Summary
מחקר נוירוטוקסיטי (AIDN) התפתחותי של חומר הרדמה (AIDN) מתמקד במכרסמים, שאינם חלים באופן נרחב על בני אדם. מודלים שאינם פרימאטים אנושיים הם רלוונטיים יותר, אבל הם עלות אוסרני וקשה לשימוש לצורך ניסויים. חזירון, לעומת זאת, הוא אידיאלי מבחינה קלינית, מעשית מודל חייתי אידיאלי לחקר neurotoxicity הרדמה.
Abstract
לא ניתן למנוע הרדמה במקרים רבים כאשר נדרשת ניתוח, במיוחד אצל ילדים. מחקרים שנעשו לאחרונה בבעלי חיים העלו חששות כי חשיפה להרדמה עלולה להוביל לאפופטוזיס נוירונים, הידועה כנוירוטיוניות התפתחותית המושרה על ידי הרדמה (AIDN). יתר על כן, כמה מחקרים קליניים בילדים הראו כי חשיפה הרדמה עלולה להוביל לליקויים נוירו-התפתחותיים בשלב מאוחר יותר בחיים. עם זאת, המודל החייתי האידיאלי למחקר פרה-קליני טרם התפתח. החזירון הניאונטלי מייצג מודל יקר למחקר פרה-קליני, שכן הם חולקים מספר מדהים של קווי דמיון התפתחותיים עם בני אדם.
האנטומיה והפיזיולוגיה של חזירונים מאפשרות ביצוע של תנאים קפדניים אנושיים, הן בהישרדות והן בהישרדות. צנתור עורק הירך מאפשר מעקב צמוד, ובכך מאפשר תיקון מיידי של כל סטייה של החזירונים של סימנים חיוניים chemistries. אניבנוסף, יש דמיון התפתחותי מרובות בין חזירונים לנואטים אנושיים. הטכניקות הנדרשות כדי להשתמש חזירונים לניסויים ידרוש ניסיון לשלוט. מרדים ילדים הוא חבר קריטי של צוות החקירה. אנו מתארים, במובן הכללי, את השימוש הנכון של מודל חזרזיר עבור מחקר neurodevelopmental.
Introduction
מדי שנה, מיליוני ילדים בארה"ב מקבלים הרדמה כללית, רבים מהם מתחת לגיל 4 שנים. הרדמה נוירו-התפתחותית של הרדמה (AIDN) הפכה למוקד של מחקר הרדמה לילדים, שכן זה הפך להיות הכרחי כדי להבין את ההשפעות של הרדמה על המוח לא מפותח. מחקרים קודמים הראו כי הרדמה נפוץ, כגון isoflurane, יכול לגרום לאפופטוזות עצבית מוגברת במוחם של בעלי חיים צעירים. מחקרים בילדים הניבו תוצאות חד משמעיות 2 . הבנת הפתוגנזה של AIDN, זיהוי מטרות טיפוליות פוטנציאליות למניעתן או לשיפורן, ותיאור משטרי ההרדמה הבטוחים ביותר, הפכו למטרה דחופה של קהילת ההרדמה בילדים. המטרה העיקרית של מחקר זה היתה לפתח מודל אופטימלי של בעלי חיים ושיטה לכימות ההשפעות של הרדמה על המוח המתפתח, וכן לעורר בזהירות תוכנן לחקור את בטיחותם של הרדמה בשימוש נרחב כיום.
בסקירה שיטתית של הגוף הנוכחי של הספרות הפרה-קלינית על AIDN, החוקרים ציינו הטרוגניות מתודולוגית משמעותית ביותר מ -900 מחקרים 3 . רבים ראו בכך קריאה למודל פרה-קליני רלוונטי מבחינה קלינית ומעוצב היטב, שעדיין לא קיים למרות כמה שנים של מחקר בנושא זה. רוב מודלים מכרסמים, מתוך הצורך, להשתמש בגישה שאינה מאפשרת ניטור פיזיולוגי קפדני, דגימת דם, או אוורור מכני. מכיוון שהמוח רגיש להפליא לשסעים פיזיולוגיים, קשה להסתמך על התוצאות של מודלים כאלה. מטרתו העיקרית של פיתוח מודל זה הייתה לעצב אותו כך שכל המשתנים הפיזיולוגיים, כגון פרמטרים של גז, טמפרטורת הגוף, פרמטרים נשימתיים וכו ', יהיו תחת פיקוח ותיקון בעת הצורך.
Ss = "jove_content"> בנוסף, מכיוון שהנוירוטוקסיטי של ההרדמה עשוי להיות תלוי בהתפתחות ההתפתחות של המוח בזמן החשיפה, יש לבחור מודל בעל חיים שיכול לחקות בצורה הטובה ביותר את הפיתוח והמבנה של המוח האנושי הניאונטלי, כדי למקסם את הרלוונטיות translational של התוצאות 4 . המודל החזירון המתורגם מספק את רמת הרלוונטיות הקלינית המבוקשת בסקירות ובמאמרי מערכת אלה, שכן הוא נועד לענות על צורך זה בנתונים פרה-קליניים רלוונטיים שיכולים ליידע מחקרים קליניים עתידיים.
Isoflurane, A GABA סוג A (GABA) קולטן אגוניסט ו חלש NMDA אנטגוניסט חלש, הוא משמש בדרך כלל הרדמה inhaled קליני בפועל ברחבי העולם. הרדמה נחשבת בטוחה כל עוד הם לא גורמים לירידה בלחץ הדם או היפוקסיה; עם זאת, אפקטים מתוחכמים יותר עשויים להתרחש. כאשר המוח חשוף להרדמה כללית, האיזון של GABA אגוניזם ו אנטגוניזם NMDA הוא שיבשו, וכתוצאה מכך שינויים בארכיטקטורה הסלולרית, קישוריות, ואת הפונקציה. בנוסף, בעוד GABA הוא בדרך כלל נוירוטרנסמיטר מעכב, זה ידוע להיות מרגש במוח לא מפותח 5 . בדיוק כאשר המעבר של GABA מ exitatory כדי מעכב מתרחשת אינה מובנת היטב, והוא ככל הנראה תלוי מינים.
כאשר חוסר איזון בין קלט מעורר ומעכב במוח מתרחש במהלך מה שמכונה "התפרצות מוחית", הדיסרגולציה האקסיטוטוקסית כתוצאה מהמסלולים המולקולריים הקריטיים עלולה להוביל להתפתחות נוירו-התפתחותית לא תקינה, כגון ניוון מוחי אפופטוטי. בנוסף אפופטוזיס מוגבר, מתח חמצוני ודלקת עשוי גם להיות המושרה, תוך התפשטות תאים עצביים, הגירה העצבית, ו arborization axonal להיות מדוכאים או dysregulated 6 . התוצאה הסופית היא הפרעות נוירו-קוגניטיביות שעלולות להתפתח אל תוך הערפול2 .
כדי למדוד ישירות את ההשפעות הנוירוטוקסיות של isoflurane על יונקים צעירים, חזירונים neonatal משמשים. חזירונים חולקים יותר קווי דמיון ל- CNS עם בני אדם מאשר כל יונק אחר, וככזה, הדמיון הנוירו-התפתחותי והנוירונטומי שלהם הופך אותם לבעלי חיים אידיאליים עבור מודל יונקים קליני רלוונטי מבחינה קלינית של AIDN. גם לבני אדם וגם לחזירונים יש מוח גירנספאלי, החולקים קווי דמיון באופי ובהפצה של gyri במוח, חומר אפור וחומר לבן. היפוקמפוס חזרזיר, גרעיני הבסיס, גזע המוח הם גם דומים טופוגרפית לזה של בני אדם 7 . מבחינה התפתחותית, חזירונים הם אחד היונקים הלא אנושיים המעטים שעוברים צמיחת המוח והמינלינציה. ברחם, מוח האדם וחזירים כאחד עוברים צמיחה משמעותית במהלך ההיריון בסוף השליש. בקורלציה, בלידה, מוח האדם וחזירזיר הם 27% ו -25% מהמוח הבוגר, בהתאמה. הדמיית תהודה מגנטית חשפה כי מוח חזרזיר בן שבוע אחד הוא בערך שווה למוח האנושי בן חודש אחד במונחים של התבגרות עצביים דבורריזם arborization 9 . בנוסף, חזרזיר המוח האנושי חולקים קווי דמיון רבים לגבי דפוסי neurodevelopment. לדוגמה, את הביטוי ואת רצף mRNA של reelin 10 , ההפצה הטופוגרפית של נוירונים 5-HT 11 , ואת סגירת הצינור העצבי 12 מקבילים לכל מה שנראה בבני אדם. יתר על כן, יש הומולוגיה רחבה בין הגנום של חזירונים ובני אדם 13 .
יש להבין את הרלוונטיות של המודל החייתי בהקשר של הפתולוגיה האנושית, במיוחד ביחס לבגרות המוח ולפאתוביולוגיה של התינוק האנושי. רוב מחקרי הרעילות הקיימים משתמשים במודל מכרסמים, עם מספר מועט של לא-אנושייםמודלים פרימטים. עם זאת, מכרסמים פרימטים לא יכול להיות בעלי חיים אידיאלי לחקירת AIDN.
למרות בשימוש נרחב, מוח מכרסמים שונים מאוד מזו של בני האדם לאורך כל הפיתוח. בעיקר, מכרסמים בעלי המוח lissencephalic (או חלקה). למוח המכרסם אין את הג'ירי והסולצ'י האופייניים לאורגניזמים מורכבים יותר מבחינה נוירולוגית. מוח מכרסמים גם עוברת התפתחות מוחית לאחר לידה 14 , שונה לבני אדם וחזירונים. זה כבר ציין כי ישנם וריאציות של הפגיעות של אזורים במוח שונים כדי הרדמה anhhetic 15 . לכן, חשוב שהמודל החייתי לחקר AIDN יהיה בעל מוח הדומה מבחינה נוירו-התפתחותית ונוירונטומית בדומה לזו של האדם, כדי להדגים בצורה הטובה ביותר את השינויים במוח כתוצאה מהרדמה, שעשויים להיראות אצל חולי ילדים. כפי שתואר לעיל, חזירונים בעלי מוח שאניS הרבה יותר מתאים לתפקיד זה. יתר על כן, הצורות הנפוצות של בדיקות נוירו-קוגניטיביות של מכרסמים, כגון למידה מרחבית וזיכרון המוערכות במבוך המים של מוריס, אינן רלוונטיות באופן ישיר או משוות להערכות הנוירו-קוגניטיביות אצל ילדים צעירים. אחד היתרונות של שימוש חזירונים עבור מדעי המוח ההתפתחותית היא שהם מאוד מקובל לבדיקות neurocognitive, אפילו בגיל צעיר. בדיקות נוירו-קוגניטיביות רבות הנחשבות שימושיות עבור מינים אחרים של יונקים שימשו בהצלחה ואומתו בחזירים. בעוד שעדיין מתפתח שדה, הערכה נוירו-קוגניטיבית בחזירונים כוללת בדיקות מורכבות יותר, המחקות טוב יותר את הגירעונות האנושיים, כגון בדיקת מוטות קווית 17 , 18 ומבחן מראה מרחבי במראה 19 . בדיקות מוטוריות עם קרן נוטה, כחלק מחקר פגיעה טראומטית המוח חזירונים, מראה אמינות גבוהה בהערכהשל פונקציה מוטורית. מבחן המראה מראה את הזיכרון של הסביבה הסביבתית בתוספת הכרה וניצול של תמונה משתקפת כדי לחפש את תגמול המזון.
מאידך גיסא, פרימטים לא אנושיים עשויים להיות מודל מתאים יותר ללימודי הרדמה לילדים, אך ישנם מספר גורמים אוסרניים, כולל עלות וקושי בשימוש. בנוסף, הם רגישים מאוד לתנאי גידול מוקדמים, במיוחד מתח והפרדה אימהית 20 . גורמים חשובים לחקר AIDN, כגון מאפננים אלוסטריים, יחסי קולטן-ליגנד, שינויים לאחר טרנסלוציאציה, יצירות תת-יחידות קולטן וריאציות חלופיות חלופיות, אינם ידועים במקרה של פרימטים. הסיבה לכך היא כי גנים הרלוונטיים מושגים כאלה לא משובטים. לעומת זאת, הם משובטים בחזירים. ככזה, רק עבודה מוגבלת נעשתה פרימטים לא אנושיים 21 , 22
מודל החזירון מבוסס על היתרונות של המודלים למכרסמים ולא-אנושיים: הוא יעיל, קל לשימוש יחסית למחקרים פרימטים שאינם אנושיים, והוא דומה מבחינה נוירו-נאטית ונוירופיזיולוגית למוח האנושי של הילד. השימוש בחזירזיר במחקר מדעי המוח גדל בשנים האחרונות, כולל מספר מחקרים שבחנו את התנאים הנוירו-דלקתיים לילדים. השפעות של זיהום נגיפי נשימתי על ההיפוקמפוס ועל למידה מרחבית 23 , הפחתת מוות של תאי המוח בעקבות שבץ 24 , neurogenesis בעקבות פגיעה מוחית טראומטית 25 , ופעילות האנזים במהלך ההתקפים 26 הם חלק מהמחקרים שהשתמשו חזירונים ילודים. זה גוף גדל והולך של הספרות נותנת כוח ההתאמה ואת הקיימות של המודל חזרזיר קלינית רלוונטי מאוד לשחזור לחקר anestheSia- המושרה neurotoxicity.
Protocol
חזירונים בריאים, מקומיים ( Sus scrofa) מתקבלים מחווה שאושרה על ידי אוניברסיטת אוהיו באוניברסיטה טיפול בבעלי חיים מוסדיים ועדת שימוש (IACUC). כל הניסויים בבעלי חיים מבוצעים בהתאם מדיניות אוניברסיטת אוהיו IACUC, לאחר אישור פרוטוקול.
1. בעלי חיים וטיפול בבעלי חיים
- השתמש חזירונים זכר בניסוי זה כדי לחסל את ההשפעות המבלבלות פוטנציאל של סקס. הערה: אם המטרות הניסוייות כוללות הערכה של ההשפעות של הניסוי על חיות בזמן תקופת הצמיחה המקסימלית של המוח, אין להשתמש חזירים מעל 14 ימים.
- תזמן את חזירונים להגיע vivarium לפחות 24 שעות לפני הניסוי כדי לאפשר הסתגלות לסביבה.
הערה: טכנאים וטרינריים מאומנים בפיקוח וטרינרים מורשים מספקים טיפול שגרתי בבעלי חיים.- שמור על חזירונים בכלוב בודד טמפרטורה בודדים לתת תזונתייםNally להשלים, מסחרי חזרזיר חלב מחליף המודעה libitum. לספק את החיות עם שמיכה צעצוע. ברציפות לפקח על הטמפרטורה במארזים בעלי חיים.
- לצורך זה בדיקת היתכנות ראשונית, השתמשו 18 חזירונים עבור זרוע isoflurane ו 22 חזירונים עבור הזרוע שליטה. בצע חישובים גודל המדגם מבוסס על תכנון המחקר במידת האפשר. אקראי החזירונים הזמינים לקבוצת הביקורת או החשיפה לאורך החשיפה המתאים. מניסיון, גם עם חוקרים מרובים, מצפים להיות מסוגלים לבצע לא יותר מ 2 ניסויים ליום (2 בעלי חיים סה"כ).
2. בקרת בעלי חיים
- אין לבצע התערבות ניסויית בבעלי חיים.
- לעורר הרדמה כללית עמוקה באמצעות מסיכת קונוס פנים עבור הליך זלוף אוסף רקמות. באופן ספציפי, לאחר תקופת ההארכה 24 שעות, להרדים את חזירונים עם 5% isoflurane או 8% sevoflurane ב 100% חמצן <מסיכת קונוס. אין להשתמש desflurane עבור אינדוקציה.
הערה: הזמן בין אינדוקציה של הרדמה למוסד של זלוף PBS קר צריך להיות קצר ככל האפשר. טכנאים מנוסים יכולים להשלים את התהליך הזה תחת 5 דקות.- אישור עומק נאות של הרדמה על ידי חוסר רפלקס קמצוץ dewclaw באמצעות מהדק כירורגי.
- כדי למנוע העלמות היפוקסי / איסכמי למוח, לפקח על חזרזיר באמצעות oximeter הדופק כדי להבטיח תחזוקה נאותה של חמצון, אוורור, ותפקוד הלב עד זלוף של פוספט שנאגרו מלוחים קר (PBS) מתחיל.
הערה: כדי לספק הגנה נוספת מפני נזק לרקמות, לארוז את החיה (כולל הראש) בקרח לאחר אינדוקציה של הרדמה.
- בצע זלוף transcardiac.
הערה: בגלל paraformaldehyde משמש, הליך זלוף צריך להתבצע תחת מכסה המנוע קטר או על שולחן downdraft.- לעשות craniocaudal אניNcision לאורך אורך החזה באמצעות אזמל. עומק החתך צריך להיות מספיק כדי לחשוף את עצם החזה.
- בזהירות, לבצע sternotomy קו האמצע עם זוג מספריים כבדים חדים, הימנעות נזק ללב, הריאות, או הסרעפת. אם יש צורך, במקום אצבע ממוקם בין ההיבט האחורי של החזה ואת התוכן intrathoracic כדי למנוע פציעות. לתמרן אצבע לתוך mediastinum על ידי ביצוע קטן (בגודל אצבע) חתך הסרעפת.
- לאחר הכניסה לחלל בית החזה, לשמור על כלוב צלעות פתוח באמצעות מפשק שמירה עצמית.
- לחתוך את קרום הלב באמצעות מלקחיים זוג מספריים, חושף את הלב פועם. היזהר לא לפגוע בלב.
- לזהות את החדר השמאלי בזהירות במקום צינורית (כגון 14 angiocatheter G) דרך השיא של החדר. הסר את המחט, עוזב את הקטטר במקום.
הערה: היזהר לא לנקב את הקיר האחורי של החדר.שיבת דם pulsatile מן הקטטר מציין כי היא ממוקמת כראוי. הדם יכול בקלות להיות שנדגמו מן החיה בשלב זה. - לאחר זיהוי אטריום הנכון, לבצע atriotomy על ידי ביצוע חתך גדול באטריום עם מספריים כדי לאפשר exsanguination ואת בריחה של perfusate.
הערה: יש להמשיך באיזופלוראן באמצעות שאיפה עד שימות המוות הלבבי. מוות לב הוא אושר על ידי חוסר נצפתה ישירה של תפוקת הלב.
- מרוויחים את חזרזיר באמצעות perfusate המורכב קר (4 ° C) פוספט שנאגרו מלוחים (PBS) המכיל הפרין בריכוז של 5 יחידות לכל מ"ל. Perfuse ב 300 מ"ל לדקה במשך 5 דקות או עד הפתרון פועל ברור.
- השתמש זהירות כי צינורית זלוף אינו הופך dislodged במהלך זלוף. השתמש משאבת peristaltic זמין מסחרית עבור זה וכל שאר perfusions.
- בצע hemicraniectomy מחדשלהעביר חצי כדור אחד של המוח לניתוח רקמות טריות.
הערה: פרוטוקול זה מאפשר אחזור של חצי כדור אחד של רקמות מוח טריות. חצי הכדור השני קבוע. אם לא נדרש רקמות חדשות, דלג לשלב 2.6.- במהלך הליך זה, להמשיך את זרימת PBS קר כקרח בקצב של 50 מ"ל לשעה על מנת להבטיח כי המוח נשאר קר.
- ביצוע חתך אורכי בקרקפת לאורך תפר sagittal עד magnum foram באמצעות איזמל. במהלך התהליך, להשתמש לחץ המשרד כדי ליצור ניקוד בגולגולת. משקפים את הקרקפת לחשוף את הגולגולת כולה.
- באמצעות rongeurs ומתחילים מגנום foramen, להסיר את הגולגולת בצד אחד על ידי הוספת רונג 'רס בין הגולגולת לבין דורה מאטר, בזהירות זה לא כדי לפגוע ברקמת המוח הבסיסית. הסר עצם בחתיכות, באמצעות rongeurs לחטט אותו מן parenchyma המוח.
- לאחר הגולגולת הוסר, חתך ולהסיר את duRa mater באמצעות מלקחיים ומספריים, שוב בזהירות לא לפגוע רקמת המוח הבסיסית.
- מניחים להב סכין בין שתי ההמיספרות כדי לחלק בקפידה את corosus callosum.
- באמצעות כלי שטוח כגון סוף ידית רחבה של מלקחיים, לחזור בעדינות האונה הפרונטלית, בהדרגה לנתק את עצבי הגולגולת, עובד קדמי עד אחורי. בהיבט האחורי ביותר של ההמיספרה, להשתמש באזמל לחתוך את חוט השדרה. הסר את חצי הכדור בחצי הכדור .
הערה: רקמת מוח לא מסודרת היא שברירית. היזהר בעת הסרת חצי הכדור כדי למנוע הפרעה של אספקת הדם הנותרים של כדור הארץ. - חלק את חצי הכדור הוסר. אם צוין, פלאש מיידי להקפיא 2-methylbutane מקורר ל -160 מעלות צלזיוס באמבט חנקן נוזלי כדי למנוע התמוטטות רקמות, ומאוחסנים מיד ב -80 מעלות צלזיוס לניתוח מאוחר יותר.
הערה: אנו ממליצים חתך המוח coronally ב 2 מ"מ במרווחים באמצעות מטריצה, אבל detai ספציפיLs של חתך יהיה תלוי מטרות ניסיוני ספציפי.
- לשנות את perfusate ל paraformaldehyde 4% (PFA). המשך זלוף PFA ב 300 מ"ל לדקה לפחות 5 דקות.
זְהִירוּת! PFA הוא רעיל, להימנע ממגע עם העור, העיניים, או רירית הממברנות. אין לשאוף אדי PFA. - מצפה חזירון של הגוף כדי להקשיח עקב היווצרות של aldehyde cross-linkages להיות שנוצר בשריר. לאחר זלוף של PFA הושלמה, להסיר את המוח הנותרים באופן זהה לזה המתואר בשלב 2.5.5.
הערה: המוח perfused כראוי יהיה חיוור לחלוטין exsanguinated.- מניחים את חצי הכדור הנותר במיכל קטן עם PFA טרי 4% ב 4 מעלות צלזיוס. שמור את חצי הכדור ב PFA עבור 24-48 שעות כדי להשלים את תהליך קיבעון.
- לאחר 24-48 שעות, להזיז את המוח הקבוע לפתרון של PBS המכיל 0.1% נתרן אזיד, כפי שהוא חיוני כדי למנוע קיבעון יתר. קיבוע יתר עלול לגרום לסרטןהמלך של epitope או חזקה שאינם מכתים רקע ספציפי. תוספת של אזיד הנתרן מונעת צמיחה חיידקית.
הערה: הרקמה יכולה להיות מאוחסנת עד חודש אחד ב 4 מעלות צלזיוס.
3. Isoflurane (ניסיוני) בעלי חיים
הערה: כל הרדמה או התערבות ניתן להשתמש, אבל אנחנו לא ממליצים desflurane עבור אינדוקציה שאיפה.
- השראה ותחזוקה של הרדמה:
- בצע את ההרדמה באמצעות תחנת הרדמה קלינית מצויד במכונת הנשמה ומכשירים לניטור ילדים.
- לאחר תקופת ההאכלה 24 שעות, להרדים את חזירונים עם sevoflurane 8% ב 100% O 2 דרך מסכה קונוס פנים.
- ברציפות לפקח oximetry הדופק, לחץ דם לא פולשני, אלקטרוקרדיוגרפיה, הטמפרטורה במהלך תקופת אינדוקציה בכל עת במהלך הליך המחקר.
- לאחר אינדוקציה, tvrate sevoflurane או isofluRane לריכוז המאפשר עומק נאות של הרדמה תוך הבטחת נשימה ספונטנית מתמשכת (בדרך כלל בריכוז של 3-4%).
- מניחים 24 קטטר תוך ורידי היקפי וריד באוזן השוליים ( איור 1 ).
- מניחים את חזרזיר במצב שכיבה שכיבה עבור אינטובציה קנה הנשימה ( איור 2 , פאנל א). השתמש מילר # 1 או # 1.5 להב כדי להקל על מכשור של hypopharnx ואינטובציה של קנה הנשימה. הערה: יש צורך במפעיל ועוזר מנוסה במהלך laryngoscopy.
- יש עוזר לעקור את הלשון של החיה באמצעות גזה יבש כדי להקל על החשיפה של הגרון הדמיה של מיתרי הקול ( איור 2 ב ' ).
הערה: epiglottis חזרזיר דומה מבחינה מורפולוגית לזה של בני אדם ( איור 2 ג ). חזירון ווקאליDS יכול להיות קשה לדמיין שכן הם כמה מילימטרים עמוק בתוך מפרצון הגרון ( איור 2 ד ). - מעקפים את הקנה: מניחים את קצה הלהב laryngoscope מתחת epiglottis ולהרים את הלהב כלפי מעלה כדי לחשוף את הגרון.
- לפני המיקום של הצינור לתוך קנה הנשימה, לרסס את מיתרי הקול עם 0.5 מ"ל של לידוקאין 2% כדי למנוע laryngospasm במהלך המעבר של צינור endotracheal, כמו חזירים נוטים במיוחד כדי laryngospasm.
- יש עוזר לעקור את הלשון של החיה באמצעות גזה יבש כדי להקל על החשיפה של הגרון הדמיה של מיתרי הקול ( איור 2 ב ' ).
- במקום ולאבטח צינור קנה הנשימה באף 3.0 מ"מ.
- ודא צליל נשימה דו-צדדית וגז דו-חמצני של פחמן דו-חמצני מתמשך באמצעות שימוש בחזה עם סטטוסקופ ו- EtCO 2 .
- לנפח את הריאות חזרזיר ללחץ בדרכי הנשימה רציפה של 20 ס"מ H 2 O. ואז, לנפח את השרוול של צינור endotracheal כדי הלחץ המינימלי הנדרש כדי למנוע דליפת אוויר בלחץ של 20 ס"מ H
- נורמקסיה ונוראוקרביה נשמרים במהלך הרדמה.
- התחל הממשל של 2% isoflurane ב 50% חמצן / 50% אוויר. Titrate חמצן כדי לשמור על PaO 2 של 90-100 מ"מ כספית. המשך במשך 3 שעות (או משך הניסוי הרצוי).
- החל משחה עיניים על העיניים כדי למנוע יובש למשך ההרדמה.
- להתחיל צנתור עורק הפמוראלי לאחר תחילת של isoflurane 2%.
- ניהול אנטיביוטיקה רחבת היקף לפני החתך (cefazolin, 25 מ"ג / ק"ג) דרך קו תוך ורידי היקפי כדי למנוע זיהום באתר כירורגי.
- לעקר את שתי המפשעות באמצעות chlorhexidine כהים כדי להבטיח שדה סטרילי תקין, ומקום וילון סטרילי מתאים ( איור 3 B ). לכל הפחות, צוות המשתתפים בניתוח הישרדות צריך ללבוש כובע כירורגי, מסכה, כפפות סטריליות, והגנה על העין.
- דשד את הדופק הירך בקפל המפשעה באמצעות אינדקס ואצבעות באמצע.
- הפוך שטחית, 1.5 ס"מ, craniocaudal חתך באמצעות אזמל ( איור 3 ג ).
- לנתח בין שני ראשים של שריר gracilis באמצעות מכשיר קהה, כגון hemostat כירורגי או במספריים קהה התהפך ( איור 3 ד ).
הערה: הצוואר העצבי היראלי נמצא בדרך כלל בין לבין רק עמוק לשני השרירים האלה. ( איור 4 א ). - באמצעות לולאות כלי הדם או עניבות משי, לבודד את העורק בקצה הפרוקסימלי והדיסטלי. השתמש בלולאה כדי למשוך את העורק עד לרמה של העור distally ( איור 4 ב ' ).
- בזמןהצבת המתיחה על הקשר הפרוקסימלי מספיק כדי להפריע לזרימת הדם, לעשות arteriotomy קטן עם זוג מספריים tenotomy.
- היזהר לא לעבור את העורק. ארטריוטומיה קטנה מספיקה. לחלופין, להשתמש בגישה מחט וחוט לגשת לעורק ( איור 4 ג ).
- מתיחה עדינה על עניבה הפרוקסימלי ימנע אובדן דם מופרז בכל נקודה במהלך חלק זה של ההליך. אם באמצעות גישת מחט וגדר, להעביר את guidewire (שסופק עם הערכה או לקבל בנפרד) דרך המחט לתוך העורק עד 5 ס"מ.
- קח זהירות כדי לא לקדם את החוט עוד כפי שהוא יכול לגרום ectopy חדרית. משוך את החוט מיד 1-2 ס"מ אם זה קורה.
- הסר את המחט מן הספינה, מקפיד לעזוב את החוט מדריך בספינה. בעדינות לעבור את הקטטר על חוט לתוך כלי ( איור 4)
- השתמש צנתר 3-צרפתית, 8 ס"מ סנטימטר עבור צנתור עורק הירך. לצפות להתנגדות קלה כאשר קצה של הקטטר הראשון נכנס הקיר השטחית של כלי השיט.
- אם באמצעות גישה arteriotomy, לקדם את צינור קטטר או פוליאתילן ישירות לתוך כלי השיט. יש לחזור על הדם מיד.
- מיד לצרף את הקטטר מחובר מתמר הלחץ. לשטוף את הקטטר עם מלוחים רגילים כדי לשמור על פטריות catheter.
- מקום התפרים כדי לאבטח את הקטטר במקום. מכסים את החתך עם גזה סטרילית כדי למנוע זיהום. לנצל את הגישה percutaneous צנתור עורק הירך.
הערה: ודא כי האולטראסאונד מבוצע על ידי טכנאי מנוסה.
- מקום התפרים כדי לאבטח את הקטטר במקום. מכסים את החתך עם גזה סטרילית כדי למנוע זיהום. לנצל את הגישה percutaneous צנתור עורק הירך.
- לחמם את חזירון חם עם מכשיר חימום אוויר מאולץ ולנטר באופן רציףטמפרטורה רקטלית ( איור 3 א ).
- להשרות דקסטרוז המכיל, נוזל איזוטוני (דקסטרוז 5% רינגר של לקטט או מלוחים רגילים) בשיעור תחזוקה (4 פעמים משקל חזרזיר בק"ג, מ"ל / שעה).
- מעקב אחר סימנים חיוניים הפרעות (תת לחץ דם, הפרעות קצב, היפו / היפרתרמיה, היפוקסיה)
הערה: טווחי סימנים חיוניים נורמליים וניהול מוצע בהתאמה במקרה של חריגות מסוכמים בטבלה 1 . - באמצעות מערכת ניתוח דם זמינה, למדוד גזים בדם עורקי (pH עורקי, pCO 2 , pO 2 ), אלקטרוליטים (bicarbonate, בסיס עודף / גירעון, נתרן, אשלגן, סידן מיונן), המוגלובין, גלוקוז לפחות לשעה במהלך הניסוי פרק זמן. צייר דגימת דם עורקית מן קטטר עורק הירך.
הערה: ערכי חומצה בסיסית וערכי אלקטרוליט, יחד עם המלצות לתיקון אם מופיעות חריגות aטבלה מסכמת בטבלה 1 .
- בזהירות לקשור את המשי הלב וכלי הדם הפרוקסימלי לצמיתות לעקוף את עורק הירך כדי למנוע דימום. לחלופין, השתמש קליפ כלי הדם.
- ודא hemostasis מלאה לפני סגירת החתך. להשקות את החתך עם 10-20 מ"ל של תמיסת מלח סטרילית כדי לסייע במניעת זיהום.
- לחדור את הפצע באמצעות 0.5-1 מ"ל / ק"ג של bupivacaine 0.25% עם 1: 200,000 אפינפרין לשליטה בכאב. מעיל את החתך עם דבק סטרילי, עור כירורגי.
הערה: אין צורך בהלבשה.
- חם לחמם את כלוב הבית הפרטי עם אור ההתחממות.
- בקפידה לפקח על החיה לאחר הרדמה על ידי צוות וטרינרי מאומן או צוות המחקר. לספק את החזירון החלב מחליף.
- להזריק חזירונים עם בופרנורפין תת עורית במינון המתאים, כל שלוש שעות לפי הצורך על מנת להבטיח שליטה בכאב, על פי שיקול דעתו של צוות טיפול בבעלי חיים מנוסים לשלוט אי נוחות שלאחר הניתוח בבעלי חיים.
- לפקח על חזירונים בכל שעה הראשונה 6 שעות לאחר הניתוח וכל 4 שעות לאחר מכן. לבצע קורבנות בעלי חיים ורכש רקמות באופן זהה לשלוט בבעלי חיים, שתוארו לעיל.
Representative Results
ארבעים חזירונים נחקרו (18 isoflurane, 22 שליטה). הלימוד היה נסבל היטב על ידי כל בעלי החיים. כל החזירונים שנלמדו היו גברים. לא היה הבדל מובהק בין הקבוצות ביחס לגיל או למשקל ( לוח 2, איור 5 ). ערכי המעבדה הממוצעים במהלך הניסויים בקבוצת האיספלורן ניתנים בטבלה 3 . ערכים אלה מראים כי פרוטוקול הניסוי בעל עקביות פנימית reproducibility, כפי שהיו לנו טכנאים מרובים לבצע את הניתוח במשך שנתיים. מספרים אלה הם לא התאמות רבות ותיקונים היינו צריכים לבצע במהלך הניתוחים כדי לשמור על heestasis פיזיולוגית. שימור CO 2 , טמפרטורת גוף נמוכה הליבה, היפוגליקמיה הם כמה מן confounders רבים כי אנחנו נמנע באמצעות ניטור מקיף והתאמה לפי הצורך.
T "fo: keep-together.within-page =" 1 ">
איור 1:. מיקום קו תוך ורידי היקפי. קטטר תוך ורידי של 24 G ממוקם ברוח האוזן השולית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.
איור 2: רצף אירועים באינטובציה חזרזיר. ( א ) חזירונים ממוקמים במצב שכיבה לרוחב אינטובציה. צגים סטנדרטיים ממוקמים. ( ב ) עוזר העביר את הלשון מן חלל הפה בעוד laryngoscopist מבצע laryngoscopy. ( ג ) אפיגלוטיס דומה מבחינה מורפולוגית לזו של האדם. בגרפיקה זו, את קצה thE הלהב הוא vallecula. ( ד ) אנטומיה הגרון פורסין שונה לחלוטין מזו של בני אדם; את מיתרי הקול הם כמה מילימטרים עמוק כדי מפרצון הגרון. בגרפיקה זו, קצה הלהב העביר את האפיגלוטיס, וחשף את הגרון. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.
איור 3: גישה עורק הירך. ( A ) טמפרטורת החיה נשמרת באמצעות מכשיר חימום אוויר מאולץ. ניטור משמש לאורך כל התהליך. שדה סטרילי רחב מוכן עם chlorhexidine כהה החיה מכוסה עם וילון סטרילי fenestrated. ( ב ) מישוש בקפל המפשעה חושף את הדופק הירךלי. ( ג ) אAniocaudal חתך בעור, בערך בניצב לקפל מפשעתי כ 1.5 ס"מ אורך, מבוצעת על הדופק הפמוראלי. ( ד ) דיסקציה בוטה מושגת לחשוף את צרור העצבים הירך. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.
איור 4 איור 4: עורק הירך קנוניות. ( א ) מ לרוחב מדיאלי, צרור neurovascular מכיל את עצב הירך, עורק, וריד. ( ב ) עורק הירך הוא מבודד באמצעות לולאות כלי ו / או תפר. מתח מתמשך על הקשר הפרוקסימלי מונע אובדן דם מופרז בעוד העורק ניקב (ראה הלבנת כלי השיט). ( ג ) מחט משמש לנקב את הירך ארטרי, הימנעות ניקוב של הקיר האחורי של העורק. כאשר הדם חוזר, guidewire הוא התקדם לתוך עורק דרך המחט. ( ד ) המחט מוסרת ואת הקטטר הוא התקדם מעל guidewire לתוך עורק הפמוראלי. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.
איור 5: השוואה בין משקל ממוצע וגיל בקרה וחזירונים מטופלים באיזופלוראן. שורות השגיאה מייצגות +/- סטיית תקן אחת, עם ערך סטיית התקן שצוין מעל כל סרגל שגיאה.
טבלה 1: סיכום סימני חזיר רגילים, Arteriאל גז גז, ו סרום אלקטרוליט ערכים עם שיטות תיקון הציע. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של טבלה זו.
טבלה 2: סיכום המשקל הממוצע וגיל הבקרה לעומת חזירונים מטופלים באיזופלורן. נערכו שני מבחני T לא מזויפים, שלא הראו הבדל משמעותי בין שתי הקבוצות. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של טבלה זו.
טבלה 3: סימנים חיוניים ממוצעים וערכי מעבדה של בעלי חיים שטופלו ב- Isoflurane. במהלך הניתוחים e, סטיות של סימנים חיוניים ערכי המעבדה מן הטווחים הרגילים הם תיקנו מיד. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של טבלה זו.
Discussion
פרוטוקול קריטי שלבים / פתרון בעיות
עם תחילת הניסוי, ניטור של סימנים חיוניים לא פולשניים צריך להתחיל עם אינדוקציה. לחץ דם, קצב הלב, רוויה החמצן, הטמפרטורה רקטלית ניתן להשיג בקלות ובקרה. חזירון צריך להיות תחת מכשיר התחממות האוויר כדי לשמור על טמפרטורת הגוף הליבה נאותה, כמו בעלי חיים אלה יכולים להיות היפותרמית במהירות תחת הרדמה כללית. מיקום מוקדם של קטטר תוך ורידי היקפי מאפשר טיפול חירום אם הם נוצרים במהלך אינדוקציה. חשוב ברציפות לפקח על חזרזיר, noninvasively או פולשני, לאורך כל הליך isoflurane ואת ההליך להקריב. חזירון יכול לחוות desaturation חמצן עורקי במהירות רבה במהלך שלבים מרובים לאורך הפרוטוקול, במיוחד במהלך ניהול דרכי הנשימה אינטובציה. אנו משתמשים 8% sevoflurane כדי לגרום להרדמה על מנת לשכפל את הפרקטיקה האנושית ילדים לרגלD אינדוקציה. עם זאת, 5% isoflurane שימש בהצלחה והוא מתאים. בהינתן ההבדלים באנטומיה ובנטייה לגרון, החזירון יכול להיות קשה לשפוך. אם חזרזיר מתחיל desaturate במהלך אינדוקציה ו / או ניהול דרכי הנשימה, 100% חמצן sevoflurane צריך להיות מנוהל באופן מיידי באמצעות חרוט הפנים על מנת ליצור מחדש את רמת הרוויה החמצן בטוח ועומק נאות של הרדמה. יש לזכור כי בעוד המטוס של הרדמה חייב להיות עמוק מספיק כדי לאפשר אינטובציה, הרדמה מוגזמת עלולה להוביל דום נשימה. נדרשת ערנות מתמשכת ביחס לאוורור החיה ולחמצון, עם טיטרציה של הרדמה בשאיפה בהתאם. אינטובציה לאחר מכן ניתן reattempted לאחר חמצון משוחזר והרדמה נאותה הושגה. אוורור לחץ חיובי באמצעות קונוס פני ניתן לנסות, אבל בדרך כלל לא מוצלח. אם מתרחשת laryngospasm, היישום של פתרון לידוקאין ישירות Vocאל cords הוא ציין כדי לאפשר אינטובציה קנה הנשימה.
תרופות חירום תמיד צריך להיות זמין צריך להיות מנוהל לפי הצורך במהלך חלקים קריטיים של הפרוטוקול לתקן הפרעות פיזיולוגיות. בעוד דיון יסודי של הרדמה ושימוש בסמים חירום חזירונים הוא מחוץ להיקף של כתב היד הזה, סווינדל של "החזירים במעבדה: כירורגיה, הרדמה, הדמיה, וטכניקות ניסיוני" הוא משאב מצוין. 27
באופן דומה, חזרזיר עשוי להתחיל להרוות במהירות במהלך ההקרבה, לאחר פתיחת חלל החזה במהלך sternotomy קו האמצע. המפעיל צריך לעבוד במהירות, אבל בבטחה לחשוף את הלב ולהכניס את angiocatheter להתחיל PBS קר. A יסודי קר PBS זלוף (וקיבוע מהיר עם PFA, אם צוין) יש צורך למנוע נזק איסכמי למוח.
לאחר חזירון כבר intubated, respiRatory שיעור ו-גאות פחמן דו חמצני מעקב מתחיל ( טבלה 1 ). לייצב את החזירון הסופי של חמצון גאות ואוורור על ידי תמיכה טיטרציה מאוורר תוך שמירה על הרדמה נאותה. אנו משתמשים אוורור מכני לחקות את מה משמש בבני אדם ככל האפשר. Hyperoxia יש להימנע כדי למזער את הסיכוי של מתח חמצוני.
חזירונים isoflurane עוברים cannulation עורק הירך 2 סיבות: ברציפות לפקח על לחץ הדם העורקי; וכן מדגם דם עורקית להערכת מצב חומצה בסיס, גזים בדם, אלקטרוליטים לאורך ההליך. Cannulation של עורק הירך יכול להיות מאתגר. עיין בסרטון לקבלת פרטים מלאים. עבור ניסויים הישרדות, הליך זה צריך להיעשות בסביבה הפעלה סטרילית בתנאים סטריליים. לאחר cannulation של עורק הירך, להתחיל ניטור לפי שעה של גז דם עורקי אלקטרוליטים בסרום, תיקון לפי הצורךלשמור על הומאוסטזיס ( טבלה 1 ). חזירון צריך לקבל נוזל איזוטוני מתמשך המכיל דקסטרוז לשמור על רמת הסוכר בדם. במהלך הניסוי, יש לפקח על החיה באופן קבוע עבור נורמותרמיה, והתחממות מאולצת צריכה להיות מסופקת לפי הצורך. חשוב באותה מידה להימנע היפותרמיה היפרתרמיה.
בעוד פרוטוקול זה מספק חצי כדור אחד של המוח "טרי" וחצי הכדור אחד של רקמות עצביות קבוע, זה יכול להיות מותאם בקלות כדי להתאים עיצובים מחקר חלופי. דוגמאות נוספות ניתן לאסוף מן חזרזיר גם כן. CSF ניתן להשיג לאחר הרדמה חזרזיר, עם או בלי הדרכה fluoroscopy. כמו כן ניתן לאסוף דם מחזירזיר בשלבים שונים של הפרוטוקול, כולל מן הקטטר עורק הירך, כמו גם ישירות מן החדר השמאלי דרך angiocatheter מיד לפני זלוף. תקופת ההחלמה עשויה גם להיות מוארך או sh נבדק, לבדיקת התגובה הכרונית או החריפה, בהתאמה.
מגבלות הטכניקה
פרוטוקול זה ואת המודל הם מאתגר מבחינה טכנית. חוקר מיומן וחבילת הפעלה מסופקת לחלוטין נדרשים, במיוחד עבור ניסויים הישרדות. החוקר (ועוזר, עבור חלקים מסוימים של הפרוטוקול) חייב להיות נוח עם שני מרכיבים כירורגי והרדמה של פרוטוקול זה, אשר עשוי לדרוש הכשרה וניסיון לשלוט. מגבלות אחרות כוללות את ההוצאות של החזירונים יחסית למודלים של מכרסמים, אם כי מודל החזרזיר הוא הרבה פחות אוסרני מאשר פרימטים לא אנושיים. בעוד העלות של חזירונים ישתנו בהתאם לאזור ולחווה שממנו חיות מתקבלים, אפשר לצפות העלות לכל בעל חיים להיות פחות מ 500 $, בעוד פרימטים שאינם אנושיים יכול להיות אלפי דולרים לכל חיה. מניסיוננו, העלות הממוצעת לכל חיה היא בדרך כלל כ 200 $.
לבסוף, כיוון שמטרתו של מודל החזירון היא לחקות את המוח האנושי המתפתח, יש להשתמש רק בחזירים לילודים, ומערכת העצבים המרכזית פגיעה ביותר בתקופת הצמיחה המהירה, ובחזירונים מתקיימת תקופה זו. שישה שבועות לפני הלידה עד חמישה שבועות לאחר הלידה 8. שימוש בחזירונים ישנים הרחוקים יותר מתאריך הפרידה שלהם נושאים את הסיכון להחלשת הרלוונטיות הקלינית של מודל החזירון, בעוד שקיימת מחלוקת משמעותית בנוגע ל"שוויון "של התפתחות מוחזיר חזרזיר זה של היילוד האנושי, יש דמיון בולט כאשר התפתחות המוח לאחר הלידה מוקדמת בין בני אדם לחזירים מושווה. בלידה, המוח של בני אדם וחזירים הם 27% ו -25% ממשקל מבוגר, בהתאמה 14. 14 מבוסס על עבודתו של ג 'ונסון ועמיתים, אנו יכולים להסיק כי שבוע חזרזיר אחד שווה בערך לחודש אחד אנושי .9 תוצאות אלה, המבוססות על WH נתונים של נפח המוח, נבדקו על ידי עבודתם של וורקמן ועמיתיו. 28 בחרנו 7-14 חזירים בן יום כדי להתקרב אדם של 1-2 חודש. עם זאת, זה יכול להיות זהיר להשתמש בבעלי חיים צעירים (1-5 ימים) אם המטרה הניסויית היא לחקות את השיא של הצמיחה חזר המוח חזרזיר. זה אפשרי, כמו חזירונים ניתן לגמלו בלידה. השימוש שלנו במודל החזירון יתאים כאשר נתונים חדשים יהפכו לזמינים ביחס לקווים המקבילים בין התפתחות המוח האנושי למחלה לאחר הלידה.משמעות הטכניקה ביחס לשיטות אלטרנטיביות / קיימות
החזירון בעל דמיון בולט בין היילודים האנושיים, כולל הקבלות קריטיות בהתפתחות המוח ובתגובות פתופיזיולוגיות. לכן זהו מודל יונקים קליני רלוונטי, ומחקר הוכחת הקונספט מצביע על כך שהחזירזיר הוא מודל מתאים לחקר נוירוטוקסיות הרדמהRef 29 , 30. זה יכול גם להיות מותאם בקלות סוגים אחרים של מחקר מדעי המוח.המודל נועד לחקור, עם סמכות מדעית, את היקף ומנגנון של AIDN למזער חששות כי confounders, כגון היפוקסיה או hypercarbia, הם וגורמת לנזק נוירולוגי שיכול להתפרש כהפרעה הרדמה.כדי להשיג זאת, חזירון מטופל עם אותם כירורגי כירורגי והרדמה התנאים ניטור שחוו ילדים חולי.
כיוונים עתידיים ויישומים לאחר מאסטרינג את הטכניקה
התקדמות קדימה, חזירונים הם גם מאוד נוח לבדיקות neurocognitive 17 . תכונה זו תאפשר הערכה מורכבת ומקיפה של תוצאות נוירו-קוגניטיביות לאחר חשיפה להרדמה בניסויים עתידיים. יש גם להדגיש כי במסגרת הקלינית, ילדים לרוב עוברים הרדמהRa פיזיולוגית תהליך מלחיץ (ניתוח). אינטראקציות בין הרדמה ודלקת לאחר הניתוח, כמו גם את הפציעה הנוירונים כתוצאה ו / או רעילות (כפי שנראה במכרסמים ובפרימטים) ראויים חקירה נוספת שיקול משמעותי. החזירון הניאוטלי מספק מודל בסיסי ייחודי לרלוונטיות רלוונטית להשפעות הרדמה על המוח המתפתח, ללא ההשפעה המבלבלת של הניתוח (מחקה תרחישים קליניים נפוצים אצל ילדים). ההשפעה של סוגים שונים של ניתוח או מערבלים אחרים (איסכמיה, פגיעה מוחית, נטייה גנטית וכו ' ) ניתנת לבחינה מהימנה באמצעות מודל זה.
במעבדה, אנו מתכננים להשתמש בשיטות אלקטרו-מכאניות ואלקטרוכימיות רבות כדי לחקור עוד מנגנונים של הרדמה ו- AIDN במעגלים עצביים שלמים. טכניקות אלה כוללות מדידות vivo של פעילות נוירוטרנסמיטר, כל תא קליפת הקלטות מהדק, הדמייה, וחקירות נוירופיזיולוגיות בפרוסות המוח. לגבי מדעי המוח במוח לא מפותח, חזירונים רלוונטיים יותר לבני אדם מאשר מודלים מורין עם מעט מאוד החסרונות הנוכחי עם הפרימאטים שאינם אנושיים. עם התפתחות נוספת, חזירונים עשויים להיות המודל האידיאלי למחקר מדעי ההתפתחות האנושית.
Disclosures
המחברים מצהירים כי אין להם אינטרסים מתחרים.
Acknowledgments
המחברים מבקשים להודות את התרומות של אוהיו סטייט אוניברסיטת מעבדה בעלי חיים מרכז (ULAR).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Liqui-Wean | Milk Specialities | 454836 | |
| Piglet Anesthesia Face-Cone Mask | VetEquip | 921428 | |
| Masterflex L/S Peristaltic Pump | Cole-Parmer | EW-77916-20 | Alternative peristaltic pumps can be used, as long as a constant and sufficient perfusion rate can be achieved |
| Masterflex L/S Pump Tubing, 25 ft | Cole-Parmer | EW-96410-24 | |
| 14 G angiocatheter | Becton-Dickson | 381164 | |
| 10x PBS | Thermo-Fisher Scientific | ||
| Paraformaldehyde powder | Sigma-Aldrich | P6148-5KG | Our lab makes this reagent from the powder as it is much more cost-effective. Prepared paraformaldehyde can also be purchased. |
| 2-methylbutane | Sigma-Aldrich | M32631-4L | |
| Needle holder | Teleflex | 152720 | |
| Right angle clamp | Teleflex | 496217 | |
| Rongeurs | Teleflex | 028120 | |
| Tenotomy scissors | Teleflex | 423480 | |
| Stitch scissors | Teleflex | 423440 | |
| McPherson Tying Forceps | Teleflex | 425200 | |
| Adson Tissue Forceps | Teleflex | 181223 | |
| 3-0 nylon suture | Medline | ETH627H | |
| Integra SL Anesthesia Workstation | DRE Veterinary | 2350 | This anesthesia workstation is chosen to best mimic the clinical monitoring experienced by pediatric patients in the operating room. Any anesthesia machine can be used as long as it allows for sufficient physiologic monitoring and intervention. |
| Laryngoscope handle | Teleflex | 8710000 | |
| Miller 1 Laryngoscope blade | Teleflex | 2216100 | |
| Bair Hugger | 3M | 750 | |
| Bair Hugger Torso Blanket | 3M | 540 | |
| iStat Handheld | Abbott Point of Care | 300 | Alternative point of care arterial blood gas analysis devices may be used |
| iStat Cartridges | Abbott Point of Care | CG8+ | |
| Dermabond Advanced Topic Skin Adhesive | Ethicon | DNX6 | |
| LMA Laryngotracheal Atomization Device | Teleflex | MAD720 | A cotton-tipped applicator soaked in local anesthetic can also be used |
| Sheridan CF 3.0 Cuffed Endotracheal Tube | Teleflex | 5-10106 | This model ETT was selected because it has a Murphy's eye, which is important to prevent ETT occlusion during the experiment |
| Pediatric Intubation Stylet | Smiths Medical | 100/120/100 | |
| 24 G angiocatheter | Becton-Dickson | 381112 | |
| #10 Disposable Scalpel | Ted Pella, Inc | 549-9-10 | |
| Arterial Pressure Monitoring Kit (3 French, 8 cm catheter) |
Cook Medical | C-PMSY-300-FA | Simple polyethylene tubing with a luer-lock adapter can also be used |
| Intramedic PE90 Polyethylene tubing | Fisher Scientific | 14-170-12D | |
| Monoject Blunt Cannula | VWR International | 15141-144 |
References
- Buie, V. C., Owings, M. F., DeFrances, C. J., Golosinskiy, A. National hospital discharge survey: 2006 annual summary. Vital Health Stat 13. (168), 1-79 (2010).
- Hays, S. R., Deshpande, J. K. Newly postulated neurodevelopmental risks of pediatric anesthesia. Curr Neurol Neurosci Rep. 11, 205-210 (2011).
- Disma, N., Mondardini, M. C., Terrando, N., Absalom, A. R., Bilotta, F. A systematic review of methodology applied during preclinical anesthetic neurotoxicity studies: important issues and lessons relevant to the design of future clinical research. Paediatr Anaesth. 26, 6-36 (2016).
- Loepke, A. W., Vutskits, L. What lessons for clinical practice can be learned from systematic reviews of animal studies? The case of anesthetic neurotoxicity. Paediatr Anaesth. 26, 4-5 (2016).
- Cherubini, E., Rovira, C., Gaiarsa, J. L., Corradetti, R., Ben Ari, Y. GABA mediated excitation in immature rat CA3 hippocampal neurons. International journal of developmental neuroscience. 8, 481-490 (1990).
- Kaindl, A. M., et al. Brief alteration of NMDA or GABAA receptor-mediated neurotransmission has long term effects on the developing cerebral cortex. Mol Cell Proteomics. 7, 2293-2310 (2008).
- Glauser, E. M. Advantages of piglets as experimental animals in pediatric research. Exp Med Surg. 24, 181-190 (1966).
- Dickerson, J., Dobbing, J. Prenatal and postnatal growth and development of the central nervous system of the pig. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 166 (1005), 384-395 (1967).
- Conrad, M. S., Johnson, R. W. The domestic piglet: an important model for investigating the neurodevelopmental consequences of early life insults. Annu Rev Anim Biosci. 3, 245-264 (2015).
- Nielsen, K. B., et al. Reelin expression during embryonic development of the pig brain. BMC Neuroscience. 11, 75 (2010).
- Niblock, M. M., et al. Comparative anatomical assessment of the piglet as a model for the devleoping human medullary serotonergic system. Brain Res Brain Res Rev. 50 (1), Netherlands. 169-183 (2005).
- van Straaten, H. W., Peeters, M. C., Hekking, J. W., van der Lende, T. Neurulation in the pig embryo. Anat Embryol (Berl). 202 (2), 75-84 (2000).
- Goureau, A., et al. Conserved synteny and gene order difference between human chromosome 12 and pig chromosome 5. Cytogenetics and cell genetics. 94 (1-2), 49-54 (2001).
- Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).
- Istaphanous, G. K., et al. Characterization and quantification of isoflurane-induced developmental apoptotic cell death in mouse cerebral cortex. Anesth Analg. 116 (4), 845-854 (2013).
- Loepke, A. W., et al. The effects of neonatal isoflurane exposure in mice on brain cell viability, adult behavior, learning, and memory. Anesth Analg. 108 (1), 90-104 (2009).
- Sullivan, S., et al. Improved behavior, motor, and cognition assessment in neonatal piglets. J Neurotrauma. 30 (20), 1770-1779 (2013).
- Gieling, E. T., Nordquist, R. E., van der Staay, F. J. Assessing learning and memory in pigs. Anim Cogn. 14 (12), 151-173 (2011).
- Broom, D. M., Sena, H., Moynihan, K. L. Pigs learn what a mirror image represents and use it to obtain information. Animal Behaviour. 78 (5), 1037-1041 (2009).
- Martin, L. J., Spicer, D. M., Lewis, M. H., Gluck, J. P., Cork, L. C. Social deprivation of infant rhesus monkeys alters the chemoarchitecture of the brain: I. Subcortical regions. The Journal of neuroscience. 11 (11), 3344-3358 (1991).
- Rizzi, S., Ori, C., Jevtovic-Todorovic, V. Timing versus duration: determinants of anesthesia-induced developmental apoptosis in the young mammalian brain. Annals of the New York Academy of Sciences. 1199, 43-51 (2010).
- Brambrink, A. M., et al. Isoflurane-induced neuroapoptosis in the neonatal rhesus macaque brain. Anesthesiology. 112 (4), 834-841 (2010).
- Elmore, M. R., et al. Respiratory viral infection in neonatal piglets causes marked microglia activation in the hippocampus and deficits in spatial learning. J Neurosci. 34 (6), 2120-2129 (2014).
- Alonso-Alconada, D., et al. Brain cell death is reduced with cooling by 3.5 degrees C to 5 degrees C but increased with cooling by 8.5 degrees C in a piglet asphyxia model. Stroke. 46 (1), 275-278 (2015).
- Costine, B. A., et al. The subventricular zone in the immature piglet brain: anatomy and exodus of neuroblasts into white matter after traumatic brain injury. Developmental neuroscience. 37 (2), Switzerland. 115-130 (2015).
- Holtzman, D., et al. In vivo phosphocreatine and ATP in piglet cerebral gray and white matter during seizures. Brain research. 783 (1), 19-27 (1998).
- Swindle, M. M. Swine in the Laboratory. , 2nd ed, CRC Press. (2007).
- Workman, A. D., Charvet, C. J., Clancy, B., Darlington, R. B., Finlay, B. L. Modeling transformations of neurodevelopmental sequences across mammalian species. J Neurosci. 33 (17), 7368-7383 (2013).
- Lunney, J. K. Advances in swine biomedical model genomics. International journal of biological sciences. 3 (3), 179-184 (2007).
- Nemzek, J. A., Hugunin, K. M., Opp, M. R. Modeling sepsis in the laboratory: merging sound science with animal well-being. Comparative medicine. 58 (2), 120-128 (2008).
