Summary
Anesteziye bağlı gelişme nörotoksisitesi (AIDN) araştırmaları, insanlar için geniş ölçüde uygulanmayan kemirgenler üzerine yoğunlaşmıştır. İnsan olmayan primat modelleri daha alakalı, ancak maliyet önleyici ve deney için kullanımı zor. Domuz yavrusu aksine, anestezik nörotoksisite çalışması için klinik açıdan önemli, pratik bir hayvan modeli idealdir.
Abstract
Birçok durumda, özellikle çocuklarda ameliyat gerektiğinde anestezi kaçınılamaz. Hayvanlar üzerindeki son araştırmalar, anesteziye maruz kalmanın, anesteziye bağlı gelişme nörotoksisitesi (AIDN) olarak bilinen nöronal apoptosise yol açabileceği endişelerini artırdı. Dahası, çocuklardaki bazı klinik araştırmalar anesteziye maruz kalmanın hayattaki nörogelişimsel açıklara yol açabileceğini önermektedir. Bununla birlikte, preklinik çalışma için ideal bir hayvan modeli henüz geliştirilmemiştir. Yenidoğan domuzcuğu, insanlarla çarpıcı sayıda gelişimsel benzerlikler paylaştığı için preklinik çalışma için değerli bir modeli temsil eder.
Domuz yavrularının anatomisi ve fizyolojisi hem sağkalım hem de sağkalım olmayan işlemlerde katı insan perioperatif koşullarının uygulanmasına izin verir. Femoral arter kateterizasyonu, yakın izlemeyi mümkün kılar ve böylece domuz yavrusu hayati belirtilerinin ve kimyalarının sapmalarının derhal düzeltilmesini sağlar. benAyrıca, domuz yavruları ile insan yenidoğanları arasında çok sayıda gelişimsel benzerlik vardır. Deney yapmak için domuz yavruları kullanmak için gereken teknikler ustalaşmak için deneyime ihtiyaç duyacaktır. Pediatric anestezist, araştırmacı ekibin kritik bir üyesidir. Genel anlamda, nörogelişimsel çalışma için bir domuz yavrusu modelinin uygun kullanımını tarif ederiz.
Introduction
Her yıl, ABD'de milyonlarca çocuk genel anestezi almakta, birçoğu 4 yaş altı 1'dir . Anestetik kaynaklı gelişimsel nörotoksisite (AIDN) anestezinin olgunlaşmamış beynler üzerindeki etkilerini anlamak için zorunlu hale geldiğinden pediatrik anestezi araştırmalarının odak noktası haline gelmiştir. Önceki araştırmalar, izofluran gibi yaygın olarak kullanılan anesteziklerin genç hayvanların beyinlerinde artmış nöronal apoptozise neden olduğunu göstermiştir. Çocuklarda yapılan çalışmalarda belirsiz sonuçlar ortaya çıkmıştır 2 . AIDN patogenezini anlamak, önlenmesi veya iyileştirilmesi için potansiyel terapötik hedefleri belirlemek ve mevcut en güvenli anestezik rejimleri tanımlamak, pediyatrik anestezi toplumunun acil hedefleri haline gelmiştir. Bu çalışmanın temel amacı anestezinin gelişmekte olan beyin üzerindeki etkilerini nicelleştirmek için optimal bir hayvan modeli ve yöntemi geliştirmek ve dikkatli bir şekilde uyarmaktıHalihazırda yaygın olarak kullanılan anesteziklerin güvenliğine ilişkin araştırmalar tasarladı.
AIDN hakkında klinik öncesi literatürdeki güncel bir sistematik derlemede, yazarlar 900'den fazla çalışmada önemli metodolojik heterojenlik olduğunu belirttiler 3 . Birçoğu bunu, klinik açıdan alakalı, iyi tasarlanmış bir klinik öncesi modelin çağrısı olarak görüyordu; bu klinik öncesi model, bu konuda birkaç yıllık araştırmaya rağmen mevcut değildir. Çoğu kemirgen modelleri, gerekliliğin dışında, titiz fizyolojik izlemeye, kan örneklemesine veya mekanik havalandırmaya izin vermeyen bir yaklaşım kullanır. Beyin fizyolojik bozulmalara zararlı olduğundan, bu tür modellerden elde edilen sonuçlara güvenmek zordur. Bu modelin geliştirilmesi için birincil hedef, kan gazı parametreleri, vücut sıcaklığı, solunum parametreleri vb. Gibi tüm fizyolojik değişkenlerin izlenmesi ve gerektiğinde düzeltilmesi şeklinde tasarlanmıştır.
4 . Translasyonel domuz yavrusu modeli, bu incelemelerde ve editöryallerde aranan klinik önemin seviyesini sağlar; çünkü gelecekteki klinik çalışmaları bilgilendirecek ilgili klinik öncesi veriler için bu ihtiyaca cevap verecek şekilde tasarlanmıştır.
Isoflurane, GABA tipi A (GABA A ) reseptör agonisti ve zayıf NMDA reseptör antagonisti, dünya çapında klinik uygulamada yaygın olarak kullanılan inhale anestezik ilaçtır. İzofluran gibi anestezikler, hipotansiyon ya da hipoksiye neden olmadıkça güvenli kabul edilir; Ancak daha ufak etkiler meydana gelebilir. Beyin genel anesteziye maruz kaldığında, GABA dengesi aGonizm ve NMDA antagonizması bozulmakta, hücresel mimaride, bağlantıda ve işlevde değişikliğe neden olmaktadır. Buna ek olarak, GABA genellikle bir inhibitör nörotransmitter iken, olgunlaşmamış beynin 5 eksitatör olduğu bilinmektedir. Tam olarak, GABA'nın eksitatörden inhibe ediciye geçiş gerçekleştiği zaman iyi anlaşılamamıştır ve muhtemelen türe bağımlıdır.
Beyindeki heyecan verici ve inhibe edici girdi arasındaki dengesizlik "beyin büyüme atılımı" sırasında söz konusu olduğunda, kritik moleküler yolakların eksitotoksik olarak düzensizleşmesi apoptotik nörodejenerasyon gibi anormal nörogelişimeye neden olabilir. Artan apoptoza ek olarak, oksidatif stres ve inflamasyon da indüklenebilir, buna karşın nöronal hücre proliferasyonu, nöronal migrasyon ve aksonal arborizasyon baskılanır veya düzensiz hale gelir 6 . Net sonuç, nahoş bilişsel bozukluklar olup adul kalabilirSelam 2 .
İzofluran'ın genç memeliler üzerindeki nörotoksik etkilerini doğrudan ölçmek için yenidoğan piglets kullanılır. Domuz yavruları insanlarla diğer memelilerden daha fazla CNS benzerliği paylaşır ve bu nedenle, nörogelişimsel ve nöroanatomik benzerlikleri onları AIDN'in klinik olarak ilgili bir memeli modelinde ideal bir hayvan yapar. Hem insanlar hem de domuz yavruları, beyin gri, gri madde ve beyaz cevherin karakteri ve dağılımı bakımından benzerlik gösteren paylaşım dizgisel beyinlerine sahiptir. Domuz yavrusu hipokampusu, bazal gangliyonlar ve beyin sapı da topografik bakımdan insanlara 7 benzerdir. Gelişimsel olarak, domuz yavruları, perinatal beyin büyümesi ve miyelinasyona uğrayan az sayıda insan dışı memeliden biridir 8 . Gebelikte hem insan hem de domuz yavrusu beynin geç dönem trimesterinde belirgin bir büyüme gösterir. Korelasyonda, doğumda insan ve domuz beyinleri yetişkin beyinlerin sırasıyla sırasıyla% 27 ve% 25'idir. Manyetik rezonans görüntüleme, bir haftalık domuz yavrusu beyninin nöronal olgunlaşma ve dendritik arborizasyonu açısından yaklaşık bir aylık insan beynine eşdeğer olduğunu ortaya koymuştur. Buna ek olarak, domuz yavrusu ve insan beyni nörogelişim kalıplarına göre çok sayıda benzerliği paylaşmaktadır. Örneğin, reelin 10'un ifade ve mRNA dizisi, 5-HT nöronlarının 11 topografik dağılımı ve sinir tüpü kapanışı 12 , insanlarda görülenle paraleldir. Ayrıca domuz yavruları ve insanlar genomları arasında kapsamlı bir homoloji var 13 .
Bir hayvan modelinin önemi, özellikle insan bebeklerinin beyin olgunluğu ve patobiyolojisi ile ilişkili olarak insan patolojisi bağlamında anlaşılmalıdır. Mevcut anestezi toksisite çalışmalarının çoğunda kemirgen bir model kullanılırken, bir kısmı insan dışı insan kullanıyorPrimat modelleri. Bununla birlikte, kemirgenler ve primatlar AIDN araştırması için ideal hayvanlar olmayabilir.
Yaygın olarak kullanılmasına rağmen, kemirgen beyinleri, gelişme boyunca insanlardan çok farklıdır. En önemlisi, kemirgenler yalansızfalik (veya pürüzsüz) beyinlere sahiptir. Kemirgen beyni, daha nörolojik açıdan karmaşık organizmaların karakteristik olan gri ve sulkusundan yoksundur. Kemirgen beyin aynı zamanda insanlardan ve yavru köpeklerden farklı olarak postnatal bir beyin büyüme atağı geçirir. Farklı beyin bölgelerinin inhale anestezik 15'e karşı savunmasızlığına dair değişiklikler olduğu gözlemlenmiştir. Bu nedenle, AIDN'yi araştırmak için kullanılan hayvan modelinin, pediatrik hastalarda görülebilecek muhtemel anesteziye bağlı beyin değişikliklerini en iyi şekilde modellemek için, nörogelişimsel ve nöroanatomik olarak bir insana benzer bir beyne sahip olması önemlidir. Daha önce tarif edildiği gibi, domuz yavruları bir beyne sahiptir;Bu rol için çok daha uygun. Dahası, Morris su labirentinde değerlendirilen uzaysal öğrenme ve hafıza gibi kemirgen bilişsel testlerin ortak biçimleri, küçük çocuklarda nörobilişsel değerlendirmelerle doğrudan alakalı veya karşılaştırılabilir nitelikte değildir 16 . Gelişimsel sinirbilimi için piglets'i kullanmanın avantajlarından biri, erken yaşlarda bile nörobilişsel testlere son derece yatkın olmalarıdır. Diğer memeli türleri için yararlı olduğu düşünülen çok sayıda nörobilişsel testler domuzlarda başarıyla kullanılmış ve onaylanmıştır. Hala ilerleyen bir alandaysa, domuz yavrularındaki nörobilişsel değerlendirme, eğik bir kiriş motor testi 17 , 18 ve ayna mekansal farkındalık testi 19 gibi insan eksikliklerini taklit eden daha karmaşık testleri içerir. Eğimli ışınla motor testi, domuz yavrularında travmatik beyin hasarı çalışmasının bir parçası olarak değerlendirmede yüksek güvenirlik göstermektedirMotor fonksiyonu. Ayna testi çevredeki çevreyi anımsamanın yanı sıra yiyecek ödülünü bulmak için yansıyan görüntünün tanınması ve kullanılması olduğunu gösterir.
Öte yandan, insan dışı primatlar pediatrik anestezi çalışmaları için daha uygun bir model olabilir, ancak maliyet ve kullanma zorluğu da dahil olmak üzere bir dizi yasaklayıcı faktör vardır. Ek olarak, erken yetiştirme koşullarına, özellikle de stres ve anne karnındaki ayrımlara karşı aşırı duyarlıdırlar 20 . AIDN çalışması için önemli olan, allosterik modülatörler, reseptör-ligand benzerlikleri, translasyon sonrası modifikasyonlar, reseptör alt birim kompozisyonları ve alternatif ekleme varyantları gibi önemli faktörler primatlarda bilinmemektedir. Bunun nedeni, bu gibi kavramlarla ilgili genlerin klonlanmamasıdır. Buna karşılık, domuzlarda klonlanmışlardır. Bu nedenle, insan olmayan 21 , 22 nolu primatlarda sadece sınırlı bir çalışma yapılmıştır
Domuz yavrusu modeli, kemirgen ve insan olmayan primat modellerinin avantajlarını kullanır: maliyeti düşüktür, insan dışı primat çalışmalarına göre daha kolaydır ve nöroanatomik ve nörofizyolojik olarak pediatrik insan beynine benzemektedir. Nörobilim araştırmalarında domuz yavrularının kullanımı son yıllarda pediyatrik nöroinflamatuvar durumları inceleyen bir dizi çalışma da dahil olmak üzere büyümüştür. Solunum yollarının viral enfeksiyonunun hipokampus ve uzaysal öğrenme 23 üzerine etkileri, inme sonrası beyin hücresi ölümünün azaltılması 24 , travmatik beyin hasarını takiben nörogenezis 25 ve nöbetler sırasında enzim aktivitesi 26 yenidoğan piglets kullanan çalışmaların bazılarıdır. Bu önemli ve artan literatür, anestezi çalışması için klinik olarak ilgili ve yüksek düzeyde çoğaltılabilir domuz yavrusu modelinin uygunluğuna ve sürdürülebilirliğine gücü verirSia kaynaklı nörotoksisite.
Protocol
Sağlıklı evcil piglets ( Sus scrofa) , Ohio State Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylanan bir çiftlikten elde edilmektedir. Tüm hayvan deneyleri, protokol onayı sonrasında Ohio State University IACUC politikasına uygun olarak yapılır.
1. Hayvanlar ve Hayvan Taşıma
- Seksin potansiyel karışık etkilerini ortadan kaldırmak için bu deneyde erkek piglets kullanın. NOT: Deneysel hedefler, maksimum beyin büyüme döneminde deneyin hayvanlar üzerindeki etkilerinin değerlendirilmesini içeriyorsa, 14 günden eski domuz yavruları kullanmayın.
- Domuz yavrularının, deneyime başlamadan önce en az 24 saat önce vivaryuma gelmesini ve çevreye uyum sağlanmasını bekleyin.
NOT: Lisanslı veteriner hekimler tarafından denetlenen eğitimli veterinerlik teknisyenleri, rutin hayvancılık hizmetleri sunmaktadır.- Domuz yavrularını ayrı ayrı sıcaklık kontrollü kafeslerde tutun ve bir nutritio verinTamamen eksiksiz, ticari domuz yavrusu sütü yerine yenisi ile . Hayvanları bir battaniye ve oyuncakla doldurun. Hayvan muhafazalarındaki sıcaklığı sürekli olarak izleyin.
- Bu ön fizibilite çalışması için, izofluran kolu için 18 yavru ve kontrol kolu için 22 yavru kullandı. Mümkün olduğunda çalışma dizaynına dayalı örnek büyüklük hesaplamalarını yapın. Mevcut domuz yavrularını kontrol veya maruz kalma grubuna uygun maruz kalma süresi için rastgele oluşturun. Deneylerden, hatta birden fazla araştırmacıya rağmen, günde en fazla 2 deneme (toplam 2 hayvan) gerçekleştirebilmeyi umuyoruz.
2. Kontrol Hayvanlar
- Kontrol hayvanlarına deneysel müdahale yapmayın.
- Perfüzyon ve doku toplama prosedürü için yüz maskeli maskeyle derin genel anestezi uygulayın. Spesifik olarak, 24 saat iklimlendirme süresinden sonra, domuz yavrularını% 100 oksijen <% 5 izofluran veya% 8 sevofluran ile anestezi uygulayın <Em> via face cone mask. İndüksiyon için desfluran kullanmayın.
NOT: Anestezi indüksiyonu ile soğuk PBS perfüzyonu uygulaması arasındaki zaman mümkün olduğunca kısa olmalıdır. Deneyimli teknisyenler bu süreci 5 dakika içinde tamamlayabilirler.- Bir ameliyat kelepçesi kullanarak kuyruk-sıkışma refleksi eksikliği nedeniyle yeterli anestezi derinliğini teyit edin.
- Beyindeki hipoksik / iskemik hasarlardan kaçınmak için soğuk fosfat tamponlu salin (PBS) perfüzyonu başlayana kadar yeterli oksijenasyon, havalandırma ve kalp debisini sağlamak için bir nabız oksimetresi kullanarak domuz yavrusunu izleyin.
NOT: Doku hasarına karşı ilave koruma sağlamak için, anestezi indüksiyonundan sonra hayvanı (baş dahil) buzda paketleyin.
- Transkardiyak perfüzyon yapın.
NOT: paraformaldehit kullanıldığından, perfüzyon prosedürü bir davlumbazın altına veya bir havza tablasında yapılmalıdır.- Kraniokaudal yapBir bisturi kullanarak göğüs kafesinin uzunluğu boyunca ncision. Kesinin derinliği göğüs kemiğini ortaya çıkarmak için yeterlidir.
- Dikkatle, kalp, akciğerler veya diyaframın hasar görmesini önleyerek bir çift keskin ağır makasla orta hatlı bir sternotomi yapın. Eğer gerekirse, yaralanmaları önlemek için göğüs kafesinin posterior yüzü ile intratorasik içeriğin arasına bir parmak yerleştirin. Diyaframda küçük (parmak ölçülü) bir kesi yaparak mediastene parmağınızı manevra yapın.
- Göğüs boşluğuna girdikten sonra, kendinden tutan bir retraktör kullanarak göğüs kafesini açık tutun.
- Kalp atım kalbe maruz forceps ve bir çift makas kullanarak perikard Incise. Kalbi yaralamamak için dikkatli olun.
- Sol ventrikülü tanımlayın ve ventrikülün tepesinden bir kanül (14 G anjiyokateter gibi) dikkatlice yerleştirin. Kateteri yerinde bırakarak iğneyi çıkarın.
NOT: Ventrikülün arka duvarı delinmemesi için dikkatli olun.Kateterden alınan kan dolaşımı, düzgün yerleştirildiğini gösterir. Bu noktada hayvan kanından kolayca örneklenebilir. - Sağ atriyumu tanımladıktan sonra, atılmanın ve perfüzatın kaçmasına izin vermek için atriyumda büyük bir kesi yaparak bir atriotomi uygulayın.
NOT: Teneffüs yoluyla izofluran kardiyak ölüm bildirilene kadar devam ettirilmelidir. Kardiyak ölüm doğrudan gözlenen kalp debisi eksikliği ile doğrulanır.
- Domuz yavrusunu, soğuktan oluşan bir perfüzat kullanarak perfüze edin (4 ° C) mL başına 5 ünite konsantrasyonda heparin içeren fosfat-tamponlu salin (PBS). Dakikada 300 mL'de 5 dakika veya çözelti berraklaşıncaya kadar perfüzyon yapın.
- Perfüzyon sırasında perfüzyon kanülünün yerinden oynamamasına dikkat edin. Bu ve diğer tüm perfüzyonlar için piyasada bulunan bir peristaltik pompa kullanın.
- Yeniden bir hemikraniektomi yapınTaze doku analizi için beynin bir yarı küresini hareket ettirin.
NOT: Bu protokol, taze beyin dokusunun bir yarı küresinin alınmasını sağlar. Diğer yarımkürede sabittir. Hiç taze doku gerekmiyorsa, 2.6. Adıma geçin.- Bu işlem sırasında, buz soğukluğundaki PBS'nin saatte 50 mL'lik bir dolaşımına devam edin ve böylece beynin soğuk kalmasını sağlayın.
- Foremen magnum bir neşter kullanarak kadar sagital sütür boyunca kafa derisinde uzunlamasına bir kesi yapın. İşlem sırasında, kafatasında bir skor yaratmak için sıkı bir baskı uygulayın. Kafa derisini tüm kranyumu ortaya çıkaracak şekilde yansıtın.
- Ronjurları kullanarak ve foramen magnumdan başlayarak, alttaki beyin dokusuna zarar vermemek için kafatası ile dura mater arasındaki ronjurleri sokarak bir taraftaki kafatasını çıkarın. Kemik parankiminden uzak tutmak için ronjurları kullanarak parçaları kemikten çıkarın.
- Kafatası çıkarıldıktan sonra, incise kaldırın ve duForseps ve makas kullanarak, tekrar altta yatan beyin dokusuna zarar vermemek için dikkatle uygulayın.
- Korpus kallozumun dikkatle bölünmesi için iki hemisfer arasına bir neşter bıçağı yerleştirin.
- Forseps'in geniş sap ucu gibi düz bir alet kullanarak ön lobu yavaşça geri çekin, kraniyal sinirleri kademeli olarak kesip posteriordan öne doğru hareket edin. Yarım kürenin en arka kısmında omuriliği kesmek için bir neşter kullanın. Hemisfer en blok kaldırın .
NOT: Saptanmamış beyin dokusu kırılgan. Kalan yarımküredeki kan kaynaklarının bozulmasını önlemek için yarıküreyi çıkartırken dikkatli olun. - Kaldırılan yarıküreyi bölümleyin. Belirtildiyse, doku parçalanmasını önlemek için sıvı nitrojen banyosunda -160 ° C'ye soğutulmuş 2-metilbutan içinde derhal dondurma yapın ve sonradan analiz için hemen -80 ° C'de saklayın.
NOT: Bir matris kullanarak 2 mm'lik artışlarla beynin koronal olarak bölümlenmesini öneriyoruz, ancak belirli detaiKesit alanlarınız belirli deneysel hedeflere bağlı olacaktır.
- Perfüzeyi% 4 paraformaldehide (PFA) değiştirin. PFA perfüzyonunu dakika başına en az 5 dakika süreyle 300 mL'de devam ettirin.
DİKKAT! PFA toksiktir, cilt, göz veya mukoza zarlarıyla temastan kaçının. PFA dumanlarını solumayın. - Kasda oluşan aldehid çapraz bağlarının oluşması nedeniyle yavrunun vücudunu sertleştirmesini bekleyin. PFA'nın perfüzyonu tamamlandıktan sonra, kalan yarımkürenin adım 2.5.5'te tarif edilene benzer şekilde kaldırın.
NOT: Düzgün bir şekilde perfüze edilmiş beyin soluk ve tamamen eksanguinasyonlu olacaktır.- Kalan yarı küreyi 4 ° C'de taze% 4 PFA içeren küçük bir kapta yerleştirin. Sabitleme işlemini tamamlamak için yarı küreyi 24-48 saat boyunca PFA'da tutun.
- 24-48 saat sonra, sabit beyin,% 0.1 sodyum azid içeren bir PBS solüsyonuna hareket ettirilir, zira aşırı fiksasyonu önlemek önemlidir. Aşırı sabitleme maslardaEpitop kralı veya güçlü non-spesifik arka plan boyama. Sodyum azid ilavesi bakteri üremesini engeller.
NOT: Doku 4 ° C'de bir aya kadar saklanabilir.
3. İzofluran (Deneysel) Hayvanlar
NOT: Herhangi bir anestezik veya müdahale kullanılabilir, ancak inhalasyon indüksiyonu için desfluran'ı önermiyoruz.
- Anestezi indüksiyonu ve bakımı:
- Pediyatrik ventilatör ve izleme cihazlarıyla donatılmış klinik bir anestezi iş istasyonu kullanarak anestezi uygulayın.
- 24 saat uykusuzluk döneminden sonra, yüz maskesi maskesi ile domuz yavrularını% 100 oksijenle% 8 sevofluran ile anestezi altına alınız.
- İndüksiyon periyodu sırasında ve çalışma prosedürü boyunca her zaman nabız oksimetresini, invazif olmayan kan basıncını, elektrokardiyografiyi ve sıcaklığı sürekli olarak izleyin.
- İndüksiyondan sonra, sevofluran veya isofiltre(Tipik olarak% 3-4'lük bir konsantrasyonda) spontan solunum sağlamak suretiyle anestezinin yeterli derinlikine izin veren bir konsantrasyona getirilmesi.
- Marjinal kulak damarına 24 G periferik intravenöz kateteri yerleştirin ( Şekil 1 ).
- Domuz yavrusu, trakeal entübasyon için dorsal yatık konuma getirin ( Şekil 2 , panel A). Hipofarenksin enstrümantasyonunu ve trakeanın entübasyonunu kolaylaştırmak için Miller # 1 veya # 1.5 bıçak kullanın. NOT: Laringoskopi sırasında deneyimli bir operatör ve asistan gerekmektedir.
- Bir asistan, larenksin maruz kalmasını ve ses tellerinin görselleştirilmesini kolaylaştırmak için kuru bir gazlı bez kullanarak hayvanın dili yerini almasını sağlayın ( Şekil 2 B ).
NOT: Domuz yavrusu epiglotisi morfolojik olarak insanlardakine benzer ( Şekil 2C). Domuzcuk ses kalemiDs larinks girişinde birkaç milimetre derin oldukları için görselleştirmek zor olabilir ( Şekil 2D ). - Epigottan sökün: larengoskop bıçağının ucunu epiglottuğun altına yerleştirin ve gırtlak boynu ortaya çıkarmak için bıçağı yukarı doğru kaldırın.
- Tüpün trakea yerleştirilmesinden önce, domuzcuklar özellikle laringosplasm eğilimli olduğu için, endotrakeal tüpün geçişi esnasında laringospazmı önlemek için ses tellerine 0.5 mL% 2 lidokain ile püskürtün.
- Bir asistan, larenksin maruz kalmasını ve ses tellerinin görselleştirilmesini kolaylaştırmak için kuru bir gazlı bez kullanarak hayvanın dili yerini almasını sağlayın ( Şekil 2 B ).
- 3.0 mm kelepçeli bir trakea tüpü yerleştirin ve sabitleyin.
- Bir stetoskop ve EtCO 2 izlemi ile göğüs oskültasyonu kullanarak ikili nefes sesleri ve sürekli gelgit karbondioksit sağlayın.
- Domuz yavrusu akciğerlerini 20 cm H 2 O'luk sürekli hava yolu basıncına şişirin. Ardından, endotrakeal tüpün kelepçesi 20 cm H'lik bir basınçta hava sızıntısını önlemek için gereken minimum basınca kadar şişirilir
- Normokside ve normokarbiya, anestezi sırasında korunur.
- % 50 oksijen /% 50 havada% 2 izofluran uygulamasına başlayın. 90 - 100 mmHg PaO 2'yi korumak için oksijen titrasyon yapın. 3 saat (veya istenen deney süresi) devam edin.
- Anestezi süresince kuruluğu önlemek için gözlere oftalmik merhem uygulayın.
- % 2 izofluran başladıktan sonra femoral arter kateterizasyonuna başlayın.
- Cerrahi alan enfeksiyonunu önlemek için periferik intravenöz hat üzerinden ön yara izi (sefazolin, 25 mg / kg) geniş spektrumlu antibiyotik uygulayın.
- Uygun steril alan sağlamak için renklendirilmiş klorheksidin kullanarak iki kası da steril edin ve uygun bir steril örtünün yerleştirilmesi ( Şekil 3 B >). Hayatta kalma ameliyatına katılan personel asgari olarak ameliyat kapağı, maske, steril eldivenler ve göz koruması giymelidir.
- İndeks ve orta parmakları kullanarak kasık kırışıkındaki femoral nabzıyı palpe edin.
- Bir bisturi yardımıyla yüzeysel, 1.5 cm kraniokaudal kesi yapın ( Şekil 3 C ).
- Cerrahi hemostat veya küt uçlu makas gibi künt bir alet kullanarak gracilis kasının iki başı arasında ayrışın ( Şekil 3 D ).
NOT: Femoral nevrovasküler demet tipik olarak bu iki kas arasında ve sadece bu kasların derinlerinde bulunur. ( Şekil 4 A ). - Vasküler ilmekler veya ipek bağları kullanarak arteri proksimal ve distal uçtan izole edin. Arteri, cildin distal seviyesine çekmek için halkayı kullanın ( Şekil 4 B ).
- SüreProksimal kravatta traksiyonu kan akışını kesmeye yeterli hale getirmek için, bir çift tenotomi makası ile küçük bir arteriotomi yapın.
- Arter transeksiyonu yapılmamasına dikkat edin. Küçük bir arteriotomi yeterlidir. Alternatif olarak, artere erişmek için iğne ve telli bir yaklaşım kullanın ( Şekil 4 C ).
- Proksimal kravat üzerindeki nazik çekme, prosedürün bu bölümünde herhangi bir noktada aşırı kan kaybını önleyecektir. İğne ile telin yaklaşımını kullanıyorsanız, kılavuz telini (kit ile birlikte verilen veya ayrı olarak elde edilen) iğne arasından ve artere en fazla 5 cm geçin.
- Telin daha da ilerletilmemesi, ventriküler ektopiye neden olabileceği için dikkatli olun. Bu meydana gelirse derhal 1-2 cm tel çekin.
- Kılavuz telini teknede bırakmaya dikkat ederek iğneyi kaptan çıkarın. Kateteri telin üzerine yavaşça ve tekneye geçirin ( Şekil 4
- Femoral arter kateterizasyonu için 3-Fransız, 8 santimetre kateter kullanın. Kateterin ucu önce teknenin yüzeysel duvarına girdiğinde hafif direnç bekleyin.
- Arteriotomi yaklaşımını kullanıyorsanız, kateter veya polietilen tüpünü doğrudan damarın içine doğru ilerletin. Kan iadesi derhal gözlemlenmelidir.
- Bir basınç transdüktörüne bağlı kateteri derhal takın. Kateter açıklığını korumak için kateteri normal salinle yıkayın.
- Kateteri yerinde sabitlemek için sütürleri yerleştirin. Bulaşmayı önlemek için insizyonu steril gazlı bezlerle kapatın. Femoral arter kateterizasyonu için perkütan bir yaklaşım kullanın.
NOT: Ultrasonun deneyimli bir teknisyen tarafından gerçekleştirildiğinden emin olun.
- Kateteri yerinde sabitlemek için sütürleri yerleştirin. Bulaşmayı önlemek için insizyonu steril gazlı bezlerle kapatın. Femoral arter kateterizasyonu için perkütan bir yaklaşım kullanın.
- Domuz yavrusu, zorunlu hava ısıtma cihazı ile aktif olarak ısıtın ve sürekli olarak monitörünRektal sıcaklık ( Şekil 3A).
- Bakım hızında (kilogramın 4 katı, mL / saat), dekstroz içeren, izotonik sıvı (Ringer laktatı veya normal tuzlu suda% 5 dekstroz) koyun.
- Pertürbasyonların vital bulgularını izleyin (hipotansiyon, aritmi, hipo / hipertermi, hipoksi)
NOT: Normal hayati işaret aralıkları ve anormallikler durumunda ilgili önerilen yönetim Tablo 1'de özetlenmiştir. - Piyasada bulunan bir kan analiz sistemini kullanarak deney sırasında arteryel kan gazlarını (arteryal pH, pCO 2 , pO 2 ), elektrolitler (bikarbonat, baz fazlalığı / eksikliği, sodyum, potasyum, iyonize kalsiyum), hemoglobin ve glikozu en azından saatte bir ölçün dönem. Arteryal kan örneği femoral arter kateteri çekilir.
NOT: Normal asit-baz ve elektrolit değerleri ile birlikte anormallikler görüldüğünde düzeltme önerileri aTablo 1'de özetlenmiştir.
- Kanamayı önlemek için femoral arteri kalıcı olarak tıkamak için proksimal vasküler ipi dikkatle bağlayın. Alternatif olarak, damar klipsi kullanın.
- Kesiyi kapatmadan önce tam hemostazı sağlayın. Enfeksiyondan korunmak için insizyonu 10-20 mL steril salin solüsyonu ile sulayın.
- Ağrı kontrolü için yaraya 0.5-1 mL / kg% 0.25 bupivakain ve 1: 200.000 epinefrin uygulayarak yara sızdırın. İnsizyonu steril, cerrahi bir cilt yapıştırıcısı ile kaplayın.
NOT: Pansuman gerekmez.
- Özel ev kafesini sıcak bir ışıkla aktif olarak ısıtın.
- Anestezi sonrasında eğitilmiş veteriner hekimler veya araştırma görevlileri tarafından hayatı yakından izleyin. Domuz yavrusunu süt yerine koyun.
- Hayvanlarda cerrahi sonrası rahatsızlığı kontrol altına almak için deneyimli hayvan bakım personelinin takdirine bağlı olarak ağrı kontrolünü sağlamak için üç saatte bir buprenorfin ile domuz yavrularını subkütan yoldan uygun bir dozda enjekte edin.
- Domuz yavrularını ameliyattan sonraki ilk altı saat ve her 4 saat sonra her saat başı izleyin. Hayvan kurbanını ve doku tedarikini, yukarıda açıklanan hayvanları kontrol etmek için aynı biçimde gerçekleştirin.
Representative Results
Kırk yavru çalışıldı (18 izofluran, 22 kontrol). Çalışma prosedürleri tüm hayvanlar tarafından iyi tolere edildi. İncelenen tüm domuz yavruları erkektir. Gruplar arasında yaş ve kilo açısından anlamlı fark yoktu ( Tablo 2, Şekil 5 ). Deney süresince izofluran grubundaki ortalama laboratuvar değerleri Tablo 3'te verilmektedir. Bu değerler, iki yıl boyunca ameliyatı gerçekleştiren çok sayıda teknisyene sahip olduğumuzdan, deneysel protokolün dahili tutarlılık ve tekrarlanabilirlik özelliklerine sahip olduğunu göstermektedir. Bu sayıların söylenmediği, fizyolojik hemostazı korumak için ameliyatlar sırasında yapmak zorunda olduğumuz pek çok düzeltme ve düzeltme. CO 2 tutma, düşük çekirdek vücut sıcaklığı ve hipoglisemi, gerekli olduğu taktirde kapsamlı izleme ve ayarlamayı önlediğimiz bir çok karışıklığın bazılarıdır.
T "fo: keep-together.within-sayfa =" 1 ">
Şekil 1:. Periferik İntravenöz Hattın Yerleştirilmesi. Marjinal kulak damarına 24 G intravenöz kateter yerleştirilir. Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.
Şekil 2: Piglet Entübasyonundaki Olayların Sırası. ( A ) Domuz yavruları entübasyon için yanal yatar konuma yerleştirilir. Standart monitörler yerleştirilir. ( B ) Bir asistan, laringoskopistin laringoskopi yaparken dilini ağız boşluğundan çıkardı. ( C ) Epiglottis, morfolojik olarak bir insana benzer. Bu grafikte,E blade vallecula içindedir. ( D ) Domuz laringeal anatomi insandan farklıdır; Ses telleri larinks girişine birkaç milimetre derinliğe sahiptir. Bu grafikte, bıçağın ucu, epiglottu yerinden oynattı ve gırtlak görüldü. Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.
Şekil 3: Femoral Arter Yaklaşımı. ( A ) Hayvan sıcaklığı zorunlu hava ısıtma cihazı kullanılarak muhafaza edilir. İzleme, prosedür boyunca kullanılır. Renkli klorheksidin ile geniş bir steril alan hazırlanır ve hayvan, fenestra steril bir örtüyle kaplanır. ( B ) Kasık kırışıklarında palpasyon femoral darbeyi açığa çıkarır. ( C ) A crKasık kırışıklığına kabaca dik olan ve yaklaşık 1.5 cm uzunluğunda aniokaudal cilt insizyonu, femoral nabzın üzerine uygulanır. ( D ) Femoral nevrovasküler paketi ortaya çıkarmak için künt bir diseksiyon sağlanır. Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.
Şekil 4: Femoral Arter Kanülasyonu. ( A ) Nörovasküler demet lateralden mediyale doğru femoral sinir, arter ve ven içerir. ( B ) Femoral arter, damar ilmekleri ve / veya sütür kullanılarak izole edilir. Proksimal kravat üzerindeki gergin gerginlik, arter delindiğinde aşırı kan kaybını önler (bakınız kabın beyazlatılması). ( C ) Bir iğne, femurun delinmesi için kullanılırRtery, arter posterior duvarı perforasyonundan kaçınarak. Kan dönünce iğne yoluyla artere doğru bir kılavuz tel ileri alınır. ( D ) İğne çıkarılır ve kateter kılavuz telin üzerinden geçerek Femoral arter. Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.
Şekil 5: Kontrol ve İzofluranla Tedavi Edilen Domuzların Ortalama Ağırlığı ve Yaşının Karşılaştırılması. Hata çubukları, her hata çubuğunun üzerinde standart sapma değeri ile belirtilen +/- 1 standart sapmayı temsil eder.
Tablo 1: Normal Domuzcik Hayat Bulgularının Özeti, ArteriKan ve Önerilen Düzeltme Yöntemleri ile Serum Elektrolit Değerleri. Bu tablonun daha büyük bir sürümünü görmek için lütfen tıklayınız.
Tablo 2: Ortalama ağırlık ve Kontrol Yaşı Özeti İsofluran ile Tedavi Edilen Domuzcukların Özeti. Eşlenmemiş iki kuyruklu T testi uygulandı ve iki grup arasında anlamlı fark bulunmadı. Bu tablonun daha büyük bir sürümünü görmek için lütfen tıklayınız.
Tablo 3: İzofloran ile Tedavi Edilen Hayvanlara ait Yaşam Belirtileri ve Lab Değerleri. Inci yol boyuncaE ameliyatlar, vital bulguların ve laboratuar değerlerinin normal aralıklardan sapmaları derhal düzeltilir. Bu tablonun daha büyük bir sürümünü görmek için lütfen tıklayınız.
Discussion
Kritik Protokol Adımları / Sorun Giderme
Deney başlayınca, invazif olmayan vital bulguların izlenmesi indüksiyonla başlamalıdır. Kan basıncı, kalp hızı, oksijen satürasyonu ve rektal sıcaklık kolayca elde edilebilir ve izlenebilir. Domuz yavrusu, yeterli vücut sıcaklığını korumak için hava ısıtma aletinin altında olmalıdır, çünkü bu hayvanlar genel anestezi altında hızla hipotermik olabilir. Periferik intravenöz bir kateterin hızlı yerleştirilmesi, endüksiyon sırasında ortaya çıkması durumunda acillerin tedavisini sağlar. Hem izofluran prosedürü hem de fedakarlık prosedürü boyunca, domuzcukları noninvaziv veya invaziv olarak sürekli olarak izlemek önemlidir. Domuz yavrusu, özellikle hava yolu yönetimi ve entübasyon sırasında, protokol boyunca birçok aşamada arteriyel oksijen desatürasyonunu çok hızlı yaşayabilir. İnsanın pediatri uygulamasını çoğaltmak ve sedye yapmak için anesteziyi indüklemek için% 8 sevofluran kullanıyoruz.D indüksiyonu. Bununla birlikte,% 5 izofluran başarıyla kullanılmıştır ve uygundur. Anatomideki farklılıklar ve laringospazm için bir yatkınlık göz önüne alındığında, domuz yavrusunu entübe etmek zor olabilir. Domuz yavrusu, indüksiyon ve / veya hava yolu yönetimi sırasında desatürasyona başlarsa, emniyetli oksijen doygunluğu seviyesini ve anestezi derinliğini tekrar sağlamak için% 100 oksijen ve sevofluran hemen yüzüüz koni yoluyla uygulanmalıdır. Anestezi düzleminin entübasyona izin verecek kadar derin olması gerektiğini unutmayın, aşırı anestezi apneye neden olabilir. Buna göre inhale anestezi titrasyonu ile hayvanın havalandırması ve oksijenlenmesi ile ilgili sürekli uyanıklık gerekmektedir. Sonra, oksijenasyon düzeldiğinde ve yeterli anestezi sağlandıktan sonra entübasyon tekrar denenebilir. Yüz koni yoluyla pozitif basınçlı ventilasyon denenebilir, ancak genellikle başarısız olur. Laringospazma olursa, doğrudan lidokain solüsyonunun vokAl kordları trakeal entübasyona izin vermek için gösterilir.
Acil tıbbi ilaçlar daima mevcut olmalı ve fizyolojik rahatsızlıkları düzeltmek için protokolün kritik kısımlarında gerektiğinde uygulanmalıdır. Domuz yavrularında anestetik ve acil ilaç kullanımının kapsamlı bir tartışması bu el yazması dışındadır, ancak Swindle'ın "Laboratuarda Domuz: Cerrahi, Anestezi, Görüntüleme ve Deneysel Teknikler" mükemmel bir kaynaktır. 27
Benzer şekilde, domuz yavrusu, orta hat sternotomisi sırasında göğüs boşluğunu açtıktan sonra, fedakarlık sırasında hızlı desatürasyona başlayabilir. Operatör, kalbi ortaya çıkarmak için hızlı ama güvenli bir şekilde çalışmalı ve soğuk PBS'yi başlatmak için anjiyokatöre takmalıdır. Beyindeki iskemik hasarı önlemek için kapsamlı bir soğuk PBS perfüzyonu (ve gerekliyse PFA ile hızlı fiksasyon) gereklidir.
Domuz yavrusu entübe edildiğinde, respiOranlar ve uçucu gelgit karbondioksit izleme başlar ( Tablo 1 ). Yeterli anestezi sağlamaya devam ederken, vahşi tansiyonu titreterek domuzcuğun uç gelinciği oksijenasyonunu ve havalandırmayı dengeye getirin. İnsanlara mümkün olan en yakın olanı taklit etmek için mekanik havalandırma kullanırız. Oksidatif stres şansını en aza indirgemek için hiperoksi önlenmelidir.
İzofluran domuz yavrularının iki nedenden dolayı femoral arter kanülasyonu uygulanır: arter kan basıncını sürekli izlemek; Prosedür boyunca asit-baz durumu, kan gazları ve elektrolitlerin değerlendirilmesi için arteryel kan örneklemek. Femoral arterin kanülasyonu zor olabilir. Ayrıntıların tamamı için lütfen videoyu izleyin. Hayatta kalma deneyleri için bu prosedür, steril koşullar altında steril bir çalışma ortamında yapılmalıdır. Femoral arter kanülasyonundan sonra, arteryal kan gazı ve serum elektrolitlerini saatlik olarak izlemeye başlayarak,Homeostazı korumak ( Tablo 1 ). Domuz yavrusu yeterli kan şekeri sağlamak için sürekli dekstroz içeren izotonik sıvı almalıdır. Deney boyunca, hayvan normotermi için sürekli olarak izlenmeli ve gerektiğinde zorla hava ısınması sağlanmalıdır. Hipotermi ve hipertermiyi önlemek aynı derecede önemlidir.
Bu protokol, bir "hemşire küresi" taze beyin ve bir yarı küre sabit sinir dokusu sağlarken, bu, alternatif çalışma tasarımlarına uyacak şekilde kolayca adapte edilebilir. Domuz yavrusundan ilave numuneler de toplanabilir. BOS, floroskopi kılavuzluğunda olsun olmasın, domuz yavrusuna anestezi uygulandıktan sonra elde edilebilir. Domuz yavrusundan, femoral arter kateteri dahil, protokolün çeşitli safhalarında ve aynı zamanda, perfüzyonun hemen öncesinde anjiyokateter vasıtasıyla sol ventrikülden de toplanabilir. Yorgunluk dönemi de uzatılabilir veya azaltılabilir Sırasıyla, kronik veya akut cevabın muayenesi için.
Teknik Sınırlamalar
Bu protokol ve model teknik açıdan zorlayıcıdır. Özellikle hayatta kalma deneyleri için yetenekli bir araştırmacı ve tam olarak sağlanan bir çalışma paketi gerekir. Araştırmacı (ve protokolün belirli bölümleri için asistan) hem protokolün hem cerrahi hem de anestetik bileşenleri konusunda rahat etmeli ve bu da ustalığı için eğitim ve deneyim gerektirebilir. Diğer kısıtlamalar domuz yavrularının kemirgen modellere göre maliyetini içermekle birlikte, domuz yavrusu modeli, insan olmayan primatlardan çok daha düşük maliyetlidir. Domuz yavrularının maliyeti, hayvanların bulunduğu bölgeye ve çiftliğe göre değişiklik gösterse de, hayvanlar başına düşen maliyetin 500 $ 'dan daha düşük olmasını beklerken, insan olmayan primatlar hayvan başına binlerce dolar olabilir. Deneyimlerimize göre, hayvan başına ortalama maliyet yaklaşık 200 ABD dolarıdır.
Jove_content "> Son olarak, gelişmekte olan insan beynini taklit etmek için domuz yavrusu modelinin amacı olduğu için sadece yenidoğan domuzcukları kullanılmalıdır. Hızlı büyüme döneminde merkezi sinir sistemi en savunmasızdır ve domuz yavrularında bu süre uzar Doğumdan altı hafta önce doğumdan beş hafta sonra 8. Poğaçlama tarihinden daha uzaktaki daha yaşlı domuz yavrularının kullanılması, domuz yavrusu modelinin klinik önemini zayıflatma riski taşımaktadır.Piglet beyin gelişiminin "eşdeğerliliği" ile ilgili önemli tartışmalar var olmakla birlikte İnsanlarda ve domuzlarda erken postnatal beyin gelişimi karşılaştırıldığında çarpıcı benzerlikler vardır. Doğumda, insanların ve domuzların beyinleri sırasıyla yetişkin ağırlığının% 27 ve% 25'idir. [ 14] Johnson'un çalışmasına dayanarak Ve meslektaşlarımıza göre, bir domuz yavrusu haftasının kabaca bir insan ayına denk olduğunu bulabiliriz. 9 Bu sonuç, Ole-beyin hacmi verileri, Workman ve meslektaşlarının çalışmasıyla doğrulanmıştır. 28 1-2 aylık bir insana yaklaştırmak için 7-14 günlük yavru seçtik. Bununla birlikte, deneysel amaç domuz yavrusu beyin büyüme atışının zirvesini taklit etmekse, daha genç yaştaki hayvanları (1-5 günlük yaşlar) kullanmak akıllıca olabilir. Domuz yavruları doğumdan ayrı tutulabildiği için bu uygulanabilir. Domuz yavrusu modelinin kullanımımız, insan ve domuz doğum sonrası beyin gelişimi arasındaki paralelliklere göre yeni veriler elde edildiğinde uyarlanacaktır.Tekniğin Alternatif / Mevcut Metotlar Üzerindeki Önemi
Domuz yavrusu insan yenidoğanlarında beyin gelişiminde ve patofizyolojik tepkilerde kritik paralellikler de dahil olmak üzere çarpıcı benzerliklere sahiptir. Bu nedenle, klinik olarak ilgili bir memeli modeli vardır ve kavram doğrulama çalışması, domuz yavrusu, anestetik nörotoksisite çalışması için uygun bir model olduğunu göstermektedirRef "> 29 , 30. Ayrıca, gelişimsel sinirbilimi araştırmalarının diğer türlerine kolayca adapte edilebilir Model, bilimsel otoriteyle AIDN'in kapsamı ve mekanizmasını, hipoksi veya hiperkarbi gibi karışıklığa neden olan endişeleri asgariye düşürerek araştırmak üzere tasarlanmıştır. Anesteziye bağlı olarak yanlış yorumlanabilecek nörolojik hasarlara neden olur Bu işlemi gerçekleştirmek için, domuz yavrusu aynı perioperatif cerrahi ve anestetik koşullarla tedavi edilir ve pediatrik hastalar tarafından gözlemlenir.
Tekniğin Hakimiyetinden Sonra Gelecekteki Yön ve Uygulamalar
Devam etmek, domuz yavruları da nörobilişsel test için çok uygundur 17 . Bu özellik, gelecek deneylerde anestezi uygulanmasından sonra nörobilişsel sonuçların karmaşık ve kapsamlı bir şekilde değerlendirilmesine izin verecektir. Ayrıca klinik ortamda, çocukların çoğunlukla anesteziye maruz kaldığı vurgulanmalıdırFizyolojik olarak stresli prosedür (ameliyat). Anestezi ve ameliyat sonrası inflamasyon arasındaki etkileşimler ve sonuçta ortaya çıkan nöronal hasar ve / veya toksisite (kemirgenlerde ve primatlarda görüldüğü gibi) daha ileri araştırmayı ve önemli değerlendirmeyi hak etmektedir. Yenidoğan domuzcuğu, ameliyatın karışık etkisi olmaksızın gelişmekte olan beyindeki anesteziklerin etkileri için benzersiz, klinik açıdan temel bir model sağlar (çocuklarda yaygın klinik senaryoları taklit eder). Farklı ameliyat tiplerinin veya diğer karıştırıcıların (iskemi, beyin hasarı, genetik yatkınlık vb. ) Etkisi artık bu model kullanılarak güvenilir bir şekilde test edilebilir.
Laboratuvarda, sağlam elektrod devrelerinde anestezi ve AIDN mekanizmalarını daha ileri araştırmak için çok sayıda elektrofizyolojik ve elektrokimyasal yöntem kullanmayı planlıyoruz. Bu teknikler, in vivo nörotransmitter aktivite ölçümü, tüm hücre yama klemp kayıtları, beyin görüntüleme veBeyin dilimlerindeki nörofizyolojik araştırmalar. Olgunlaşmamış beynin sinirbilimi ile ilgili olarak, domuz yavruları, fare modellerine kıyasla insanlarla daha alakalı olup, insan olmayan primatlar ile mevcut dezavantajların çok azıdır. Domuz yavruları daha da geliştirildiğinde, insan gelişimsel sinirbilimi araştırması için ideal bir model olabilir.
Disclosures
Yazarlar, rekabet eden çıkarlarının olmadığını beyan ettiler.
Acknowledgments
Yazarlar Ohio State Üniversitesi Laboratuar Hayvan Kaynak Merkezi'nin (ULAR) katkılarını kabul etmek istiyorlar.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Liqui-Wean | Milk Specialities | 454836 | |
| Piglet Anesthesia Face-Cone Mask | VetEquip | 921428 | |
| Masterflex L/S Peristaltic Pump | Cole-Parmer | EW-77916-20 | Alternative peristaltic pumps can be used, as long as a constant and sufficient perfusion rate can be achieved |
| Masterflex L/S Pump Tubing, 25 ft | Cole-Parmer | EW-96410-24 | |
| 14 G angiocatheter | Becton-Dickson | 381164 | |
| 10x PBS | Thermo-Fisher Scientific | ||
| Paraformaldehyde powder | Sigma-Aldrich | P6148-5KG | Our lab makes this reagent from the powder as it is much more cost-effective. Prepared paraformaldehyde can also be purchased. |
| 2-methylbutane | Sigma-Aldrich | M32631-4L | |
| Needle holder | Teleflex | 152720 | |
| Right angle clamp | Teleflex | 496217 | |
| Rongeurs | Teleflex | 028120 | |
| Tenotomy scissors | Teleflex | 423480 | |
| Stitch scissors | Teleflex | 423440 | |
| McPherson Tying Forceps | Teleflex | 425200 | |
| Adson Tissue Forceps | Teleflex | 181223 | |
| 3-0 nylon suture | Medline | ETH627H | |
| Integra SL Anesthesia Workstation | DRE Veterinary | 2350 | This anesthesia workstation is chosen to best mimic the clinical monitoring experienced by pediatric patients in the operating room. Any anesthesia machine can be used as long as it allows for sufficient physiologic monitoring and intervention. |
| Laryngoscope handle | Teleflex | 8710000 | |
| Miller 1 Laryngoscope blade | Teleflex | 2216100 | |
| Bair Hugger | 3M | 750 | |
| Bair Hugger Torso Blanket | 3M | 540 | |
| iStat Handheld | Abbott Point of Care | 300 | Alternative point of care arterial blood gas analysis devices may be used |
| iStat Cartridges | Abbott Point of Care | CG8+ | |
| Dermabond Advanced Topic Skin Adhesive | Ethicon | DNX6 | |
| LMA Laryngotracheal Atomization Device | Teleflex | MAD720 | A cotton-tipped applicator soaked in local anesthetic can also be used |
| Sheridan CF 3.0 Cuffed Endotracheal Tube | Teleflex | 5-10106 | This model ETT was selected because it has a Murphy's eye, which is important to prevent ETT occlusion during the experiment |
| Pediatric Intubation Stylet | Smiths Medical | 100/120/100 | |
| 24 G angiocatheter | Becton-Dickson | 381112 | |
| #10 Disposable Scalpel | Ted Pella, Inc | 549-9-10 | |
| Arterial Pressure Monitoring Kit (3 French, 8 cm catheter) |
Cook Medical | C-PMSY-300-FA | Simple polyethylene tubing with a luer-lock adapter can also be used |
| Intramedic PE90 Polyethylene tubing | Fisher Scientific | 14-170-12D | |
| Monoject Blunt Cannula | VWR International | 15141-144 |
References
- Buie, V. C., Owings, M. F., DeFrances, C. J., Golosinskiy, A. National hospital discharge survey: 2006 annual summary. Vital Health Stat 13. (168), 1-79 (2010).
- Hays, S. R., Deshpande, J. K. Newly postulated neurodevelopmental risks of pediatric anesthesia. Curr Neurol Neurosci Rep. 11, 205-210 (2011).
- Disma, N., Mondardini, M. C., Terrando, N., Absalom, A. R., Bilotta, F. A systematic review of methodology applied during preclinical anesthetic neurotoxicity studies: important issues and lessons relevant to the design of future clinical research. Paediatr Anaesth. 26, 6-36 (2016).
- Loepke, A. W., Vutskits, L. What lessons for clinical practice can be learned from systematic reviews of animal studies? The case of anesthetic neurotoxicity. Paediatr Anaesth. 26, 4-5 (2016).
- Cherubini, E., Rovira, C., Gaiarsa, J. L., Corradetti, R., Ben Ari, Y. GABA mediated excitation in immature rat CA3 hippocampal neurons. International journal of developmental neuroscience. 8, 481-490 (1990).
- Kaindl, A. M., et al. Brief alteration of NMDA or GABAA receptor-mediated neurotransmission has long term effects on the developing cerebral cortex. Mol Cell Proteomics. 7, 2293-2310 (2008).
- Glauser, E. M. Advantages of piglets as experimental animals in pediatric research. Exp Med Surg. 24, 181-190 (1966).
- Dickerson, J., Dobbing, J. Prenatal and postnatal growth and development of the central nervous system of the pig. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 166 (1005), 384-395 (1967).
- Conrad, M. S., Johnson, R. W. The domestic piglet: an important model for investigating the neurodevelopmental consequences of early life insults. Annu Rev Anim Biosci. 3, 245-264 (2015).
- Nielsen, K. B., et al. Reelin expression during embryonic development of the pig brain. BMC Neuroscience. 11, 75 (2010).
- Niblock, M. M., et al. Comparative anatomical assessment of the piglet as a model for the devleoping human medullary serotonergic system. Brain Res Brain Res Rev. 50 (1), Netherlands. 169-183 (2005).
- van Straaten, H. W., Peeters, M. C., Hekking, J. W., van der Lende, T. Neurulation in the pig embryo. Anat Embryol (Berl). 202 (2), 75-84 (2000).
- Goureau, A., et al. Conserved synteny and gene order difference between human chromosome 12 and pig chromosome 5. Cytogenetics and cell genetics. 94 (1-2), 49-54 (2001).
- Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).
- Istaphanous, G. K., et al. Characterization and quantification of isoflurane-induced developmental apoptotic cell death in mouse cerebral cortex. Anesth Analg. 116 (4), 845-854 (2013).
- Loepke, A. W., et al. The effects of neonatal isoflurane exposure in mice on brain cell viability, adult behavior, learning, and memory. Anesth Analg. 108 (1), 90-104 (2009).
- Sullivan, S., et al. Improved behavior, motor, and cognition assessment in neonatal piglets. J Neurotrauma. 30 (20), 1770-1779 (2013).
- Gieling, E. T., Nordquist, R. E., van der Staay, F. J. Assessing learning and memory in pigs. Anim Cogn. 14 (12), 151-173 (2011).
- Broom, D. M., Sena, H., Moynihan, K. L. Pigs learn what a mirror image represents and use it to obtain information. Animal Behaviour. 78 (5), 1037-1041 (2009).
- Martin, L. J., Spicer, D. M., Lewis, M. H., Gluck, J. P., Cork, L. C. Social deprivation of infant rhesus monkeys alters the chemoarchitecture of the brain: I. Subcortical regions. The Journal of neuroscience. 11 (11), 3344-3358 (1991).
- Rizzi, S., Ori, C., Jevtovic-Todorovic, V. Timing versus duration: determinants of anesthesia-induced developmental apoptosis in the young mammalian brain. Annals of the New York Academy of Sciences. 1199, 43-51 (2010).
- Brambrink, A. M., et al. Isoflurane-induced neuroapoptosis in the neonatal rhesus macaque brain. Anesthesiology. 112 (4), 834-841 (2010).
- Elmore, M. R., et al. Respiratory viral infection in neonatal piglets causes marked microglia activation in the hippocampus and deficits in spatial learning. J Neurosci. 34 (6), 2120-2129 (2014).
- Alonso-Alconada, D., et al. Brain cell death is reduced with cooling by 3.5 degrees C to 5 degrees C but increased with cooling by 8.5 degrees C in a piglet asphyxia model. Stroke. 46 (1), 275-278 (2015).
- Costine, B. A., et al. The subventricular zone in the immature piglet brain: anatomy and exodus of neuroblasts into white matter after traumatic brain injury. Developmental neuroscience. 37 (2), Switzerland. 115-130 (2015).
- Holtzman, D., et al. In vivo phosphocreatine and ATP in piglet cerebral gray and white matter during seizures. Brain research. 783 (1), 19-27 (1998).
- Swindle, M. M. Swine in the Laboratory. , 2nd ed, CRC Press. (2007).
- Workman, A. D., Charvet, C. J., Clancy, B., Darlington, R. B., Finlay, B. L. Modeling transformations of neurodevelopmental sequences across mammalian species. J Neurosci. 33 (17), 7368-7383 (2013).
- Lunney, J. K. Advances in swine biomedical model genomics. International journal of biological sciences. 3 (3), 179-184 (2007).
- Nemzek, J. A., Hugunin, K. M., Opp, M. R. Modeling sepsis in the laboratory: merging sound science with animal well-being. Comparative medicine. 58 (2), 120-128 (2008).
