава тела анализа, включая ЯМР и МРТ, обеспечивают неинвазивные и в режиме реального времени данные олипида во всем теле и печени. Это неинвазивный, экономия времени, наглядных и полу-качественное измерение. Кроме того, точность анализа состава тела может быть значительно улучшена путем комбинирования других гистологических и биохимических показателей. Крайне важно и необходимо , чтобы определить , стеатоз печени в естественных условиях и в пробирке , используя H & E окрашивание, окрашивание масляным красным O и измерение липидов, все из которых являются золотым стандартом измерения для диагностики и классификации стеатоз печени.

Одним из недостатков данного способа является невозможность измерить воспаление и коллагена осаждения, когда простой стеатоз прогрессирует в гепатит, фиброз, и в конечном счете, цирроз и рак печени. Учитывая, что диета индуцированных у мышей с ожирением имеют низкую степень риска для развития НАСГ, текущий протокол является достаточным для оценки стеатоз печени у мышей DIO. Тем не менее, в условиях NASH, других биохимических показателей, таких как плазменные аланпе (АЛТ) и уровни аспартатаминотрансферазы (AST), следует использовать.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Финансирование: Эта работа была поддержана грантами от Национального фонда естественных наук Китая (№ 81270930, 31471129 и 31671224) и Сто талантов Программа Китайской академии наук (2013OHTP04) до Ю.Л.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
O.C.T compound SAKURA 4583
Oil Red O Sigma O0625-25G
Infinity Triglycerides kit Fisher Scientific TR22421
Infinity Cholesterol kit Fisher Scientific TR13421
Collagen type I, Rat tail Millipore 08-115
DMEM (low glucose) Invitrogen 11885-092
Penicillin / Streptomycin Invitrogen 15140-122
FBS Invitrogen 10099141
PBS cellgro R21-040-CVR
HBSS cellgro 20-021-CV
Insulin TOCRIS Bioscience 3435 dissolve in PBS, 1 mM for stock
Glucose Sigma G8270-100G
Microscope Olympus BX53
Peristaltic pump Longerpump BT100-2J
10 cm cell culture dish Corning 420167
6-well-plate Corning 3516
BCA assay Beyotime P0010
Nuclear Magnetic Resonance Niumag technology MiniQMR23-060H-I
High fat high surcose diet (HFHS) Research Diets D12327

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Angulo, P. Medical progress - Nonalcoholic fatty liver disease. New England Journal of Medicine. 346, (16), 1221-1231 (2002).
  2. Chen, X., et al. Hepatic ATF6 Increases Fatty Acid Oxidation to Attenuate Hepatic Steatosis in Mice through Peroxisome Proliferator-Activated Receptor Alpha. Diabetes. 65, (7), 1904-1915 (2016).
  3. Li, Y., et al. AMPK phosphorylates and inhibits SREBP activity to attenuate hepatic steatosis and atherosclerosis in diet-induced insulin-resistant mice. Cell Metab. 13, (4), 376-388 (2011).
  4. Li, Y., et al. Hepatic SIRT1 attenuates hepatic steatosis and controls energy balance in mice by inducing fibroblast growth factor 21. Gastroenterology. 146, (2), 539-549 (2014).
  5. Esau, C., et al. miR-122 regulation of lipid metabolism revealed by in vivo antisense targeting. Cell Metabolism. 3, (2), 87-98 (2006).
  6. Kanda, H., et al. MCP-1 contributes to macrophage infiltration into adipose tissue, insulin resistance, and hepatic steatosis in obesity. Journal of Clinical Investigation. 116, (6), 1494-1505 (2006).
  7. Cohen, J. C., Horton, J. D., Hobbs, H. H. Human fatty liver disease: old questions and new insights. Science. 332, (6037), 1519-1523 (2011).
  8. Hebbard, L., George, J. Animal models of nonalcoholic fatty liver disease. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 8, (1), 35-44 (2011).
  9. Chen, Y., et al. Highly effective inhibition of lung cancer growth and metastasis by systemic delivery of siRNA via multimodal mesoporous silica-based nanocarrier. Biomaterials. 35, (38), 10058-10069 (2014).
  10. Gong, Q., et al. Fibroblast growth factor 21 improves hepatic insulin sensitivity by inhibiting mammalian target of rapamycin complex 1 in mice. Hepatology. 64, (2), 425-438 (2016).
  11. Anstee, Q. M., Targher, G., Day, C. P. Progression of NAFLD to diabetes mellitus, cardiovascular disease or cirrhosis. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 10, (6), 330-344 (2013).
Оптимизированный анализ<em&gt; В Vivo</em&gt; и<em&gt; In Vitro</em&gt; Стеатоз печени
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Cui, A., Hu, Z., Han, Y., Yang, Y., Li, Y. Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis. J. Vis. Exp. (121), e55178, doi:10.3791/55178 (2017).More

Cui, A., Hu, Z., Han, Y., Yang, Y., Li, Y. Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis. J. Vis. Exp. (121), e55178, doi:10.3791/55178 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter