Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Hydraulisk Extrudering av ryggmärgen och isolering av dorsalrotsganglier i Gnagare

Published: January 22, 2017 doi: 10.3791/55226

Introduction

Det övergripande målet med denna metod är att isolera ryggmärgen samt att identifiera och isolera DRG 1, 2. Hydrauliska extrudering av ryggmärgen är en betydligt snabbare metod än det traditionella sättet att ryggmärgen isolering genom laminektomi, dvs genom att bryta benknotorna en i taget, och denna metod minskar risken för vävnadsskada orsakad av dissektion process 3, 4 . DRG kan vara svåra att identifiera. Korrekt identifiering är mycket viktigt för vävnadsanalys, t.ex. efter ischiasnervskada. Genom numrering av DRG enligt deras lokalisering i förhållande till costae kan DRG identifieras konsekvent.

Vävnad som isolerats genom de tekniker som visat här kan tillämpas på ett brett spektrum av analyser inklusive Western blotting 5,6, qPCR 7 och immunhistokemisk färgning 8.

När identifiera DRG, är det viktigt att ta hänsyn till att antalet ryggmärgssegment är känd för att variera med djurslag och stam 9, 10, 11. Fördelarna i att utföra denna metod i möss är det stora antalet genetiskt modifierade varianter tillgängliga och de relativt låga kostnader bostäder. Fördelarna med att använda råttor är den relativt höga vävnads avkastning och om den innebär nervskador, kommer förfarandet lindras med storlek.

Protocol

Alla djur hanterades i full överensstämmelse med danska och europeiska regler. Tillåtelsetalet: 2012-15-2934.

1. Framställning av sprutan för Hydraulisk Extrudering av ryggmärgen

  1. För en vuxen råtta, använd en 10 ml spruta. För en vuxen mus, använd en 5 ml spruta. För valpar, använd en 2,5 ml spruta.
  2. Ställ en icke-filter pipettspets universellt lämplig för 2-200 mikroliter pipetter genom att trimma den stora änden av pipettspetsen tills den sitter ordentligt på sprutan. Placera den justerade pipettspetsen på sprutan. För valpar, använd en 23 G eller liknande nål i stället för en justerad pipettspetsen.
  3. Sug iskall steril PBS och lämna sprutan på is tills vidare användning.

2. Eutanasi

  1. Utför inte halsdislokation, eftersom detta kommer att störa benknotorna gör extrudering omöjlig.
  2. För vuxen råtta / mus, avliva använda gas såsom CO2 eller isoflurane. Dessa ämnen är skadliga. Utför dödshjälp i ett dragskåp och hantera ämnen enligt institutionens riktlinjer. (OBS: CO 2: H280, P410, P403, isofluran: H361d, P260, P281, P280)
    1. För att säkerställa att gnagare är död, säkerställa frånvaron av reflex genom att nypa en tass med pincett. Decapitate gnagaren med användning av stora saxar. För valpar, avliva genom halshuggning.

3. Isolering av ryggraden

  1. Stänka vatten på pälsen att styra håret.
  2. Med användning av en sax, uppskuren pälsen längs ryggraden i en distal riktning och isolera ryggraden genom att skära på båda sidor längs ryggraden förbi höftbenet. Skär ryggmärgen distalt till bäckenbenet med en sax.
    OBS! Rostral-kaudala axel betecknas som den proximala-distala axeln hela protokollet.
    1. Trimma ryggraden med användning av en sax för att undvika proximal-mest och mest distala områden som dessa kan göra ryggraden för S-formad för framgångsrik ryggmärgen extrudering. Se till att ryggmärgen är synlig i båda ändar. Om ryggmärgen inte är synlig, trimma ryggraden med sax tills ryggmärgen blir synlig.

4. Hydraulisk Extrudering av ryggmärgen

  1. Placera en petriskål (100 mm i diameter) fylld med steril PBS på is.
  2. Räta ryggraden genom att applicera ett pekfinger på den böjda delen (proximal-most änden) av ryggraden och därigenom uträtning ryggraden så mycket som möjligt.
    1. För valpar, undvika att böja ryggraden, eftersom kotorna kommer att störas rendering ryggmärgen extrudering omöjlig.
  3. Sätt i pipettspetsen (23 G nål för pups, alternativt 18 G nål för vuxna möss) vid mest distala änden av ryggraden. Om isatt, är spetsen stabiliseras i ryggmärgs kaviteten.
  4. Se till att ryggraden rätas så mycket som möjligt. Applicera stadigt tryck, och pressa ryggmärgen i petriskål på is. Se till att ryggmärgen hålls fuktig på is genom att hålla den i PBS tills vidare hantering.

Figur 1
Figur 1: Representativa ryggmärgen. Hydrauliskt extruderad ryggmärg. Från vänster till höger: vuxen råtta, vuxen mus, mus valp. Lumbar utvidgningar markeras med rutan. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

5. Identifiering av dorsalrotsganglier (DRG)

  1. Split ryggraden i två lika stora längsgående delar med sax och placera den delade ryggraden under mikroskop.
  2. Identifiera T13 kotan segmentet av lokalisera fäst platsen för mest distala costae på ryggraden uppmärksamma att inte förvirra costae med närliggande interkostala nerver. De mest distala costae är fästa vid den proximala delen av T13 kotan segmentet och T13 DRG ligger distalt till kota T13 och proximalt till kotan L1.
  3. Identifiera samtidig DRG i den distala riktningen. För en vuxen råtta, samtidig DRG visas vitt med tydligt rygg och ventrala rötter. För en vuxen mus, samtidig DRG visas vitt med tydligt rygg och ventrala rötter. För valpar, samtidiga DRG visas som tydliga sfärer.

figur 2
Figur 2: Identifiering av DRG i ryggraden efter extrudering av ryggmärgen. Ryggraden har delats tillåta visualisering av DRG såsom anges av pilarna. Exemplifieras av vuxen råtta och mus valp. ref = "http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55226/55226fig2large.jpg" target = "_ blank"> Klicka här för att se en större version av denna siffra.

6. Isolering av DRG

  1. Antal petriskålar (30 mm i diameter) i enlighet med de särskilda DRG som skall isoleras, t.ex. L3, L4, L5. Fyll petriskålar med iskall steril PBS och placera dem på is.
  2. Använda mikro sax, klippa rygg och ventrala rötter så nära DRG som möjligt för att släppa dem samtidigt som man undviker att skada DRG.
  3. Med spetsen på slutna pincett, försiktigt skopa ut DRG och överföra dem till motsvarande numrerade petriskålar.

Figur 3
Figur 3: representant isolerade DRG. Från vänster till höger: vuxen råtta, vuxen mus, mus valp."_blank"> Klicka här för att se en större version av denna siffra.

7. Behandling av vävnader för vidare analys

  1. Western blotting
    1. Isolera vävnadsområdet av intresse, till exempel ryggmärgs ländryggen utvidgningen. Om det behövs, separera ryggmärgen i ipsilaterala och kontralaterala sidor och vidare in rygg och ventrala horn.
    2. Placera vävnaden i lysbuffert såsom TNE lysbuffert (10 mM Tris-bas, 150 mM NaCl, 1 mM EDTA, 1% NP40 i dubbeldestillerat H2O) innehållande lämpliga enzyminhibitorer på is.
    3. Homogenisera vävnaden i ca 30 s på is med användning av en mekanisk målning mortelstöt.
    4. Centrifugera i 15 minuter vid 16.000 xg vid 4 ° C och använd supernatanten för ytterligare bearbetning enligt standardprotokoll 5, 6 eller behålla supernatanten vid -20 ° C tills vidare användning.
  2. RNA-analys
    1. Isolera vävnaden av intresse.
    2. Placera omedelbart vävnaden i RNA stabiliseringslösning för att stabilisera RNA för lagring.
    3. Isolera RNA enligt standardprotokoll 7.
    4. Konvertera RNA till cDNA och utföra qPCR enligt standardprotokoll 7.
  3. immunohistokemi
    1. För färskfryst vävnad (gäller ryggmärgen):
      1. Förbered torris pulver genom att pulverisera torra isbitar till ett belopp som motsvarar två matskedar pulver. Täck torra isbitar i en trasa och pulverisera kuber med en hammare. Placera silverfolie (ca 5 cm x 5 cm) på ett skikt av torra isbitar och täcka silverfolie med torris pulver.
      2. Placera ryggmärgen området ut för ytterligare analyser på torris pulver med pincett, låt det snap-frysa och överföra ryggmärgen till en kryo rör. Hålla den på torr is vid alla tidpunkter eller förvara den vid -80 ° C tills vidare osse.
      3. Överför ryggmärgen till en kryostat (-20 ° C). Om det behövs, trimma ryggmärgen inuti kryostaten. Placera ryggmärgen i inbäddningsmaterial inuti kryostaten för att fästa det till preparatskivan.
      4. Skär ryggmärgen i den önskade tjockleken, t ex 5 | am, och samla på glasplattor. Värma glasplattorna med ett finger omedelbart före vävnadsuppsamlings för bättre fastsättning. Hålla all överbliven vävnad i kryorör vid -80 ° C tills vidare användning.
      5. Låt avsnitten om glasplattorna inuti kryostaten tills redo för efterfixering.
      6. Post-fix sektionerna genom nedsänkning i 4% PFA under 10 minuter vid rumstemperatur.
      7. Utför färgning enligt standardprotokoll 8.
    2. Fast vävnad för Cryo sektionering (gäller ryggmärgen och DRG)
      1. Fix ryggmärg och DRG i 4% PFA (2 h för ryggmärgen, 1,5 h för mus DRG och 4 timmar för råtta DRG) vid4 ° C (plats ryggmärg i horisontellt läge för att förhindra det från att fixa i en böjd position).
      2. Överföra vävnad till 25% vikt / volym sackaros över natten vid 4 ° C. Vävnaden kan lagras i 25% vikt / volym sackaros kompletterat med några droppar av 10% natriumazid för att förhindra mikrobiell kontaminering vid 4 ° C fram till vidare användning. Om det behövs, trimma ryggmärgen för att kompensera den lumbala utvidgningen endast på en silikon board eller liknande.
      3. Hjälp av spetsen på en pappershandduk, aspirera överskott sackaroslösning från vävnaden.
      4. Fyll en kryo mögel halvvägs med inbäddningsmaterial. Skjut bubblor på sidorna av Cryo formen med verktyg som slutna pincett.
      5. Placera vävnaden på inbäddande material med användning av en pincett och säkerställa den önskade vävnaden orientering.
      6. Fyll Cryo formen helt med inbäddningsmaterial och driva eventuella bubblor så långt borta från vävnaden som möjligt (t.ex. genom att använda slutna pincett).
      7. Fyll en petriskål (100 mmi diameter) med 2-metylbutan. Detta ämne är skadligt. Utför detta steg i ett dragskåp och hantera ämnet enligt institutionens riktlinjer (OBS: H224, H304, H336, H411, P210, P280, P273, P301, P331, P304 / P340, P309 / P310).
      8. Placera petriskålen på ett skikt av torr is och tillsätt två torra isbitar till petriskål. Placera kryo mögel i petriskål och tillåter inbäddningen materialet att frysa helt.
      9. Hålla den inbäddade vävnaden på torris vid alla tidpunkter eller vid -80 ° C inslagna i Parafilm tills vidare bearbetning.
      10. Skära vävnad på en kryostat (-20 ° C) i den önskade tjockleken, t ex 5 | am.
      11. Utför färgning enligt standardprotokoll 8.
    3. Fast vävnad för paraffin-inbäddning (gäller ryggmärgen och DRG)
      1. Fix ryggmärg och DRG i 4% PFA (2 h för ryggmärgen, 1,5 h för mus DRG och 4 timmar för råtta DRG) vid 4 ° C (plats ryggmärgi horisontellt läge för att förhindra det från att fixa i en böjd position).
      2. Överföra vävnad till 25% vikt / volym sackaros över natten vid 4 ° C. Vävnaden kan lagras i 25% vikt / volym sackaros kompletterat med några droppar av 10% natriumazid för att förhindra mikrobiell kontaminering vid 4 ° C fram till vidare användning.
      3. Isolera vävnadsområdet av intresse, till exempel ryggmärgs ländryggen utvidgningen.
      4. Fyll en inbäddning mögel halvvägs med paraffin.
      5. Kyla ned kort inbäddning formen genom att placera den på kylning området inbäddning maskinen att härda paraffin något. Detta ger bättre vävnads positionering.
      6. Placera vävnaden i den önskade orienteringen i inbäddning formen. Fylla inbäddning formen med paraffin och svalna omedelbart.
      7. Placera paraffin innehållande inbäddning mögel vid 4 ° C över natten för att låta det härda fullständigt och avlägsna paraffinblock som innehåller vävnad från inbäddning mögel.
      8. Cut sektioner ona mikrotom i den önskade tjockleken, t ex 5 | am.
      9. Utför färgning enligt standardprotokoll 8.

Representative Results

Hydrauliskt extruderade ryggmärg visar en slät oskadad yta som visas i figur 1. Utvidgningen ländryggen kan lätt identifieras som den förtjockade delen av ryggmärgen, förpackade i figur 1. De dorsala och ventrala sidor av ryggmärgen kan identifieras genom ögat i enlighet med den morfologi. I figur 1 är den ventrala sidan vänd mot betraktaren, identifierbara genom ett tydligt mittlinjen längs hela ryggmärgen. Två bredare linjer längs ryggmärgen möjliggöra identifiering av den dorsala sidan. Vid mest distala ände, kan cauda equina ibland sitta kvar i vuxna råttor och vuxna möss.

Enskilda DRG kan endast identifieras medan belägen i ryggraden, Figur 2. Efter isolering, Figur 3, kan de enskilda DRG inte identifieras genom utseende. Om det behövs, är det därförviktigt att hålla dem tydligt åtskilda på isolering. Efter isolering kan ryggmärgen och DRG bearbetas och färgades som beskrivs i steg 7,3 och representerade i figur 4. Figur 4a visar en immunhistokemisk färgning av en DRG där nervceller och deras omgivande satellit gliaceller syns tydligt. Genom korrekt identifiering av DRG är det möjligt att analysera effekten av ischiasnervskador på soma av den skadade neuron samt deras omgivande satellit gliaceller. Figur 4b visar en Nissl färgning av en hydrauliskt extruderade ryggmärgen där vävnaden är intakt som reflekteras av de jämna kanter i sektionen.

figur 4
Figur 4: representativa vävnadssektioner. A. Immunohistokemisk färgning av DRG sektion. B. Nissl stained avdelnin hydrauliskt extruderade ryggmärgen. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Discussion

Om ryggraden är störd, t ex genom cervikal dislokation, kommer ryggmärgen split under strängsprutning. Om ryggmärgen inte kan extruderas, kan ryggraden trimmas något vid båda ändar och strängsprutningsförsök kan upprepas. I fall behövs hela ryggmärgen för vidare analys, det vill säga består av hals utvidgningen samt ländryggen utvidgningen bör ryggraden bara trimmas något. Om det behövs bara ländryggen utvidgningen för vidare analys bör ryggmärgen trimmas enligt föreliggande protokoll. Ryggraden bör rätas ut med hjälp av fingertopparna för att underlätta strängsprutning.

Protokollet är tillämplig på gnagare i alla åldrar och är här exemplifierad av en vuxen mus (8 veckor), en mus pup (5 dagar) och en vuxen råtta (10 veckor). Beroende på djurslag och stam, kan antalet bröstkorg och ländryggen sektionerna varierar 9, 10, 11. Beroende på vilka proteiner som skall analyseras, vuxna gnagare kan perfusion med enzymhämmande lösningar före eutanasi. Om du utför ett experiment som involverar ensidig nervskada, kan ryggmärgen delas upp i ipsilaterala och kontralaterala sidor med ultrafina pincett omedelbart efter extrudering. Vidare kan varje sida delas upp i dorsala och ventrala sidor. Vävnaden kan sedan bearbetas för ytterligare analyser, t ex Western blotting.

Transcardial perfusion-fixering med PFA före ryggmärgen extrudering bör undvikas, eftersom detta gör att ryggmärgen icke-flexibelt och hindrar ryggmärgen hydraulisk strängsprutning. Hydrauliska ryggmärgs extrudering kommer att riva bort dorsala rötter. För experiment där fästa rygg rötter är nödvändig, är laminektomi rekommenderas. Dessutom är ryggrads hjärnhinnorna förloras genom hydraulisk strängsprutning, vilket kan undvikas genom standard laminektomi

Hydraulisk strängsprutning av ryggmärgen och DRG isolering kan också utföras med användning syresatt artificiell cerebrospinalvätska (ACSF) i stället för iskall PBS. Användningen av ACSF medger bevarande av den isolerade vävnaden i en bättre fysiologisk miljö, vilket är särskilt viktigt i samband med efterföljande elektrofysiologiska inspelningar 12, 13. Ett alternativ till ACSF kan vara PBS innehållande 1 g / L glukos för generering av primära DRG kulturer 14.

Hydrauliska extrudering av ryggmärgen är en betydligt snabbare metod än det traditionella sättet att ryggmärgen isolering genom laminektomi, minska vävnadshanteringstiden och därmed minskar risken för proteinskada. Perfusion med ett fixativ innan isolering av ryggmärgen genom laminektomi kan minska risken för vävnadsskada vid dissekering och under slutlig avlägsning avryggmärg från ryggraden. Men utesluter vävnadsfixering dess tillämplighet analyser såsom Western blotting. Hydrauliska extrudering ger strukturellt oskadad vävnad 3 lämpar sig för ett bredare spektrum av analyser.

Konsekvent identifiering av DRG kan vara svårt. Detta är dock nödvändigt för vävnadsanalys, t.ex. efter ischiasnervskada. Genom numrering av DRG enligt deras lokalisering i förhållande till costae kan DRG identifieras konsekvent. Färgning av ryggmärg samt av DRG kan optimeras genom att utföra de illustrerade vävnadsbehandlingsvariationer som beskrivs i protokoll steg 7.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Bonn scissors, extra fine, straight, 8.5 cm F.S.C. (Fine Science Tools) # 14084-08 For cutting open the spinal cord prior to isolation of DRGs (adult mouse, adult rat); Other manufacturer may be used
Centrifuge Eppendorf # 5427 R For centrifugation of homogenized tissue
Cryostat microtome Leica Biosystems # CM 3050 S For cutting the embedded tissue prior to staining; Other model and manufacturer may be used
Forceps, Dumont, # 3 F.S.C. (Fine Science Tools) # 11231-30 For handling of spinal cord after extrusion; Other manufacturer/type may be used
Forceps, Dumont, # 5 F.S.C. (Fine Science Tools) # 11252-20 For isolation of DRGs (adult mouse, adult rat, pup); Other manufacturer may be used
Isoflurane (furane) IsoFlo Vet 100% Abbott # 002185 For euthanization; Other manufacturer may be used; CAUTION: toxic
Iso-pentane GPR rectapur VWR chemicals # 24872.298 For snap-freezing of tissue; Other manufacturer may be used; CAUTION: toxic
Microtome Leica Biosystems # RM 2155 For sectioning of paraffin embedded tissue; Other model and manufacturer may be used
Paraffin wax pellets Sigma-Aldrich # 76243 For paraffin embedding; Other manufacturer may be used
Paraffin tissue embedding station Leica Biosystems # EG1160 For paraffin embedding of tissue for later sectionning; Other model and manufacturer may be used
Pellet pestel, motor cordless Sigma-Aldrich # Z359971-1EA For mechanical homogenization of isolated tissue prior to Western blotting; Other manufacturer may be used
Petri dish, 35 mm Thermo Fischer Scientific # 121V For storage of isolated DRGs; Other manufacturer and size may be used
Petri dish, 100 mm Sigma-Aldrich # P7741 For spinal cord extrusion; Other manufacturer and size may be used
Phosphatase inhibitor, Phosstop Sigma-Aldrich # 04906845001 Phosphatase inhibitor cocktail for addition to TNE-lysis buffer if needed; Other manufacturer may be used
Pipette tip, 1-200 μL, no filter Sarstedt # 70.1189.105 For hydraulic extrusion; Other manufacturer may be used
Protease inhibitor, Complete Sigma-Aldrich # 05892791001 Protease inhibitor cocktail for addition to TNE-lysis buffer if needed; Other manufacturer may be used
RNAlater solution Sigma-Aldrich # R0901 For RNA stabilization for storage; Other manufacturer may be used
Rneasy Protect Mini KiT Qiagen # 74124 For RNA isolation; Other manufacturer may be used
Scalpel; Swann-Morton surgical blade no. 11 Swann-Morton # REF0203 For isolation of spinal cord lumbar area; Other manufacturer/type may be used
Scissors, straight, type 3, 25 mm cutting edge Bochem # 4070 For isolation of spine; Other manufacturer/type may be used
Scissors, 130 mm cutting edge Hounisen # 1902.0130 For isolation of spinal cord (adult rat)
Spring scissors, straight, 8 mm cutting edge F.S.C. (Fine Science Tools) # 15009-08 For cutting open the spinal column prior to isolation of DRGs (pup) and for isolation of DRGs (adult mouse, adult rat, pup); Other manufacturer may be used
Standard syringes, 2.5 mL, 5 mL, 10 mL Terumo # SS02SE1; # SS05SE1; # SS10SE1 For hydraulic extrusion; Other manufacturer may be used
Stereomicroscope MZ12.5 with objective 1X and eyepiece 10X Leica # 10446370 Other manufacturer/type may be used
Sterile PBS GIBCO # 10010-015 For hydraulic extrusion; Can also be made according to standard protocols
Syringe needle 23 G x 1", 0.6 x 25 mm Terumo Neolus # NN-2325R For hydraulic extrusion in pups; Other manufacturer/type may be used
Syringe needle 18 G x 1 1/2, 1.2 x 40 mm Terumo Neolus # NN-1838S Alternative to pipette tip for hydraulic extrusion in adult mice; Other manufacturer may be used
Tissue-Tek Sakura # 4583 Tssue embedding material for later cryosectionning
TNE-lysis buffer VWR chemicals # 10128-582 For tissue lysis prior to Western blotting; Other manufacturer may be used; Can also be made according to standard protocols

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Malin, S. A., Davis, B. M., Molliver, D. C. Production of dissociated sensory neuron cultures and considerations for their use in studying neuronal function and plasticity. Nat Protoc. 2 (1), 152-160 (2007).
  2. Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Res Notes. 9, 82 (2016).
  3. Kennedy, H. S., Jones, C. 3rd, Caplazi, P. Comparison of standard laminectomy with an optimized ejection method for the removal of spinal cords from rats and mice. J Histotechnol. 36 (3), 86-91 (2013).
  4. Meikle, A. D., Martin, A. H. A rapid method for removal of the spinal cord. Stain Technol. 56 (4), 235-237 (1981).
  5. JoVE Science Education Database. The Western Blot. , JoVE. Cambridge, MA. http://www.jove.com/science-education/5065/the-western-blot (2016).
  6. Gallagher, S., Chakavarti, D. Immunoblot analysis. J Vis Exp. (16), (2008).
  7. Ogrean, C., Jackson, B., Covino, J. Quantitative real-time PCR using the thermo scientific Solaris qPCR assay. J Vis Exp. (40), (2010).
  8. Crosby, K., et al. Immunohistochemistry Protocol for Parraffin-embedded Tissue Sections - ADVERTISEMENT. , JoVE. Cambridge, MA. https://www.jove.com/video/5064/immunohistochemistry-protocol-for-paraffin-embedded-tissue-sections (2014).
  9. Watson, C., Paxinos, G., Puelles, L. The Mouse Nervous System. , 1st edition, Academic Press, Elsevier. 424-426 (2012).
  10. Rigaud, M., et al. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: implications for studies of neuropathic pain. Pain. 136 (1-2), 188-201 (2008).
  11. Green, E. L. Genetic and non-genetic factors which influence the type of the skeleton in an inbred strain of mice. Genetics. 26 (2), 192-222 (1941).
  12. Meyer, A., Gallarda, B. W., Pfaff, S., Alaynick, W. Spinal cord electrophysiology. J Vis Exp. (35), (2010).
  13. Ciglieri, E., Ferrini, F., Boggio, E., Salio, C. An improved method for in vitro morphofunctional analysis of mouse dorsal root ganglia. Ann Anat. , 62-67 (2016).
  14. Peeraer, E., et al. Pharmacological evaluation of rat dorsal root ganglion neurons as an in vitro model for diabetic neuropathy. J Pain Res. 4, 55-65 (2011).

Tags

Neuroscience råtta mus hydraulisk ryggmärgen extrudering länd- utvidgningen dorsala rotganglier
Hydraulisk Extrudering av ryggmärgen och isolering av dorsalrotsganglier i Gnagare
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Richner, M., Jager, S. B., Siupka,More

Richner, M., Jager, S. B., Siupka, P., Vaegter, C. B. Hydraulic Extrusion of the Spinal Cord and Isolation of Dorsal Root Ganglia in Rodents. J. Vis. Exp. (119), e55226, doi:10.3791/55226 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter