Introduction
La obesidad es un problema de salud creciente en los países desarrollados y en desarrollo. Se ha informado de que una de las condiciones coexistentes frecuentemente asociados con la enfermedad de hígado graso no alcohólico (NAFLD), con una prevalencia que oscila entre 30 y 100 por ciento en pacientes con NAFLD 1. Debido a la fuerte correlación entre el hígado graso y la obesidad, obesidad (DIO) modelos de ratón inducidos por la dieta son ampliamente utilizados para estudiar los mecanismos moleculares complejos asociados con el desarrollo de hígado graso no alcohólico 2, 3, 4, 5, 6. La esteatosis hepática es la etapa más temprana de hígado graso no alcohólico, y puede progresar a la esteatohepatitis no alcohólica (EHNA), cirrosis, y en última instancia, el cáncer de hígado 7. Por lo tanto, el objetivo general de este método es generar modelos animales y celulares de las condiciones esteatósicos hepáticas y para prOvide protocolos detallados para un análisis de lípidos eficiente y precisa. Estos modelos y las mediciones son también útiles para la investigación de otros trastornos metabólicos, tales como resistencia a la insulina y la diabetes tipo 2.
Como se identifica que la obesidad es uno de los factores de riesgo de hígado graso no alcohólico, un alto contenido de grasa, dieta alta en sacarosa (HFHS) que imita la dieta alta en grasas de tipo occidental se utiliza para inducir la obesidad en ratones. Posteriormente, el grado de esteatosis hepática puede ser evaluada utilizando diferentes métodos. En primer lugar, el peso corporal y el análisis de la composición corporal con la resonancia magnética nuclear (RMN) muestran la acumulación de lípidos durante la hora de comer. La masa grasa y masa magra se pueden cuantificar de una manera no invasiva y en tiempo real.
Además, la resonancia magnética (MRI) se utiliza para mostrar tanto la de todo el cuerpo y la distribución de hígado de grasa. La señal de escala de grises del análisis de MRI se puede convertir una imagen de color pseudo-legible en, y la intensidad dela escala de grises y el color es hemi-cuantificable. Esta tecnología proporciona ventajas únicas para la medición de la acumulación de lípidos en animales vivos. En segundo lugar, el análisis histológico del hígado es el método más comúnmente utilizado para determinar la esteatosis hepática. Hematoxilina y eosina (H & E) tinción histológica proporciona información, tales como la morfología de los hepatocitos y la infiltración de macrófagos, mientras que Oil Red O tinción muestra el tamaño y la posición de las gotas de lípidos en los hepatocitos. En tercer lugar, el análisis del contenido de lípidos mediante la extracción de cloroformo / metanol es una medida precisa y cuantitativa de los lípidos hepáticos. Los niveles totales de colesterol y triglicéridos se pueden medir con métodos bioquímicos. Es importante destacar que, el análisis de extracción de lípidos y Oil Red O tinción también se pueden utilizar en los hepatocitos tratados farmacéuticamente manipulado genéticamente o.
La ventaja del presente método es su utilización de múltiples enfoques optimizados para generar modelos esteatósicos hepáticasy caracterizar exhaustivamente los fenotipos tanto in vivo como in vitro. Los modelos de ratones DIO pueden recapitular la patología y metabólicas fenotipos de la enfermedad de hígado graso humano. Otros parámetros metabólicos en humanos pueden ser replicados en este modelo, así 8. La generación del modelo de hepatocitos grasos sometidos en respuesta a los altos de glucosa e insulina es eficiente, útil y supera la limitación del trabajo costoso y lento ratón. Tomados en conjunto, estos métodos son suficientes y esencial para el estudio de la disfunción hepática de lípidos y resistencia a la insulina durante la sobrecarga de nutrientes.
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Protocol
Todos los protocolos experimentales con animales fueron aprobados por el comité de cuidado de los animales y el uso institucional en el Instituto de Ciencias de la Nutrición, Shanghai Institutos de Ciencias Biológicas, la Academia China de Ciencias (Shanghai, China).
1. Modelo de ratón DIO
- alimentación HFHS
- Alimentar a ratones C57BL / 6 macho de ocho semanas de edad, con un HFHS que contiene 40 kcal% de grasa y 40% de sacarosa kcal. Alojarlos en 12 h condiciones del ciclo de luz-oscuridad.
- Mantener los ratones en HFHS condición de la dieta materna durante cuatro a dieciséis semanas. Compruebe semanalmente el peso corporal.
- Cuerpo análisis de la composición y análisis de imágenes pseudo-color de
- Se somete a los ratones a un análisis de la composición corporal analizador.
- Asegure ratones conscientes, no anestesiados en un tubo de plástico en el. Medir la masa grasa corporal, masa magra, y los fluidos que utilizan un sistema de RMN, como se ha descrito anteriormente 2.
- Escanear todo el cuerpo de cada ratón utilizando un sistema de resonancia magnética.
- Anestesiar a los ratones con 1% Avertin a través de inyección intraperitoneal (25 l / g) y llevar a cabo el análisis de imágenes en tubos de vidrio especializados.
NOTA: El proceso de formación de imágenes tiene una duración de casi 0,5 horas para cada ratón. Cuando se completa la medición, volver a los ratones a su jaula.
- Anestesiar a los ratones con 1% Avertin a través de inyección intraperitoneal (25 l / g) y llevar a cabo el análisis de imágenes en tubos de vidrio especializados.
- Análisis de todo el cuerpo de los ratones en dorsal, medio y capas ventrales; escanear el hígado en la dirección vertical. Utilice un imán 0,55 T y los siguientes parámetros instrumentales: el espacio K = 192 x 256 m, espesor de la sección = 3 mm, TE = 14,8 ms, TR = 400 ms, FOVRead = 100 mm, FOVPhase = 100 mm, y el número de exploraciones = 8. Scan usando la misma condición magnética para todos los grupos de ratones.
- Mapear la imagen en escala de grises de una imagen de pseudo-color en función de la intensidad de la señal 9.
- Se somete a los ratones a un análisis de la composición corporal analizador.
- la eutanasia del ratón
- esterilizar dissectiherramientas Ng, tales como pinzas y tijeras.
- Vierta suficiente isoflurano en una toalla de papel y dejar que el isoflurano se volatiliza en un frasco de vidrio. Asegúrese de que los ratones son sacrificados por el isoflurano.
- Fijar los ratones en una mesa de operaciones. Pulverizar cada abdomen con 75% de etanol, hacer una incisión en la dermis de la apófisis xifoides con unas tijeras, y rasgar la dermis longitudinalmente a través de la línea media con las manos para exponer el peritoneo.
- Abrazadera de la apófisis xifoides con unas pinzas y cortar el peritoneo a lo ancho a través de la parte inferior de las costillas para exponer las vísceras.
- Recoger la sangre en tubos con EDTA recubiertos por punción cardiaca.
- Cortar el diafragma a lo largo del hígado y retirar con cuidado el hígado a partir de las enterocoelia utilizando unas tijeras finas. Cortar tres piezas de tejido hepático para las siguientes mediciones de lípidos: a) 6 x 3 x 3 mm para la tinción H & E, b) 6 x 3 x 3 mm para Oil Red O tinción, y c) 20-40 mg de hígado de cloroformo / extracción con metanol.
- H & E tinción
- Fijar el hígado en 4% de acetato de formalina tamponada con fosfato a 4 ° C durante la noche y luego incrustarlo en cera de parafina.
- Los cortes de secciones de parafina (5 micras) y montarlos en portaobjetos de vidrio para tinción H & E, como se ha descrito previamente 3, 10.
- Oil Red O tinción
- preparación Regent
- Preparar la solución de trabajo Oil Red O con 10% de formalina, 60% de isopropanol, hematoxilina, y gelatina de glicerol. Disolver 0,5 g de Oil Red O en polvo con 100 ml de isopropanol y calentar en un baño de 60 ° C para hacer una solución de 0,5%.
- Diluir con agua doblemente destilada (ddH2O) en una proporción de 3: 2 (3 ml de solución de reserva y 2 ml de ddH2O). Se filtra la solución de trabajo y dejar reposar durante al menos 10 minutos a temperatura ambiente.
- Incrustar el hígado en el compuesto temperatura óptima de corte (OCT) en APLastic caja de empotrar. Congelar a -20 ° C durante 30 min. Cortarlo en secciones de 8 micras en un micrótomo de congelación, montar el tejido en una diapositiva, y colocarlo a temperatura ambiente durante 30 min.
- Coloque una toalla de papel en el fondo de una bañera de tinción y se vierte una pequeña cantidad de formalina al 10% para mojar la toalla de papel. Colocar el portaobjetos en la bañera de tinción y fijar las secciones congeladas de vapores de formaldehído durante 5 min a 4 ° C.
- Sumergir el portaobjetos en isopropanol al 60% en la bañera de tinción durante 3 s; repita una vez.
- Añadir unas gotas de solución de trabajo de Oil Red O a la diapositiva para cubrir todo el tejido y se incuba durante 15 min. Proteger el tejido de la luz a temperatura ambiente.
- Enjuague el portaobjetos en la nueva isopropanol 60% en la bañera de tinción durante 3 s; repetir dos veces.
- Enjuague suavemente el portaobjetos a través del agua destilada dos veces y eliminar el agua alrededor del tejido. Asegúrese de no secar el tejido.
- Colocar el portaobjetos en hematoxilina durante 1 min y enjuagar suavemente con agua del grifo durante 5-10min. Enjuague suavemente el portaobjetos en agua destilada dos veces y mantener la con agua destilada hasta que esté listo para poner en el cubreobjetos.
- Calentar la gelatina de glicerol en el microondas y colocar varias gotas en la parte superior del tejido. Coloque con cuidado el cubreobjetos en la parte superior y tener cuidado de no formar burbujas.
- Observe la mancha con un microscopio y capturar imágenes usando característicos de 20X y 40X.
- preparación Regent
- Medición de lípidos del hígado
- Coloque el tejido del hígado diseccionado en un nuevo tubo de centrífuga de 2 ml de plástico. Homogeneizar en 1 ml de PBS con un homogeneizador y transferir el lisado a un nuevo tubo de vidrio de 15 mL.
- Añadir 5 ml de cloroformo / metanol (2:, 1 v / v), vórtice la mezcla vigorosamente durante 1 min, y se deja reposar durante 2 horas en hielo.
- Centrifugar a 1650 xg durante 10 min a 4 ° C; la mezcla debe separarse en 3 capas: la capa superior de metanol, el disco proteína media, y la parte inferior de cloroformo y lípidos.
- tran sfer la fase inferior en un nuevo tubo de vidrio usando una pipeta Pasteur de vidrio; no hay necesidad de conseguir cada gota de la fracción inferior. Ajuste el tubo a un lado en el hielo.
- Añadir 600 l de 4 mM MgCl 2 y 1,5 ml de cloroformo a la fracción sobrenadante que queda en el tubo anterior y agitar vigorosamente. Incubar en hielo durante 30 min y se centrifuga a 1650 xg durante 10 min a 4 ° C.
- Combinar la fase inferior con el primer tubo fase inferior mediante pipeta Pasteur. Desechar las capas altas y medias.
- Evaporar el cloroformo bajo gas nitrógeno en un baño de 37 ° C. Lavar los lados de los tubos de vidrio a fondo con 200 l de 1% de Triton X-100 / cloroformo (v / v). Se evapora bajo gas nitrógeno. Disolver el lípido con 200 l de ddH2O y agitar bien para hacer la emulsión final.
- Mida el total de triglicéridos (TG) y colesterol (TC) niveles mediante el uso de un kit de triglicéridos o colesterol de acuerdo con el protocolo del fabricantexref "> 3.
NOTA: Los valores de lípidos se normalizan a los de las concentraciones de proteína en el homogeneizado inicial, según lo determinado por la cuantificación de proteínas 3.
2. Modelo de hepatocitos de ratón primaria
- Aislamiento de hepatocitos primarios de ratón
- Anestesiar a cada ratón con un 6% de hidrato de cloral (10 l / g por vía intraperitoneal).
- Aislar hepatocitos primarios, como se describió anteriormente 10. Se cultivan las células en cubreobjetos de vidrio recubiertos de colágeno en una placa de 6 pocillos de Oil Red O tinción. Para la extracción de los lípidos, sembrar las células en 10 cm placa de cultivo celular 10.
- El tratamiento con células y Oil Red O tinción
- Reemplazar el medio con 2 ml de medio de inanición y se incuba a 37 ° C durante 24 h. Tratarla con glucosa 30 mM y 100 nM de insulina. Incubar en una incubadora de cultivo de C 37 ° durante 24 h.
- Aspirar el medio. Añadir 2 ml de PBS y agitar suavemente para enjuagar el medio; repita una vez.
- Fijar el cubreobjetos al portaobjetos con una banda elástica. Exponer las células adherentes a la superficie exterior. Realizar la tinción Oil Red O como se describe anteriormente (paso 1.5).
NOTA: Los niveles basales de la acumulación de lípidos son estimuladas con un alto nivel de glucosa más el tratamiento con insulina después de la privación de suero. Las gotas de lípidos se visualizaron por tinción con Oil Red O.
- Medición de lípidos
- El tratamiento de los hepatocitos con alto contenido de glucosa e insulina en la misma condición (paso 2.2.1). Añadir 1 ml de PBS a cada 10 cm de placa de cultivo celular. Raspar las células y los cosechan en nuevos tubos de vidrio de 15 ml, de la que alícuotas de 100 l se transfieren a tubos frescos de 1,5 ml para la cuantificación de proteínas.
- Añadir 4 ml de cloroformo / metanol (2: 1, v / v) a los restantes 900 l de células. Someter a ultrasonidos para aproximadas 20 pitidos y luego agitar vigorosamente para liberarel lípido en las células. Incubar la mezcla en hielo durante 2 h. Realizar la extracción de lípidos (paso 1.6).
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Representative Results
Como se muestra en la Figura 1A, el peso corporal del ratón se aumentó a 45 ± 1,2 g después de 16 semanas de alimentación HFHS, que es aproximadamente 1,5 veces mayor que en el grupo de alimentación de dieta de pienso. Los análisis de la composición corporal de RMN que muestra la masa grasa y la masa magra de ratones se indican (Figura 1B). Las distribuciones de grasa de todo el cuerpo y del hígado se determinó por resonancia magnética, y las imágenes representativas pseudo-color en ratones vivos, consciente se muestran en la Figura 1C-D. La composición de peso corporal y el cuerpo se midieron y se visualiza durante el proceso de alimentación dieta HFHS.
Para diseccionar los fenotipos esteatósicos, los ratones fueron sacrificados y se realizó un análisis histológico del hígado. La tinción con H & E y Oil Red O de los hígados se muestra en la Figura 2A-B, en la que las gotas de lípidos se hacen más grandes y ocupan los espacios en la mayoríahepatocitos después de 4 meses de alimentación dieta HFHS. El grado de esteatosis hepática de los ratones alimentados con dieta HFHS se puede visualizar fácilmente mediante la comparación con los ratones alimentados con dieta Chow. Los principales componentes de los lípidos, tales como triglicéridos y el colesterol, se midieron con la extracción de cloroformo / metanol (Figura 2C). En los ratones DIO, el exceso de sobrecarga de nutrientes causada acumulación de triglicéridos anormales en el hígado. Con los datos de RMN, MRI, y el análisis histológico, el grado de deposición de lípidos se puede determinar de manera eficiente y con precisión.
Como se muestra en la Figura 3, los niveles de lípidos en los hepatocitos primarios fueron inducidos por la glucosa alta más insulina durante 24 h. Las gotitas de lípidos acumulados se determinaron mediante tinción con Oil Red O (Figura 3A), y se utilizó el análisis de lípidos cuantitativa posteriormente para medir los niveles de triglicéridos y colesterol en los hepatocitos (Figura 3B). Basado en estomodelo, los efectos de la modificación genética o tratamiento farmacéutico sobre la homeostasis de lípidos en los hepatocitos puede ser investigado de una manera eficiente y rápida.
Figura 1. alta en grasas, dieta alta en sacarosa (HFHS) aumenta la obesidad y la esteatosis hepática en ratones. C57BL macho de ocho semanas de edad / 6 ratones fueron alimentados con un pienso o la dieta HFHS durante 8 semanas y 16 semanas, respectivamente. De peso (A) del cuerpo de los ratones. Composición (B) del cuerpo de los ratones. (C - D) Imagen Representante de resonancia magnética del ratón y el hígado. El área blanca la imagen de escala de grises en indica la grasa, mientras que la zona roja de la imagen de pseudo-color indica la grasa. Los datos se representan como la media ± el error estándar (SEM), n = 5-8. * P <0,05 en comparación con los ratones alimentados con dieta Chow. Las barras de error representan el SEM. Statistical análisis se realizó mediante la prueba t no pareada una, de Student de dos colas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Análisis de la esteatosis hepática en ratones alimentados con una dieta HFHS. C57BL macho de ocho semanas de edad / 6 ratones fueron alimentados con un pienso o la dieta HFHS durante 8 semanas y 16 semanas, respectivamente. (A) morfología macroscópica Representante de enterocoelia y el hígado. (B) Representante H & E y tinción con Oil Red O (barra de escala: 50 micras). Oil Red O mancha la grasa y grasa neutra, y puntos rojos indican las gotas de lípidos acumulados en los hepatocitos. (C) de triglicéridos y colesterol Los niveles totales de las extracciones de lípidos en el hígado utilizando el método de cloroformo / metanol. Los datos se normalizaron a tque el peso del hígado, y se representan como la media ± el error estándar (SEM), n = 5-8. * P <0,05 en comparación con los ratones alimentados con la dieta de pienso. Las barras de error representan el SEM. El análisis estadístico se realizó mediante la prueba t no pareada una, de Student de dos colas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3. La esteatosis hepática es inducida en hepatocitos primarios de ratón expuestos a altos de glucosa e insulina. (A) con Oil Red O tinción de hepatocitos primarios en cultivo tratados con o sin glucosa y la insulina, según se indica (barra de escala: 50 micras). (B) Nivel de triglicéridos en los hepatocitos primarios se midió y se normalizaron a la concentración de proteína. Los datos se representan como la media ±el error estándar (SEM). * P <0,05 frente al grupo de control. Las barras de error representan el SEM. El análisis estadístico se realizó mediante la prueba t no pareada una, de Student de dos colas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Hígado graso no alcohólico es una serie de enfermedades hepáticas progresivas que se asocia con el síndrome metabólico, la obesidad, la resistencia a la insulina, o diabetes mellitus tipo 2 (DM2) 11. El sello distintivo de hígado graso no alcohólico es la esteatosis, la acumulación de lípidos en los hepatocitos. Aquí, un espectro de métodos se presenta para caracterizar los fenotipos y los parámetros de la esteatosis hepática utilizando ratones DIO y hepatocitos primarios de ratón. Este procedimiento podría ser útil para dilucidar los mecanismos moleculares de hígado graso no alcohólico y otras enfermedades metabólicas relacionadas.
La combinación in vivo e in vitro, estos métodos proporcionan análisis y las evaluaciones de la esteatosis hepática integrales. Actualmente, los modelos animales de hígado graso no alcohólico consisten principalmente en modelos genéticos y nutricionales. La dieta HFHS usa aquí se pretende imitar el estilo moderno y la dieta es suficiente para inducir la obesidad y la esteatosis hepática en ratones. Sin embargo, para estudiar los mecanismos moleculares en el desarropo de la desregulación de los lípidos, el ensayo basado en células contiene ventajas evidentes sobre estudio en animales, incluyendo una fácil manipulación por mutación genética o el tratamiento farmacológico, así como los costos relativamente bajos y compromisos de tiempo. Para generar la esteatosis hepática en hepatocitos primarios de ratón, altas concentraciones de glucosa e insulina se utilizan para inducir la acumulación de lípidos, que es un novedoso y eficiente modelo in vitro para imitar in vivo la hiperglucemia y la hiperinsulinemia inducida por la dieta. Este tratamiento es aplicable a otras líneas de células hepáticas, tales como células HepG2 también. Dado que los hepatocitos modificados genéticamente son accesibles a una variedad de tratamientos farmacéuticos, el modelo in vitro esteatósicos en descrito aquí supera la limitación y los pasos que consumen tiempo para la generación de modelos animales utilizando enfoques ganancia y pérdida de función.
Los análisis de la composición del cuerpo, incluyendo la RMN y MRI, proporcionar los datos no invasivos y en tiempo real enlípidos en todo el cuerpo y el hígado. Es una manera no invasiva, ahorro de tiempo, visualizable, y la medición semi-cualitativa. Además, la exactitud de los análisis de composición corporal se puede mejorar en gran medida mediante la combinación de otras mediciones histológicas y bioquímicas. Es crítico y necesario para determinar la esteatosis hepática in vivo e in vitro usando tinción H & E, Oil Red O tinción, y la medición de lípidos, todos los cuales son medidas estándar de oro para el diagnóstico y clasificación de la esteatosis hepática.
Una de las limitaciones del presente método es su incapacidad para medir la inflamación y la deposición de colágeno cuando esteatosis sencilla progresa a hepatitis, fibrosis, y en última instancia, la cirrosis y cáncer de hígado. Dado que los ratones obesos inducidos por la dieta tienen un bajo riesgo para el desarrollo de EHNA, el protocolo actual es suficiente para evaluar la esteatosis hepática en ratones DIO. Sin embargo, en la condición de NASH, otras mediciones bioquímicas, tales como plasma alaniaminotransferasa ne (ALT) y aspartato aminotransferasa niveles (AST), se deben utilizar.
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Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.
Financiación: Este trabajo fue apoyado por becas de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (Nº 81270930, 31471129, 31671224 y) y los cien talentos del programa de la Academia de Ciencias de China (2013OHTP04) a YL
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| O.C.T compound | SAKURA | 4583 | |
| Oil Red O | Sigma | O0625-25G | |
| Infinity Triglycerides kit | Fisher Scientific | TR22421 | |
| Infinity Cholesterol kit | Fisher Scientific | TR13421 | |
| Collagen type I, Rat tail | Millipore | 08-115 | |
| DMEM (low glucose) | Invitrogen | 11885-092 | |
| Penicillin / Streptomycin | Invitrogen | 15140-122 | |
| FBS | Invitrogen | 10099141 | |
| PBS | cellgro | R21-040-CVR | |
| HBSS | cellgro | 20-021-CV | |
| Insulin | TOCRIS Bioscience | 3435 | dissolve in PBS, 1 mM for stock |
| Glucose | Sigma | G8270-100G | |
| Microscope | Olympus | BX53 | |
| Peristaltic pump | Longerpump | BT100-2J | |
| 10 cm cell culture dish | Corning | 420167 | |
| 6-well-plate | Corning | 3516 | |
| BCA assay | Beyotime | P0010 | |
| Nuclear Magnetic Resonance | Niumag technology | MiniQMR23-060H-I | |
| High fat high surcose diet (HFHS) | Research Diets | D12327 |
References
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