Summary
마취에 의해 유발 된 발달 신경 독성 (AIDN) 연구는 인간에게 광범위하게 적용 할 수없는 설치류에 초점을 맞 춥니 다. 비인간 영장류 모델은 더 적절하지만 비용이 많이 들지 않으며 실험에 사용하기가 어렵습니다. 대조적으로, 돼지는 마취 성 신경 독성의 연구에 이상적이며 임상 적으로 관련이 있고 실용적인 동물 모델입니다.
Abstract
수술이 필요한 많은 경우, 특히 어린이에게 마취는 피할 수 없습니다. 동물에서의 최근 연구는 마취 노출이 마취 유도 성 발달 신경 독성 (AIDN)으로 알려진 신경 세포 사멸로 이어질 수 있다는 우려를 제기했다. 또한, 어린이들에 대한 일부 임상 연구에서 마취 노출은 나중에 말기의 신경 발달 장애로 이어질 수 있다고 제안했다. 그럼에도 불구하고, 전임상 연구를위한 이상적인 동물 모델은 아직 개발되지 않았다. 신생아 새끼 돼지는 전임상 연구에 가치있는 모델이며, 이는 인간과 현저한 수의 유사성을 공유하기 때문입니다.
piglets의 해부학 및 생리학은 생존 및 비 생존 과정 모두에서 인간의 수술 전과정을 엄격하게 시행 할 수있게 해줍니다. 대퇴 동맥 카테터 삽입은 가까운 모니터링을 가능하게하여 새끼 돼지의 활력 징후와 화학 물질의 이탈을 즉각적으로 교정 할 수있게합니다. 나는또한 새끼 돼지와 인간 신생아 사이에는 여러 가지 발달 상 유사점이있다. 실험을 위해 새끼 돼지를 사용하는 데 필요한 기술은 숙련 된 경험이 필요합니다. 소아과 마취 전문의는 조사 팀의 중요한 구성원입니다. 우리는 일반적인 의미에서 신경 발달 연구를위한 돼지 모델의 적절한 사용을 설명합니다.
Introduction
매년 미국의 수백만 명의 어린이들이 전신 마취를받습니다.이 중 많은 수가 4 세 미만입니다. 미성숙 뇌에 마취 효과를 이해하는 것이 필수적이되어 마취 유발 성 신경 독성 (AIDN)은 소아 마취 연구의 초점이되었습니다. 이전 연구에 따르면 isoflurane과 같이 일반적으로 사용되는 마취제는 젊은 동물의 뇌에서 증가 된 신경 세포 사멸을 일으킬 수 있습니다. 어린이 연구는 모호한 결과를 가져 왔습니다 2 . AIDN의 발병 기전을 이해하고, 예방 또는 개선을위한 잠재적 인 치료 표적을 확인하고, 가능한 가장 안전한 마취 요법을 기술하는 것은 소아 마비 공동체의 긴급한 목표가되었습니다. 이 연구의 주요 목표는 개발중인 뇌에 대한 마취제의 효과를 정량화하고 신중하게 자극하기위한 최적의 동물 모델 및 방법을 개발하는 것이 었습니다현재 광범위하게 사용되는 마취제의 안전성에 대한 조사를 설계했습니다.
AIDN에 관한 현재의 전임상 문헌에 대한 최근의 체계적인 검토에서 저자들은 900 개 이상의 연구에서 유의미한 방법 론적 이질성을 발견했다. 많은 사람들은 이것을 임상 적으로 적절하고 잘 디자인 된 전임상 모델에 대한 요구로 간주했는데,이 모델에 대한 수년간의 연구에도 불구하고 아직 존재하지는 않습니다. 대부분의 설치류 모델은 필요에 따라 엄격한 생리적 모니터링, 혈액 샘플링 또는 기계 환기를 허용하지 않는 접근법을 사용합니다. 뇌는 생리 학적 장애에 매우 민감하기 때문에 그러한 모델의 결과에 의존하기가 어렵습니다. 이 모델의 개발을위한 주요 목표는 혈액 가스 매개 변수, 체온, 호흡 매개 변수 등의 모든 생리 변수가 필요에 따라 모니터링되고 수정되도록 설계하는 것이 었습니다.
4 . 번역 돼지 모델은 미래의 임상 연구에 알릴 수있는 관련 전임상 데이터의 필요성을 해결하기 위해 고안된이 리뷰 및 사설에서 추구 된 임상 적 관련성 수준을 제공합니다.
GABA 타입 A (GABA A ) 수용체 작용제와 약한 NMDA 수용체 길항제 인 이소 플루 란은 전세계 임상 실습에서 일반적으로 사용되는 흡입 마취제입니다. isoflurane과 같은 마취제는 저혈압이나 저산소증을 일으키지 않는 한 안전하다고 간주되었습니다. 그러나 더 미묘한 효과가 발생할 수 있습니다. 뇌가 전신 마취에 노출되면 GABA a고 니즘 및 NMDA 길항 작용이 혼란되어 세포 구조, 연결성 및 기능이 변경됩니다. 또한, GABA는 일반적으로 억제 성 신경 전달 물질이지만 미성숙 한 뇌에서는 흥분성이있는 것으로 알려져 있습니다. GABA가 흥분성에서 억제 성으로 전환 할 때 정확하게 이해되지 않고 종에 따라 달라질 수 있습니다.
뇌에서 흥분성과 억제 성 입력 사이의 불균형이 소위 "뇌 성장 스퍼트 (brain growth spurt)"중에 발생하면 중요한 분자 경로의 흥분 독성 조절 장애로 인해 세포 자살 신경 퇴행과 같은 비정상적인 신경 발달로 이어질 수 있습니다. 아포토시스 증가뿐만 아니라, 산화 적 스트레스 및 염증이 또한 유도 될 수 있지만, 신경 세포의 증식, 신경 세포의 이동 및 축삭 arborization 억제되거나 조절되지 6 . 그물 결과는 adul로 지속될 수있는 neurocognitive 교란이다.2 .
젊은 포유 동물에 대한 이소 플루 란의 신경 독성 효과를 직접 측정하기 위해 신생아 새끼 돼지가 사용됩니다. 돼지는 다른 포유 동물보다 사람과 더 많은 CNS 유사성을 공유하며, 따라서 신경 발달 및 신경 해부학 적 유사성으로 인해 임상 관련 포유류 모델 인 AIDN에 이상적인 동물이됩니다. 인간과 새끼 돼지 둘 다 gyrencephalic brain을 소유하고 있으며, 뇌 gyri, 회색 물질 및 흰 물질의 특성과 분포가 유사합니다. piglet hippocampus, basal ganglia, brainstem도 지형 학적으로 인간과 유사합니다 7 . 발달 적으로, 새끼 돼지는 주 산기 뇌 성장 및 수초화를 겪는 소수의 비인간 포유류 중 하나입니다. utero에서 인간과 돼지 머리 두뇌는 모두 임신기 말기 임신 기간에 상당한 성장을합니다. 상관 관계에서 출생시 인간과 돼지의 뇌는 각각 성인 뇌의 27 %와 25 %이다. 자기 공명 영상 (magnetic resonance imaging)은 일주일 된 돼지 뇌의 뇌가 신경 성숙과 수지상 수 arborization과 관련하여 대략 한달 된 인간 뇌와 동등하다는 것을 밝혔다. 또한, 돼지와 인간의 뇌는 신경 발달 양상과 관련하여 많은 유사점을 공유합니다. 예를 들어, reelin 10 의 발현 및 mRNA 서열, 5-HT 뉴런 11 의 지형 분포, 및 신경관 폐쇄 12 는 모두 인간에서 보이는 것과 평행하다. 또한, piglets과 인간의 genomes 사이에 광범위한 상 동성이 있습니다 13 .
동물 모델의 관련성은 특히 인간의 뇌의 성숙과 병인에 관한 인간 병리학의 맥락에서 이해되어야한다. 현존하는 마취 독성 연구의 대부분은 설치류 모델을 사용한다.영장류 모델. 그러나 설치류와 영장류는 AIDN 조사에 이상적인 동물이 아닐 수도 있습니다.
널리 사용 되긴하지만, 설치류 두뇌는 발달 과정에서 인간과 크게 다릅니다. 가장 주목할만한 것은 설치류 동물은 뇌 각막 (또는 매끄러운) 두뇌를 가지고 있다는 점입니다. 설치류 뇌는 신경 학적으로 복잡한 유기체의 특성 인 자이 (gyri)와 설치 (sulci)가 부족합니다. 설치류 뇌는 또한 인간과 새끼 돼지와는 다른 출생 후의 뇌 성장 스퍼트 14 를 겪는다. 흡입 된 마취와 다른 뇌 영역의 취약성에는 변화가 있음이 관찰되었습니다 15 . 따라서 AIDN을 연구하기위한 동물 모델이 소아 환자에서 볼 수있는 마취 유발 뇌 변화를 가장 잘 모델링 할 수 있도록 신경 발달 및 신경 해부학 적으로 인간과 유사한 뇌를 소유해야합니다. 앞서 설명한 바와 같이, 새끼 돼지는이 역할에 훨씬 더 적합합니다. 또한, Morris 물 미로에서 평가 된 공간 학습 및 기억과 같은 설치류 neurocognitive 테스트의 일반적인 형태는 어린 아동의 neurocognitive 평가와 직접적으로 관련이 없거나 비교할 수 없습니다 16 . 발달 신경 과학을 위해 새끼 돼지를 사용하면 얻을 수있는 장점 중 하나는 어린 시절에도 신경인지 검사에 매우 적합하다는 것입니다. 다른 포유류 종에 유용한 것으로 여겨지는 수많은 neurocognitive 검사가 돼지에서 성공적으로 사용되고 검증되었습니다. 여전히 진화하는 분야인데, 새끼 돼지의 신경인지 평가는 경사 광선 모터 검사 17 , 18 및 거울 공간 인식 검사 19 와 같이 인간의 결함을 더 잘 모방하는보다 복잡한 검사를 포함합니다. 자돈의 외상성 뇌 손상 연구의 일환으로 경사 빔을 이용한 모터 테스트는 평가에서 높은 신뢰성을 보여줍니다모터 기능. 거울 테스트는 주변 환경의 기억과 음식 보상을 찾는 반사 이미지의 인식 및 활용을 보여줍니다.
반면에, 사람이 아닌 영장류는 소아 마취 연구에 더 적합한 모델이 될 수 있지만 비용과 사용상의 어려움을 포함하여 많은 금지 요인이 있습니다. 또한 조기 양육 조건, 특히 스트레스와 모성애 분리에 매우 민감합니다. 알로 스테 릭 조절제, 수용체 - 리간드 친 화성, 번역 후 변형, 수용체 아 단위 합성 및 선택적인 스 플라이 싱 변형과 같은 AIDN 연구에 중요한 요소는 영장류의 경우에는 알려져 있지 않습니다. 그러한 개념과 관련된 유전자는 복제되지 않았기 때문입니다. 대조적으로, 그들은 돼지에서 복제되었습니다. 따라서 비인간 영장류에서는 제한된 연구 만 수행되었다 21 , 22
돼지 모델은 설치류 및 비인간 영장류 모델의 장점을 이용합니다 : 비인간 영장류 연구에 비해 비용 효과적이며 사용하기 쉽고, 소아 뇌와 신경 물리학 및 신경 생리학 적으로 유사합니다. 신경 과학 연구에서 돼지의 사용은 소아 신경 염증 상태를 검사 한 많은 연구를 포함하여 최근 몇 년 동안 증가 해왔다. 해마와 공간 학습에 대한 호흡기 바이러스 감염의 영향 24 , 뇌졸중 후 뇌 세포 죽음 24 , 외상성 뇌 손상 후 신경 발생 25 , 발작 중 효소 활동 26 이 신생아 새끼를 사용한 연구들 중 일부입니다. 이 실질적이고 성장하는 문헌은 마취 연구를위한 임상 적으로 적절하고 재현성 높은 자돈 모델의 적합성과 지속 가능성에 힘을 실어 준다.sia 유발 신경 독성.
Protocol
건강한 국내 새끼 돼지 ( Sus scrofa) 는 오하이오 주립 대학 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC)가 승인 한 농장에서 얻습니다. 모든 동물 실험은 의정서 승인 후 Ohio State University IACUC 정책에 따라 수행됩니다.
1. 동물과 동물 취급
- 이 실험에서 남성 piglets를 사용하여 섹스의 혼란스러운 효과를 제거하십시오. 참고 : 실험 목적에 최대 뇌 성장 기간 동안 동물에 대한 실험의 영향 평가가 포함 된 경우 14 일이 넘은 새끼 돼지를 사용하지 마십시오.
- 환경에 순응하도록 실험하기 최소 24 시간 전에 새끼 돼지가 사육장에 도착하도록 계획하십시오.
참고 : 허가 된 수의사가 감독하는 숙련 된 수의사 기술자는 일상적인 동물 관리를 제공합니다.- 새끼 돼지를 개별 온도 조절 새장에 보관하고 영양 염류를 제공하십시오완벽하게 상업적인 돼지 새끼 우유 대체제를 자유롭게 섭취하십시오. 동물에게 담요와 장난감을 보급하십시오. 동물 인클로저의 온도를 지속적으로 모니터링하십시오.
- 이 예비 타당성 연구를 위해, 이소 플라 우린 팔에 18 마리의 새끼 돼지와 대조군에 22 마리의 새끼 돼지를 사용했다. 가능한 경우 연구 설계에 따라 표본 크기 계산을 수행하십시오. 적절한 노출 시간 동안 사용 가능한 새끼 돼지를 대조군 또는 노출 그룹으로 무작위 배정하십시오. 여러 조사자가 있어도 경험상 하루 2 회 이상 (총 2 마리) 실험을 수행 할 수 있습니다.
2. 동물 통제
- 대조 동물에 실험적 개입을 수행하지 마십시오.
- 재관류 및 조직 수집 절차를 위해 얼굴 콘 마스크를 통해 심한 전신 마취를 유도하십시오. 구체적으로, 24 시간 순응 기간 후, 100 % 산소에서 5 % 이소 플루 란 또는 8 % 세보 플루 란으로 마늘을 마취 <em> face 콘 마스크를 통해. 유도를 위해 데스 플루 란을 사용하지 마십시오.
참고 : 마취 유도와 차가운 PBS 재관류 사이의 시간은 가능한 한 짧아야합니다. 숙련 된 기술자가 5 분 이내에이 과정을 완료 할 수 있습니다.- 외과 용 클램프를 사용하여 드라큘라 핀치 반사가 없기 때문에 적절한 마취 깊이를 확인하십시오.
- 저산소증 / 허혈성 뇌 손상을 피하려면 맥박 산소 측정기를 사용하여 돼지 새끼를 모니터링하여 차가운 인산염 완충 생리 식염수 (PBS)의 관류가 시작될 때까지 적절한 산소 공급, 인공 호흡 및 심장 출력 유지를 보장하십시오.
참고 : 조직 손상을 추가로 방지하려면 마취 유도 후 동물의 머리 (머리 포함)를 얼음에 담으십시오.
- transcardiac 관류를 수행하십시오.
참고 : 파라 포름 알데히드가 사용되기 때문에, 관류 절차는 흄 후드 또는 하강 테이블에서 수행되어야합니다.- craniocaudal 내가 만들어메스를 사용하여 흉골의 길이를 따라 ncision. 절개의 깊이는 흉골을 노출시키기에 충분해야합니다.
- 조심스럽게 심장, 폐 또는 횡격막 손상을 피하면서 한 쌍의 날카로운 중공 가위로 정중선 흉골 절개술을 시행하십시오. 필요한 경우 부상을 피하기 위해 흉골의 뒤쪽과 흉막 내 사이에 손가락을 놓습니다. 횡격막에 작은 (손가락 크기의) 절개를 만들어서 종격동으로 손가락을 조종하십시오.
- 흉강에 들어간 후, 자기 유지 식 견인기를 사용하여 흉곽을 열어 두십시오.
- 겸자와 가위를 사용하여 심낭을 절개하여 박동하는 심장을 노출시킵니다. 심장을 손상시키지 않도록주의하십시오.
- 좌심실을 확인하고 심실 정점을 통해 정맥 (예 : 14G 혈관 내시경)을 조심스럽게 배치합니다. 바늘을 제거하고 카테터를 제자리에 남겨 둡니다.
참고 : 심실의 후벽을 뚫지 않도록주의하십시오.카테터로부터의 맥박이 심한 혈액 순환은 그것이 적절히 놓여 졌음을 나타냅니다. 혈액은이 시점에서 동물로부터 쉽게 채취 할 수 있습니다. - 우심방을 확인한 후, 아트리움을 가위로 크게 절개하여 삽과와 관류 액의 도피를 허용하여 절개를하십시오.
참고 : 흡입을 통한 이소 플루 란은 심장 사망이 확인 될 때까지 계속되어야합니다. 심장 사망은 직접적으로 관찰 된 심장 출력 부족으로 확인됩니다.
- 추위로 구성된 관류 액을 사용하여 돼지를 관류 (4 ° C) 5 ML / mL의 농도로 헤파린을 함유 한 인산염 완충 식염수 (PBS). 분당 300 mL에서 5 분간 또는 용액이 깨끗해질 때까지 관류한다.
- 재관류 중 재관류 캐뉼라가 빠지지 않도록주의하십시오. 이것과 다른 모든 관류를 위해 시판되는 연동 펌프를 사용하십시오.
- 다시 hemicraniectomy 수행신선한 조직 분석을 위해 뇌의 반구를 움직입니다.
참고 :이 프로토콜은 신선한 뇌 조직의 반구를 검색 할 수 있습니다. 다른 반구는 고정되어 있습니다. 신선한 조직이 필요하지 않으면 단계 2.6으로 건너 뜁니다.- 이 과정에서 뇌가 차가워 지는지 확인하기 위해 시간당 50 mL의 속도로 얼음이 차는 PBS 순환을 계속하십시오.
- 메스를 사용하여 foramen 매그넘 때까지 sagittal 봉합의 길이를 따라 두피에 세로 절개를하십시오. 과정에서 확고한 압력을 가하여 두개골에 점수를 만듭니다. 두피 전체를 드러내 기 위해 두피를 반사하십시오.
- Rongeurs를 사용하고 foramen magnum에서 시작하여 밑에있는 뇌 조직을 손상시키지 않도록주의하면서 두개골과 경질 막 사이에 rongeurs를 삽입하여 한쪽면의 두개골을 제거하십시오. 론자를 사용하여 두뇌 실질에서 멀어 지도록 뼈를 제거하십시오.
- 해골이 제거되면, 절개하고 du를 제거하십시오.뇌 조직을 손상시키지 않도록 조심스럽게 사용하여 포셉과 가위를 사용합니다.
- 두 반구 사이에 메스 잎을 놓고 조심스럽게 코퍼스를 협상합니다.
- 포셉의 넓은 손잡이 끝과 같은 평평한 도구를 사용하여 전두엽을 부드럽게 철회하고 점차적으로 뇌 신경을 절단하여 후방으로 전방으로 작업합니다. 반구의 가장 후방 측면에서 척수를 자르기 위해 메스를 사용하십시오. 반구를 삭제합니다 .
참고 : 고정되지 않은 뇌 조직은 허약합니다. 남은 반구의 혈액 공급이 중단되지 않도록 반구를 제거 할 때주의하십시오. - 제거 된 반구를 단면. 지시가있는 경우 즉시 액체 질소 욕조에서 -160 ° C로 냉각 된 2- 메틸 부탄에서 섬광 동결시켜 조직 파괴를 피하고 나중에 분석을 위해 -80 ° C에서 즉시 보관하십시오.
참고 : 우리는 뇌를 2 mm 간격으로 뇌를 관상 동맥으로 절개 할 것을 권장하지만,섹션 화는 특정 실험 목적에 달려 있습니다.
- 관류 액을 4 % 파라 포름 알데히드 (PFA)로 바꿉니다. 적어도 5 분 동안 분당 300 ML에서 PFA 관류를 계속하십시오.
주의! PFA는 독성이 있으므로 피부, 눈 또는 점막과의 접촉을 피하십시오. PFA 연기를들이 마시지 마십시오. - 근육에서 생성되는 알데히드 교차 결합의 형성으로 인해 돼지의 몸이 뻣뻣해질 것으로 예상됩니다. PFA의 관류가 완료된 후 2.5.5 단계에서 설명한 것과 동일한 방법으로 남은 반구를 제거합니다.
참고 : 적절하게 통증 된 뇌는 창백 해지고 완전히 삽질 될 것입니다.- 남아있는 반구를 4 ℃에서 신선한 4 % PFA가 담긴 작은 용기에 넣으십시오. PFA에 반구를 24 ~ 48 시간 동안 고정시켜 고정 과정을 완료하십시오.
- 24-48 시간 후 고정 된 뇌를 0.1 % 나트륨 아자 이드가 들어있는 PBS 용액으로 옮기십시오. 과도한 고정을 방지하는 것이 필수적입니다. 과도한 고정은 엄마를 초래할 수 있습니다.에피토프의 왕 또는 강한 비특이적 인 배경 염색. 나트륨 아 지드의 첨가는 박테리아 성장을 방지합니다.
참고 : 조직은 4 ° C에서 최대 1 개월 동안 보관할 수 있습니다.
3. 이소 플루 란 (실험 동물) 동물
참고 : 모든 마취 또는 개입을 사용할 수 있지만 흡입 유도시 데스 플루 란을 권장하지 않습니다.
- 마취 유도 및 유지 :
- 소아용 인공 호흡기 및 모니터링 장치가 장착 된 임상 마취 워크 스테이션을 사용하여 마취를 수행합니다.
- 24 시간의 순응 기간이 경과 한 후, 안면 마스크를 통해 100 % O 2 에서 8 % 세보 플루 란으로 마돈을 마취시킨다.
- 유도 기간 동안 그리고 연구 과정 중 항상 맥박 산소 측정법, 비 침습성 혈압, 심전도 및 온도를 지속적으로 모니터링합니다.
- 유도 후, Sevoflurane 또는 isoflu를 적정한다.(일반적으로 3-4 %의 농도에서) 지속적인 자발적 호흡을 보장하면서 적절한 마취 깊이를 허용하는 농도로 설정합니다.
- 주변 귀 정맥에 24 G 말초 정맥 카테터를 놓습니다 ( 그림 1 ).
- 기관 삽관을 위해 등의 기립 자세로 돼지 새끼를 삽입하십시오 ( 그림 2 , 패널 A). 하악 인스트루먼트와 기관 삽관을 용이하게하기 위해 Miller # 1 또는 # 1.5 블레이드를 사용하십시오. 참고 : 숙련 된 운전자와 조수가 후두경 검사 중에 필요합니다.
- 조수에게 건조한 거즈를 사용하여 동물의 혀를 옮겨 후두 노출과 성대 시각화를 촉진하십시오 ( 그림 2B ).
참고 : piglet epiglottis는 형태 학적으로 인간과 유사합니다 ( 그림 2 C ). piglet 보컬 오호ds는 후두 입구 ( 그림 2D )에서 수 밀리미터의 깊이이므로 시각화하기 어려울 수 있습니다. - 후두를 교체하십시오 : 후두경 블레이드의 끝을 후두개 아래에 놓고 날을 위쪽으로 들어서 후두를 드십시오.
- 돼지를 기관지에 넣기 전에 성대를 2 % 리도카인 0.5 mL로 스프레이하여 새끼 돼지가 특히 후두 경련에 취약하기 때문에 기관 내 튜브가 통과하는 동안 후두 경련을 예방하십시오.
- 조수에게 건조한 거즈를 사용하여 동물의 혀를 옮겨 후두 노출과 성대 시각화를 촉진하십시오 ( 그림 2B ).
- 수갑을 채운 3.0 mm 튜브 튜브를 놓고 고정하십시오.
- 청진기 및 EtCO 2 모니터링과 함께 가슴 청진을 사용하여 양측 호흡 소리와 지속적인 호흡 이산화탄소를 확인하십시오.
- 돼지의 폐를 20 cmH2O의 지속적인기도 압력으로 팽창시킨 다음, 20 cmH의 압력에서 공기 누출을 방지하는 데 필요한 최소 압력까지 기관 내 튜브의 커프를 팽창시킵니다.
- Normoxia 및 normocarbia는 마취 중 유지됩니다.
- 50 % 산소 / 50 % 공기 중 2 % 이소 플루 란의 투여를 시작하십시오. PaO2가 90 - 100 mmHg로 유지되도록 산소를 적정하십시오. 3 시간 (또는 원하는 실험 기간) 동안 계속하십시오.
- 마취 기간 동안 건조를 방지하기 위해 안과 용 연고를 눈에 바르십시오.
- 2 % isoflurane의 개시 후 대퇴 동맥 카테터 삽입술을 시작하십시오.
- 수술 부위 감염을 예방하기 위해 말초 정맥 주사 를 통해 광범위한 항생제 사전 절개 (cefazolin, 25 mg / kg) 를 시행하십시오.
- 적절한 살균 장을 보장하기 위해 착색 된 chlorhexidine을 사용하여 두 개의 사타구니를 모두 살균하고 적절한 살균 드레이프를 놓습니다 ( 그림 3 B ). 생존 수술에 참여하는 직원은 최소한 수술 뚜껑, 마스크, 살균 장갑 및 안구 보호구를 착용해야합니다.
- 사타구니 주름에 색인 및 중간 손가락을 사용하여 대퇴부 펄스를 촉진합니다.
- 메스를 사용하여 1.5 cm 크기의 외과 적 절개를 만듭니다 ( 그림 3 C ).
- 외과 지혈이나 둔기 가위 ( 그림 3 D )와 같은 무딘 도구를 사용하여 gracilis 근육의 두 머리 사이를 해부합니다.
참고 : 대퇴 신경 혈관 번들은 일반적으로 이러한 두 근육 사이에서 발견됩니다. ( 도 4a ). - 혈관 루프 또는 실크 넥타이를 사용하여 근위 및 원위 단부에서 동맥을 분리합니다. 루프를 사용하여 동맥을 피부의 높이까지 끝까지 당깁니다 ( 그림 4B ).
- 동안혈류를 방해하기에 충분한 근위부 넥타이에 견인력을 가하고, 한 쌍의 건 절단술 가위로 작은 동맥 절개술을하십시오.
- 동맥을 가로 지르지 않도록주의하십시오. 작은 동맥 절개만으로도 충분합니다. 또는 동맥에 접근하기 위해 needle-and-wire 접근법을 사용하십시오 ( 그림 4 C ).
- 근위 동점의 부드러운 견인은이 부분의 절차 중 과도한 혈액 손실을 예방합니다. 바늘 및 와이어 방식을 사용하는 경우 가이드 와이어 (키트와 함께 제공되거나 별도로 구입)를 바늘을 통과시켜 최대 5cm의 동맥에 통과시킵니다.
- 심실 외전을 일으킬 수 있으므로 전선을 더 멀리 전진시키지 않도록주의하십시오. 이 경우에는 즉시 1-2cm 전선을 빼내십시오.
- 용기에서 가이드 와이어를주의해서 제거하면서 용기에서 바늘을 제거합니다. 카테터를 전선과 혈관으로 부드럽게 통과시킵니다 ( 그림 4
- 대퇴 동맥 카테터 삽입시 3-French, 8cm 카테터를 사용하십시오. 카테터의 팁이 혈관의 표면 벽에 처음 들어가면 약한 저항을 기대합니다.
- 동맥 절개 접근법을 사용하는 경우 카테터 또는 폴리에틸렌 튜빙을 용기로 직접 전진하십시오. 혈액 회수는 즉시 관찰해야합니다.
- 즉시 압력 변환기에 부착 된 카테터를 부착하십시오. 카테터를 정상 생리 식염으로 플러시하여 카테터 개통을 유지하십시오.
- 카테터를 제 위치에 고정시키는 봉합을하십시오. 오염을 방지하기 위해 멸균 된 거즈로 절개를 덮으십시오. 대퇴 동맥 도관 삽입술에 경피적 접근법을 사용하십시오.
참고 : 초음파는 숙련 된 기술자가 수행해야합니다.
- 카테터를 제 위치에 고정시키는 봉합을하십시오. 오염을 방지하기 위해 멸균 된 거즈로 절개를 덮으십시오. 대퇴 동맥 도관 삽입술에 경피적 접근법을 사용하십시오.
- 강제 공기 가온 장치로 새끼 돼지를 적극적으로 따뜻하게하고 지속적으로 모니터직장 온도 ( 그림 3A).
- 덱스 트로 오스를 함유 한 등장 액 (링거 젖당 또는 생리 식염수 중 5 % 덱스 트로 오스)을 유지율 (젖돈의 체중의 4 배, mL / hr)으로 주입하십시오.
- 섭동 (저혈압, 부정맥, 저 / 고열, 저산소증)에 대한 생체 신호 모니터링
참고 : 이상 징후의 경우 정상적인 생체 신호 범위와 해당 제안 관리가 표 1 에 요약되어 있습니다. - 시중에서 판매되는 혈액 분석 시스템을 사용하여 실험 중 적어도 시간당 동맥혈 가스 (동맥 pH, pCO2, pO2), 전해질 (중탄산염, 기본 과량 / 결핍, 나트륨, 칼륨, 이온화 칼슘), 헤모글로빈 및 포도당 측정 기간. 대퇴 동맥 도관에서 동맥혈 샘플을 가져옵니다.
참고 : 정상적인 산 염기 및 전해질 값과 비정상적인 경우 보정을위한 권장 사항표 1에 요약되어있다.
- 근위부 혈관 실크를 조심스럽게 묶어 대퇴 동맥을 영구적으로 막아 출혈을 예방하십시오. 또는 혈관 클립을 사용하십시오.
- 절개를 닫기 전에 완전한 지혈을하십시오. 감염을 방지하기 위해 멸균 식염수 용액 10-20 mL로 절개를 관개하십시오.
- 고통 조절을 위해 1 : 200,000 에피네프린이 함유 된 0.25 % bupivacaine 0.5-1 mL / kg을 사용하여 상처에 침투하십시오. 절개를 멸균 된 외과 용 피부 접착제로 덮으십시오.
참고 : 드레싱은 필요하지 않습니다.
- 온난화로 개인 가정 새장을 적극적으로 따뜻하게하십시오.
- 숙련 된 수의사 또는 연구원이 마취 후 동물을 밀접하게 모니터하십시오. piglet milk replacer를 제공하십시오.
- 동물에서 수술 후 불편 함을 조절하는 경험이있는 동물 관리 직원의 재량에 따라 통증 조절을 보장하기 위해 필요시 3 시간마다 적절한 복용량으로 부프레핀을 사용하여 새끼 돼지를 주입하십시오.
- 수술 후 처음 6 시간 동안은 매시간, 그리고 이후 4 시간마다 새끼 돼지를 모니터링하십시오. 동물을 희생시키고 조직 조달을 수행하여 위에서 설명한대로 동물을 통제하십시오.
Representative Results
40 마리의 새끼 돼지가 연구되었다 (18 마리의 이소 플루 란, 22 마리의 대조군). 연구 절차는 모든 동물에 잘 견딘다. 연구 된 모든 새끼 돼지는 수컷이었다. 나이 또는 체중과 관련하여 그룹간에 유의 한 차이는 없었다 ( 표 2, 그림 5 ). isoflurane 그룹의 실험 중 평균 실험실 값은 표 3 에 나와 있습니다. 이 값은 2 년 동안 여러 명의 기술자가 수술을 수행했기 때문에 실험 프로토콜이 내부 일관성과 재현성을 가지고 있음을 보여줍니다. 이 수치들에 의해 무의미한 것은 생리 학적 지혈을 유지하기 위해 수술 중에 많은 조정과 교정이 필요하다는 것입니다. CO 2 유지, 낮은 코어 체온 및 저혈당은 우리가 필요에 따라 포괄적 인 모니터링 및 조정을 피할 수 있었던 많은 혼란 요인 중 일부입니다.
t "fo : keep-together.within-page ="1 ">
그림 1. 말초 정맥 선의 위치. 24 G 정맥 카테터를 주변 귀 정맥에 놓습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2 : Piglet Intubation의 사건 순서. ( A ) 돼지는 삽관을 위해 옆으로 기댄 위치에 놓는다. 표준 모니터가 배치됩니다. ( B ) 후두경 검사자가 후두경 검사를하는 동안 조수가 구강에서 혀를 옮겼다. ( C ) 후두엽은 인간과 형태 학적으로 유사하다. 이 그림에서 th의 팁e 잎은 vallecula에있다. ( D ) 돼지의 후두 해부학은 인간과는 분명히 다르다. 성대는 후두 입구 깊이가 수 밀리미터에 이릅니다. 이 그림에서, 블레이드의 끝은 후두를 노출시켜 후두를 노출 시켰습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3 : 대퇴부 동맥 접근. ( A ) 강제 공기 가온 장치를 이용하여 동물의 온도를 유지한다. 모니터링은 절차 전체에서 사용됩니다. 넓은 무균 장은 착색 된 클로르헥시딘으로 준비되고 동물은 fenestrated 살균 드레이프로 덮여 있습니다. ( B ) 사타구니 주름의 촉진은 대퇴 맥파를 나타낸다. ( C ) cr사타구니 주름에 대략 직각으로 길이 약 1.5 cm의 외피 꼬리 피부 절개가 대퇴 맥파 상부에 수행됩니다. ( D ) 대퇴 신경 튜브 번들을 드러내 기 위해서 무딘 절개가 이루어집니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 4 : 대퇴 동맥의 사정. ( A ) 외측에서 내측으로, 신경 혈관 번들은 대퇴 신경, 동맥 및 정맥을 포함한다. ( B ) 대퇴 동맥은 혈관 루프 및 / 또는 봉합을 사용하여 격리된다. 근위 동점에 대한 지속적인 긴장은 동맥이 뚫린 채로 과도한 혈액 손실을 방지합니다 (혈관 미백 참조). ( C ) 바늘을 사용하여 대퇴부를 찔러 넣는다.동맥의 뒤쪽 벽에 천공을 피한다. 혈액이 되돌아 오면 가이드 와이어가 바늘을 통해 동맥으로 들어갑니다. ( D ) 바늘을 제거하고 카테터를 가이드 와이어 위로 들어 올려 대퇴 동맥 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 5 : 대조 및 이소 플루 란 처리 된 돼지의 평균 체중과 연령 비교. 오차 막대는 +/- 1 표준 편차를 나타내며 각 오차 막대 위에 표준 편차 값이 표시됩니다.
표 1 : 정상적인 돼지의 생체 신호, Arteri의 요약알 혈액 가스 및 혈청 전해질 값의 교정 방법 이 테이블의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
표 2 : 대조군의 평균 체중과 연령 대 이소 플루 란 처리 된 돼지의 요약. 쌍을 이루지 않은 양측 T 검사를 시행 하였는데 두 군간에 유의 한 차이는 보이지 않았다. 이 테이블의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
표 3 : 이소 플루 란 처리 동물의 평균 생체 신호 및 실험실 값. 일 동안생체 신호 및 실험실 값의 정상 범위에서의 편차가 즉시 교정됩니다. 이 테이블의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Discussion
중요한 프로토콜 단계 / 문제 해결
실험이 시작되면 비 침습성 생체 신호 모니터링은 유도로 시작해야합니다. 혈압, 심장 박동수, 산소 포화도 및 직장 온도를 쉽게 얻고 모니터링 할 수 있습니다. 이 동물들은 전신 마취 하에서 신속하게 저체온이 될 수 있기 때문에, 적절한 핵심 체온을 유지하기 위해 새끼 돼지는 공기 예열 장치 아래 있어야합니다. 말초 정맥 카테터의 신속한 배치는 유도 중에 발생하는 비상 사태의 치료를 허용합니다. isoflurane 절차와 희생 절차 모두를 통해 비 침습적 또는 침습적으로 돼지를 지속적으로 모니터링하는 것이 중요합니다. 돼지는 특히기도 관리 및 삽관 중 프로토콜을 통해 여러 단계에서 매우 빠르게 동맥혈 산소화를 경험할 수 있습니다. 우리는 8 %의 세보 플루 란을 사용하여 인간의 소아과 치료법을 반복하기 위해 마취를 유도합니다.유도. 그러나, 5 % isoflurane이 성공적으로 사용되고 적절합니다. 해부학 및 후두 경련의 경향을 감안할 때, 돼지 새끼는 삽 관하기가 어려울 수 있습니다. 유도 및 / 또는기도 관리 중에 돼지 새끼가 불포화되기 시작하면 안전한 산소 포화도와 충분한 마취 깊이를 회복하기 위해 100 % 산소와 세보 플루 란을 즉시면 콘을 통해 투여해야합니다. 마취 비행기가 삽관을 할만큼 충분히 깊어야하지만, 과도한 마취는 무호흡증을 유발할 수 있습니다. 동물의 환기 및 산소 공급에 대한 지속적인 경계가 필요하며 이에 따라 흡입 마취의 적정이 필요합니다. 일단 산소 공급이 회복되고 적절한 마취가 이루어지면 삽관을 다시 시도 할 수 있습니다. 안면 경추를 통한 양압 환기가 시도 될 수도 있지만 대개 성공하지 못합니다. 후두 경련이 발생하면 리도카인 용액을 voc에 직접 적용al cord는 기관 삽관을 허용하도록 지시된다.
응급 약물은 항상 이용 가능해야하며 생리적 교란을 교정하기 위해 프로토콜의 중요 부분에서 필요에 따라 관리해야합니다. 돼지의 마취 및 응급 약물 사용에 대한 철저한 논의는이 원고의 범위를 벗어나지 만 Swindle의 "실험실에서의 돼지 : 수술, 마취, 영상 및 실험 기술"은 훌륭한 자료입니다. 27
마찬가지로, 새끼 돼지는 정중선 흉골 절개술 중 흉강을 연 후에 희생 중에 급격히 탈 포화되기 시작할 수도 있습니다. 작업자는 빠르고 안전하게 작동하여 심장을 노출시키고 혈관 내 카테터를 삽입하여 차가운 PBS를 시동해야합니다. 뇌에 허혈성 손상을 방지하기 위해서는 철저한 저온 PBS 관류 (및 PFA로 신속하게 고정)가 필요합니다.
일단 돼지 새끼가 삽관되면, respi비 율 및 호 기말 이산화탄소 추적이 시작된다 ( 표 1 ). 적절한 마취를 유지하면서 인공 호흡기 지원을 적정하여 새끼 돼지의 호 기말 산소 및 인공 호흡을 안정화시킵니다. 우리는 인간에게 가능한 한 가깝게 사용되는 것을 모방하기 위해 기계 환기를 사용합니다. 산화성 스트레스의 가능성을 최소화하기 위해과 산소는 피해야합니다.
isoflurane piglets는 대동맥 삽관 (cannulation)을 받는데 두 가지 이유가 있습니다 : 지속적으로 동맥 혈압을 모니터링하는 것; 절차 전반에 걸쳐 산 - 염기 상태, 혈액 가스 및 전해질을 평가하기 위해 동맥혈을 샘플링 할 수 있습니다. 대퇴 동맥의 사정은 어려울 수 있습니다. 자세한 내용은 비디오를 참조하십시오. 생존 실험을 위해,이 절차는 무균 조건 하에서 살균 작동 환경에서 수행되어야합니다. 대퇴 동맥을 삽관 한 후 필요에 따라 동맥혈 가스 및 혈청 전해질을 시간별로 모니터링하고항상성 유지 ( 표 1 ). 새끼 돼지는 충분한 포도당을 유지하기 위해 연속 덱스 트로 오스 함유 등장액을 받아야합니다. 실험을 통해 동물은 정상 체온에 대해 지속적으로 모니터링되어야하며 필요에 따라 강제 공기 예열을 제공해야합니다. 저체온증과 고열을 피하는 것도 똑같이 중요합니다.
이 프로토콜은 한쪽 반구의 "신선한"뇌와 하나의 반구의 고정 신경 조직을 제공하지만, 대체 연구 디자인을 수용하기 위해 쉽게 적용 할 수 있습니다. 추가 샘플은 새끼 돼지에서 수집 할 수 있습니다. CSF는 형광 투시 안내의 유무에 관계없이 새끼 돼지를 마취 한 후에 얻을 수 있습니다. 대퇴 동맥 도관을 비롯한 프로토콜의 다양한 단계에서뿐만 아니라 관류 직전에 혈관 카테터를 통해 좌심실에서 직접 혈액을 수집 할 수 있습니다. 회복기는 길어 지거나 짧아 질 수도 있습니다. 만성 또는 급성 반응의 검사를 위해 각성되었다.
기술의 한계
이 프로토콜과 모델은 기술적으로 어렵습니다. 특히 생존 실험을 위해서는 숙련 된 조사자와 완벽하게 제공되는 운영 체제가 필요합니다. 조사자 (및 의정서의 특정 부분에 대한 보조원)는이 프로토콜의 외과 및 마취 구성 요소 모두에 익숙해야하며, 숙련을 위해 훈련 및 경험이 필요할 수 있습니다. piglet 모델은 비인간 영장류에 비해 비용이 훨씬 적지 만 다른 제한 사항으로는 설치류 모델에 비해 piglets의 비용이 포함됩니다. 새끼 돼지의 가격은 동물을 얻는 지역 및 농장에 따라 다르지만 동물 당 비용은 500 달러 미만이 될 수 있지만 사람이 아닌 영장류는 동물 당 수천 달러가 될 수 있습니다. 우리의 경험에 따르면, 동물 당 평균 비용은 일반적으로 약 $ 200입니다.
jove_content "> 마지막으로, 발달중인 인간의 뇌를 모방하는 돼지 모델의 목적이기 때문에, 신생아 새끼 돼지 만 사용해야합니다. 중추 신경계는 빠른 성장기에 가장 취약하며, 새끼 돼지에서는이 기간이 출생 6 주에서 출생 후 5 주까지 8. 분만 일로부터 더 먼 나이 든 새끼 돼지를 사용하면 새끼 돼지 모델의 임상 적 타당성이 약화 될 위험이있다. 돼지 뇌 발달의 "동등성"에 관한 중요한 논쟁이 있지만 인간과 돼지 사이의 초기 출생 후의 두뇌 발달이 비교 될 때, 인간 신생아의 그것과 현저한 유사점이있다. 출생시, 인간과 돼지의 뇌는 각각 성인 체중의 27 %와 25 %이다 .14 존슨의 연구 결과 그리고 동료들에 따르면, 우리는 한 마리의 돼지 주간이 대략 한 달 동안 인간과 똑같다고 추론 할 수 있습니다 .9 이러한 결과는 wh 뇌량 데이터는 Workman과 동료의 연구에 의해 검증되었습니다. 우리는 1-2 개월 된 인간을 근사시키기 위해 7-14 일 된 새끼 돼지를 선택했다. 그러나, 실험 목적이 돼지 두뇌 성장 분출의 절정을 모방하는 것이라면 더 어린 동물 (1-5 일 된)을 사용하는 것이 현명 할 수 있습니다. 이것은 새끼 돼지가 출생시 젖을 떼기 때문에 가능합니다. 새끼 돼지 모델의 사용은 인간과 돼지 출생 후 두뇌 발달 사이의 유사점과 관련하여 새로운 데이터가 이용 가능하게됨에 따라 적응할 것입니다.대안 / 기존 방법에 대한 기술의 중요성
돼지는 뇌 발달 및 병태 생리 학적 반응에있어서 중요한 유사점을 포함하여 인간 신생아와 현저한 유사성을 가지고 있습니다. 따라서 임상 적으로 관련된 포유류 모델이며 개념 증명 연구는 돼지가 마취 신경 독성 연구에 적합한 모델임을 나타냅니다29 , 30. 또한 다른 유형의 발달 신경 과학 연구에도 쉽게 적용될 수있다.이 모델은 과학적 권위를 가지고 AIDN의 범위와 메커니즘을 조사하여 저산소증이나 고칼슘증과 같은 혼란을 야기 할 우려를 최소화하도록 설계되었다. 마취 유도로 오인 될 수있는 신경 학적 손상을 일으키기 때문에, 돼지 수술은 수술 전과 수술 후 마취 상태 및 소아 환자의 경험과 동일한 수술로 치료됩니다.
기법 마스터 링 후의 향후 방향 및 응용
앞으로 돼지 새끼들은 neurocognitive 검사에 매우 순종적입니다 17 . 이 속성은 향후 실험에서 마취 노출 후 neurocognitive 결과를 복잡하고 종합적으로 평가할 수있게합니다. 임상 환경에서 아이들은 가장 자주 마취를 겪는다는 것을 강조해야한다.ra 생리 학적으로 스트레스가 많은 수술 (수술). 마취와 수술후 염증 사이의 상호 작용뿐만 아니라 (설치류와 영장류에서 볼 수 있듯이) 결과적인 신경 손상 및 / 또는 독성은 추가 탐험과 중요한 고려가 필요합니다. 신생아 새끼 돼지는 수술의 혼란스러운 영향없이 개발중인 뇌에서 마취 효과에 대한 독특하고 임상 적으로 관련된 기본 모델을 제공합니다 (어린이의 일반적인 임상 시나리오를 모방 함). 다양한 유형의 수술이나 다른 혼란 (뇌 허혈, 뇌 손상, 유전 적 소인 등 )의 영향은 이제이 모델을 사용하여 신뢰할 수있게 테스트 할 수 있습니다.
실험실에서 우리는 손상되지 않은 신경 회로에서 마취 및 AIDN의 메커니즘을 더 연구하기 위해 여러 가지 전기 생리 학적 및 전기 화학적 방법을 사용할 계획입니다. 이러한 기술에는 생체 내에서 신경 전달 물질 활성 측정, 전체 세포 패치 클램프 기록, 신경 영상 및뇌 조각에서 신경 생리학 연구. 미성숙 한 뇌에서의 신경 과학과 관련하여, 새끼 고양이는 인간 모델과 비교하여 인간에 더 관련이 있으며, 인간이 아닌 영장류에 존재하는 단점은 거의 없습니다. 추가 개발로, 새끼 돼지는 인간 발달 신경 과학 연구를위한 이상적인 모델 일 수 있습니다.
Disclosures
저자는 경쟁적 이익이 없다고 선언합니다.
Acknowledgments
저자는 오하이오 주립 대학 실험 동물 정보 센터 (ULAR)의 공헌을 인정하고자합니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Liqui-Wean | Milk Specialities | 454836 | |
| Piglet Anesthesia Face-Cone Mask | VetEquip | 921428 | |
| Masterflex L/S Peristaltic Pump | Cole-Parmer | EW-77916-20 | Alternative peristaltic pumps can be used, as long as a constant and sufficient perfusion rate can be achieved |
| Masterflex L/S Pump Tubing, 25 ft | Cole-Parmer | EW-96410-24 | |
| 14 G angiocatheter | Becton-Dickson | 381164 | |
| 10x PBS | Thermo-Fisher Scientific | ||
| Paraformaldehyde powder | Sigma-Aldrich | P6148-5KG | Our lab makes this reagent from the powder as it is much more cost-effective. Prepared paraformaldehyde can also be purchased. |
| 2-methylbutane | Sigma-Aldrich | M32631-4L | |
| Needle holder | Teleflex | 152720 | |
| Right angle clamp | Teleflex | 496217 | |
| Rongeurs | Teleflex | 028120 | |
| Tenotomy scissors | Teleflex | 423480 | |
| Stitch scissors | Teleflex | 423440 | |
| McPherson Tying Forceps | Teleflex | 425200 | |
| Adson Tissue Forceps | Teleflex | 181223 | |
| 3-0 nylon suture | Medline | ETH627H | |
| Integra SL Anesthesia Workstation | DRE Veterinary | 2350 | This anesthesia workstation is chosen to best mimic the clinical monitoring experienced by pediatric patients in the operating room. Any anesthesia machine can be used as long as it allows for sufficient physiologic monitoring and intervention. |
| Laryngoscope handle | Teleflex | 8710000 | |
| Miller 1 Laryngoscope blade | Teleflex | 2216100 | |
| Bair Hugger | 3M | 750 | |
| Bair Hugger Torso Blanket | 3M | 540 | |
| iStat Handheld | Abbott Point of Care | 300 | Alternative point of care arterial blood gas analysis devices may be used |
| iStat Cartridges | Abbott Point of Care | CG8+ | |
| Dermabond Advanced Topic Skin Adhesive | Ethicon | DNX6 | |
| LMA Laryngotracheal Atomization Device | Teleflex | MAD720 | A cotton-tipped applicator soaked in local anesthetic can also be used |
| Sheridan CF 3.0 Cuffed Endotracheal Tube | Teleflex | 5-10106 | This model ETT was selected because it has a Murphy's eye, which is important to prevent ETT occlusion during the experiment |
| Pediatric Intubation Stylet | Smiths Medical | 100/120/100 | |
| 24 G angiocatheter | Becton-Dickson | 381112 | |
| #10 Disposable Scalpel | Ted Pella, Inc | 549-9-10 | |
| Arterial Pressure Monitoring Kit (3 French, 8 cm catheter) |
Cook Medical | C-PMSY-300-FA | Simple polyethylene tubing with a luer-lock adapter can also be used |
| Intramedic PE90 Polyethylene tubing | Fisher Scientific | 14-170-12D | |
| Monoject Blunt Cannula | VWR International | 15141-144 |
References
- Buie, V. C., Owings, M. F., DeFrances, C. J., Golosinskiy, A. National hospital discharge survey: 2006 annual summary. Vital Health Stat 13. (168), 1-79 (2010).
- Hays, S. R., Deshpande, J. K. Newly postulated neurodevelopmental risks of pediatric anesthesia. Curr Neurol Neurosci Rep. 11, 205-210 (2011).
- Disma, N., Mondardini, M. C., Terrando, N., Absalom, A. R., Bilotta, F. A systematic review of methodology applied during preclinical anesthetic neurotoxicity studies: important issues and lessons relevant to the design of future clinical research. Paediatr Anaesth. 26, 6-36 (2016).
- Loepke, A. W., Vutskits, L. What lessons for clinical practice can be learned from systematic reviews of animal studies? The case of anesthetic neurotoxicity. Paediatr Anaesth. 26, 4-5 (2016).
- Cherubini, E., Rovira, C., Gaiarsa, J. L., Corradetti, R., Ben Ari, Y. GABA mediated excitation in immature rat CA3 hippocampal neurons. International journal of developmental neuroscience. 8, 481-490 (1990).
- Kaindl, A. M., et al. Brief alteration of NMDA or GABAA receptor-mediated neurotransmission has long term effects on the developing cerebral cortex. Mol Cell Proteomics. 7, 2293-2310 (2008).
- Glauser, E. M. Advantages of piglets as experimental animals in pediatric research. Exp Med Surg. 24, 181-190 (1966).
- Dickerson, J., Dobbing, J. Prenatal and postnatal growth and development of the central nervous system of the pig. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 166 (1005), 384-395 (1967).
- Conrad, M. S., Johnson, R. W. The domestic piglet: an important model for investigating the neurodevelopmental consequences of early life insults. Annu Rev Anim Biosci. 3, 245-264 (2015).
- Nielsen, K. B., et al. Reelin expression during embryonic development of the pig brain. BMC Neuroscience. 11, 75 (2010).
- Niblock, M. M., et al. Comparative anatomical assessment of the piglet as a model for the devleoping human medullary serotonergic system. Brain Res Brain Res Rev. 50 (1), Netherlands. 169-183 (2005).
- van Straaten, H. W., Peeters, M. C., Hekking, J. W., van der Lende, T. Neurulation in the pig embryo. Anat Embryol (Berl). 202 (2), 75-84 (2000).
- Goureau, A., et al. Conserved synteny and gene order difference between human chromosome 12 and pig chromosome 5. Cytogenetics and cell genetics. 94 (1-2), 49-54 (2001).
- Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).
- Istaphanous, G. K., et al. Characterization and quantification of isoflurane-induced developmental apoptotic cell death in mouse cerebral cortex. Anesth Analg. 116 (4), 845-854 (2013).
- Loepke, A. W., et al. The effects of neonatal isoflurane exposure in mice on brain cell viability, adult behavior, learning, and memory. Anesth Analg. 108 (1), 90-104 (2009).
- Sullivan, S., et al. Improved behavior, motor, and cognition assessment in neonatal piglets. J Neurotrauma. 30 (20), 1770-1779 (2013).
- Gieling, E. T., Nordquist, R. E., van der Staay, F. J. Assessing learning and memory in pigs. Anim Cogn. 14 (12), 151-173 (2011).
- Broom, D. M., Sena, H., Moynihan, K. L. Pigs learn what a mirror image represents and use it to obtain information. Animal Behaviour. 78 (5), 1037-1041 (2009).
- Martin, L. J., Spicer, D. M., Lewis, M. H., Gluck, J. P., Cork, L. C. Social deprivation of infant rhesus monkeys alters the chemoarchitecture of the brain: I. Subcortical regions. The Journal of neuroscience. 11 (11), 3344-3358 (1991).
- Rizzi, S., Ori, C., Jevtovic-Todorovic, V. Timing versus duration: determinants of anesthesia-induced developmental apoptosis in the young mammalian brain. Annals of the New York Academy of Sciences. 1199, 43-51 (2010).
- Brambrink, A. M., et al. Isoflurane-induced neuroapoptosis in the neonatal rhesus macaque brain. Anesthesiology. 112 (4), 834-841 (2010).
- Elmore, M. R., et al. Respiratory viral infection in neonatal piglets causes marked microglia activation in the hippocampus and deficits in spatial learning. J Neurosci. 34 (6), 2120-2129 (2014).
- Alonso-Alconada, D., et al. Brain cell death is reduced with cooling by 3.5 degrees C to 5 degrees C but increased with cooling by 8.5 degrees C in a piglet asphyxia model. Stroke. 46 (1), 275-278 (2015).
- Costine, B. A., et al. The subventricular zone in the immature piglet brain: anatomy and exodus of neuroblasts into white matter after traumatic brain injury. Developmental neuroscience. 37 (2), Switzerland. 115-130 (2015).
- Holtzman, D., et al. In vivo phosphocreatine and ATP in piglet cerebral gray and white matter during seizures. Brain research. 783 (1), 19-27 (1998).
- Swindle, M. M. Swine in the Laboratory. , 2nd ed, CRC Press. (2007).
- Workman, A. D., Charvet, C. J., Clancy, B., Darlington, R. B., Finlay, B. L. Modeling transformations of neurodevelopmental sequences across mammalian species. J Neurosci. 33 (17), 7368-7383 (2013).
- Lunney, J. K. Advances in swine biomedical model genomics. International journal of biological sciences. 3 (3), 179-184 (2007).
- Nemzek, J. A., Hugunin, K. M., Opp, M. R. Modeling sepsis in the laboratory: merging sound science with animal well-being. Comparative medicine. 58 (2), 120-128 (2008).
