Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Een model van Free Tissue Transfer: The Rat Epigastrische Gratis Flap

doi: 10.3791/55281 Published: January 15, 2017

Introduction

Vrije weefsel overdracht in toenemende mate klinisch gebruikt voor het reconstrueren van ontbrekende weefsels sinds 1970 1-5. Dit heeft reconstructie van complexe en anderszins onbehandelbaar defecten die voortvloeien uit tumor uitroeiing, trauma, infecties, misvormingen of brandwonden 1-7 toegestaan. Vrije flappen dergelijke zijn bijzonder nuttig voor het reconstrueren van zeer complexe anatomische gebieden, zoals die van het hoofd en de nek, hand, de voet, en het perineum 1,4.

Maar ook nu chirurgische trainees worden vaak afgeschrikt door de complexiteit van verschillende stappen voor het verhogen, overdracht en insetting een vrije flap met gebruik van microchirurgische technieken en instrumenten 8,9. Bovendien wordt algemeen aangenomen dat voor een bekwaam microchirurg worden, uitgebreid experimenteel praktijk in een diermodel verplicht 4,8-13.

Bovendien is fundamenteel en translationeel onderzoekop het gebied van vrije weefsel overdracht is van groot klinisch potentieel 8,14-16. Niettegenstaande zijn onderzoekers vaak afgeschrikt van het gebruik van microchirurgische modellen van weefsel overdracht te wijten aan een gebrek aan informatie over de technische aspecten die betrokken zijn bij de operatieve procedures 4,8-14. De rat is een geschikt diermodel voor microchirurgische onderzoek en onderwijs, omdat het relatief goedkoop, eenvoudig te houden, en vatbaar voor frequente manipulatie 8,11,13,14,17,18.

Hoewel verschillende gratis botten, spieren en de huid flappen hebben in de rat 18-24 beschreven, de vrije epigastrische fasciocutaneous flap is de meest grote schaal gebruikt voor onderwijsdoeleinden 9,12,13,18,25. Deze gratis flap werd voor het eerst beschreven in 1967 door Strauch en Murray en heeft opgedaan sindsdien toenemende populariteit, te wijten aan verschillende factoren, namelijk constant vasculaire anatomie, relatieve gemak van dissectie, omvangrijke voedingsstoffen vaten, en redundantie van de huid in de donor zone, which maakt primaire sluiting van het defect als gevolg van verhoging 4,9-11,13,17,18,25-28 flap's.

Flap Anatomie en histologie
De epigastrische klep wordt geleverd door de oppervlakkige epigastrische slagader en ader (figuur 1). Deze schepen zijn afkomstig uit en afvoer in de femorale slagader en ader, respectievelijk. Gemiddeld de kwaliteit van de oppervlakkige epigastrische ader is 0,6 tot 0,8 mm, in tegenstelling tot de 0,3 tot 0,5 mm van de oppervlakkige epigastrische slagader (figuur 2) 17,18. De oppervlakkige epigastrische slagader verspreidt twee hoofdtakken: laterale en mediale tak die op hun beurt meerdere malen verdelen oorsprong capillaire netwerken die de meeste van de omhulling van de epigastrische regio leveren. Deze haarvaten afwateren in de zijrivieren van de epigastrische oppervlakkige aderen die een parallel cursus om de arteriële boom hebben (figuur 2) 13,17,18. Het diagram in figuur 3 representeert de regio van de ventrolaterale buikwand door de oppervlakkige epigastrische vaten, die kunnen worden ingezet in de epigastrische flap geleverd. Deze klep kan tot 5 cm lang en 3 cm breed 13,17,18.

Histologisch wordt de klep uit de omhulling die de ventrolaterale buikwandspieren (figuur 4) 13,17,18 omvat. Het bevat een oppervlakkige laag van de huid, gevormd door de dermis en epidermis. Onder de huid is er een laag van vetweefsel genaamd panniculus adiposus. Onder deze laag is er een andere laag van de dwarsgestreepte spieren bekend als panniculus carnosus 18,28,29. Onder de panniculus carnosus is er losse areolar weefsel dat is oppervlakkig naar de diepe fascia dat de grotere buikspieren bedekt. Vandaar dat de flap is een samengesteld blok weefsels gemaakt met deze lagen, behalve de diepe fascia spier (Figuur 5) 13,17,18,27-31.

Protocol

Alle procedures waarbij proefdieren werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite en Ethisch Comité op Nova University Medical School, Lissabon, Portugal (08/2012 / CEFCM).

1. Chirurgische Procedure Set-up Notes

  1. Gebruik volwassen Wistar ratten van 250-350 g.
  2. Houd de ratten met voedsel en water ad libitum met 12 uur licht-donker cycli 7 dagen vóór de chirurgische ingreep.
  3. Weeg de rat om de hoeveelheid verdovingsmiddel moeten worden onderzocht.
  4. Autoclaaf alle chirurgische instrumenten voor de operatie.
  5. Layout alle chirurgisch materiaal en instrumenten die nodig zijn voor de procedure (zie de tabel van de Materials).
  6. Voer de operatie onder een operationele microscoop met conventionele en microchirurgische instrumenten.
  7. Plaats de homeothermic deken, rectale sonde en warmtelamp.
  8. Plaats een 20 ml gesteriliseerd flacon met 0,9% zoutoplossing in een waterbad verwarmd tot37 ºC.
  9. Draag gesteriliseerde handschoenen op alle oppervlakken van de gebruiksinstelling desinfecteren met een alcoholische oplossing. Verwijder de handschoenen.
  10. Plaats een scrub cap en masker.
  11. Ontsmet de handen met water en zeep en draag een ander paar van gesteriliseerde handschoenen.
  12. Draag een steriele chirurgische toga.

2. Anesthesie en Skin Voorbereiding

LET OP: Laat een helper helpen met de volgende vier stappen, als een steriel toga en handschoenen worden gedragen.

  1. Verdoven de rat met een mengsel van Ketamine en diazepam intraperitoneaal. De dosis is 5 mg / kg ketamine en 0,25 mg / kg diazepam. Oordelen over de diepte van de anesthesie door teen knijpen en met inachtneming van de ademhaling tarief gedurende de gehele procedure 8,14,15,32.
  2. Breng een oogheelkundige gel over het voorste oppervlak van de ogen om het hoornvlies slijtage te voorkomen.
  3. Verwijder de haren over het ventrale oppervlak van de buik met een ontharingscrème. Na haar afneemal, verwijder de ontharingscrème met warme zoutoplossing.
  4. Spuit een aanzienlijke hoeveelheid alcoholische oplossing over de operatieve plaats. Laat het product op de operatieve plaats en niet afvegen. Wacht ten minste 15 sec. Herhaal de toepassing 3 keer. Laat een contacttijd van ten minste 2 minuten alvorens de operatie. Ander onderzoek eenheden gebruik maken van andere protocollen bij postoperatieve wondinfectie te voorkomen.
  5. Gesteriliseerde handschoenen dragen, plaats 2 chirurgische afdekdoeken aan beide zijden van de rat.

3. Donor Site Chirurgische Procedure

  1. Stel de grenzen van een epigastrische flap bereik van ongeveer 5 cm lang en 3 cm breed.
    1. Met een chirurgische huid marker, een lijn van de processus xiphoideus van het sternum naar de symphysis, zodat de middenlijn over de ventrale oppervlak van de buik van de rat markeren.
    2. Aan de linkerkant van de rat, met behulp van een chirurgische huid marker, tekenen twee loodrechte lijnen naar de eerste regel: ope kruising direct caudaal van de borstkas, en een andere, parallel aan deze laatste en net craniaal van de lies vouw (figuren 3 en 6).
    3. Markeer de laterale incisie met een chirurgische huid marker met een lijn evenwijdig aan de middellijn en ongeveer 3 cm gescheiden daarvan.
  2. flap oogsten
    1. Incise de huid met een aantal 15 scalpel tot aan de panniculus carnosus laag.
    2. Dieper de panniculus carnosus vliegtuig, maakt de incisie met een elektrische cauterisatie tot het bereiken van de spier fascia.
    3. Til de klep van mediaal lateraal en naar craniaal van caudale, het blootstellen van pedikel de flap's.
    4. Zorgvuldig afbinden en verdeel het perforeren schepen komen uit de diepe spierlaag en gaan in diepe oppervlak van de flap's.
    5. Plaats een oprolmechanisme in de caudale aspect van de klep en ontleden pedikel de flap's voorzichtig door zachtjes te plagenweg het losse omliggende weefsels (figuur 7).
    6. Ligeer en verdeel de laterale femorale circumflex slagader en ader met behulp van 9/0 Nylon voor de ligaturen.
    7. Isoleer de femorale slagader en ader. Indien aanwezig, afbinden (met behulp van 9/0 Nylon) en verdeel takken van deze schepen naar aangrenzende spieren.
    8. Ten eerste, gebruik dan een dubbele vasculaire klem om de proximale aspect van de lies te klemmen. Vervolgens klem het distale aspect. Dan klemt het distale aspect van de femorale arterie en tenslotte het proximale aspect.
    9. Klem het distale aspect van de femorale arterie en tenslotte het proximale aspect.
    10. Plaats een enkele vasculaire klem in de oppervlakkige epigastrische ader en een andere in de oppervlakkige epigastrische slagader. Gebruik een paar rechte microchirurgie schaar om de oppervlakkige epigastrische slagader en ader afgesneden op hun afkomst en beëindiging, respectievelijk.
    11. Overvloedig irrigeren het lumen van deze schepen met gehepariniseerde fysiologische zoutoplossing 10 IU / ml, Tot er geen bloed of vuil worden gezien binnen de schepen 'lumen 33.
    12. Trek en trim een ​​manchet van adventitia dicht bij de vasculaire sectie sites.
    13. Breng de epigastrische flap om de nek met behulp van pincet Addison (Figuur 8).
    14. Sluit de donor site met subcutane onderbroken 5/0 oplosbare hechtingen.
    15. Sluit de huid met onderbroken 5/0 Nylon steken.

4. Ontvanger Site Chirurgische Procedure

  1. Blootstelling van ontvanger Site Vessels
    1. Met behulp van een chirurgische huid marker, trek een lijn over de mediale rand van de linker sternocleidomastoideus (SCM) spier.
    2. Met behulp van een chirurgische huid marker, trekken een andere lijn onmiddellijk craniale en parallel aan de linker sleutelbeen. Deze twee lijnen moeten convergeren aan de linkerkant sternoclaviculaire gewricht.
    3. Incise de huid met behulp van een aantal 15 scalpel.
    4. Gebruik een elektrische cautery door de subcutaneou te snijdens weefsel.
    5. Gebruik een paar ontleden schaar om de externe halsader lateraal van de SCM spier skelet worden.
    6. Isoleren en ligeren van de zijtakken van de externe halsader in dit (figuur 9).
    7. Afbinden de externe halsader net onder de onderkaak met een 9/0 Nylon hechtdraad.
    8. Plaats een veneuze klem onder deze ligatie en snijd de externe halsader gebruikmaking van een paar rechte microchirurgische schaar.
    9. Was het lumen van de ader met gehepariniseerde fysiologische zoutoplossing in een concentratie van 10 IU / ml.
    10. Isoleer de mediale rand van de SCM spieren en trek deze spier zijwaarts, zodat de halsslagader en de nervus vagus (figuur 10) blootstellen.
    11. Voeg een dwarse incisie in het middelste derde van de SCM spier met de elektrische cauterisatie.
    12. Plaats een retractor tussen de diepe oppervlak van de SCM spier en de riem spieren.
    13. Plagen weg de nervus vagus uit de halsslagaderslagader, zorg ervoor dat u deze structuren te beschadigen.
  2. vaatverbindingen
    1. Plaats een dubbele arteriële klem in de halsslagader.
    2. Plaats een 9/0 Nylon steek in het laterale aspect van de halsslagader en gebruik deze steek van dit deel van de vaatwand trekken.
    3. Gebruik een paar rechte microchirurgie schaar om een ​​opening in deze regio van de vaatwand te produceren.
    4. Middels onderbroken 10/0 nylon hechtingen voeren een termino laterale anastomose tussen de oppervlakkige epigastrische slagader van de klep en de halsslagader ter hoogte van de onlangs carotis opening.
    5. Benader de proximale stomp van de externe halsader en de oppervlakkige epigastrische ader en inspecteren het kaliber van deze twee aderen.
      1. Wanneer het verschil in omvang is licht tot matig, verwijden de lumen van het afgesneden uiteinde van de oppervlakkige epigastrische ader via dilatatie tang.
      2. Als het kaliber verschil is erg pronounced naast tang dilatatie, afgeschuinde eind van de oppervlakkige epigastrische ader in een 30 tot 45 °.
      3. Voer de veneuze anastomose met behulp onderbroken 11/0 nylon hechtingen.
    6. Verwijder de enkele klemmen geplaatst op schepen van de flap's.
    7. Verwijder de dubbele klem gepositioneerd in de lies.
    8. Verwijder de dubbele klem geplaatst in de femorale slagader.
  3. Beoordelen van doorgankelijkheid en competentie van anastomosen
    1. Controleer of slagader en ader van de klep zijn volledig uitgezet en geen significante bloeden waargenomen na 3 min van het verwijderen het vasculaire klemmen (figuur 11).
      1. Als er een bloeding in deze periode plaats een vochtige zoutoplossing gaas over de anastomose en druk zachtjes.
      2. Als bloeden uit anastomosen stopt niet na 3 minuten, voeg extra 11/0 Nylon onderbroken hechtingen na vasculaire klem plaatsing, als dat nodig is.
    2. Wacht 10 min met de klep is verbonden met de nek schepen en verpakt door een gaasje bevochtigd met warme zoutoplossing.
    3. Assess flap's perfusie en nek wond hemostase. Inspecteer de anastomosen op tekenen van bloeding, trombose of overmatige trekkracht.
    4. Zet de flap in de ontvangende website te beginnen met 5/0 subcutane onderbroken hechtingen.
    5. Sluit de huid met 5/0 Nylon onderbroken hechtingen (figuur 12).

5. postoperatieve zorg

  1. Laat de rat te herstellen in zijn individuele kooi in de rechter laterale decubitus positie. Houd de warme kooi door het plaatsen van een elektrische verwarming pad ingesteld op laag eronder. Plaats een lichte doek tussen de kooi en de elektrische verwarming pad om oververhitting te voorkomen.
  2. Kijk het dier continu draaien naar de tegenoverliggende laterale decubitus elke 5 min, totdat het hervat borstligging en het is in staat om ambulate.
  3. Het huis van de ratten individueel tot het verwijderen van tHij chirurgische hechtingen twee weken na de chirurgische ingreep.
  4. Geven een anti-inflammatoir geneesmiddel 1 mg / kg subcutaan eenmaal per dag voor de 3 dagen na de operatie, postoperatieve analgesie.

6. Flap Assessment

  1. Presenteer een levensmiddel te behandelen over het hoofd van de rat en de levensvatbaarheid flap te beoordelen door middel van visuele inspectie.
  2. Als de blootstelling onvoldoende is met behulp van de vorige stap, hebben een assistent het toepassen van zachte aanraking over de interscapular regio van de rat, terwijl het onderzoeken van de flap.
  3. Gebruik digitale fotografie en ImageJ software om kwantitatief te evalueren op het gebied van wonddehiscentie, flap epidermolysis, hyperemie, congestie en / of necrose, zoals in detail uitgelegd door Trujillo et al. 15.

Representative Results

Volgens de auteurs ervaring van meer dan tien jaar met behulp van de epigastrische vrije flap als een model van de vrije weefsel overdracht, zowel in het kader van de microchirurgie cursussen en voor onderzoeksdoeleinden, de snelheid van de flap te overleven hangt enigszins af van de vaardigheid en ervaring van de chirurg . In het algemeen, als de bovenbeschreven technische aspecten rekening wordt gehouden met een vrijwel volledige overleving (<10% van de flap necrose) van ongeveer 70% van de flappen te verwachten. Ongeveer 10% van flappen onderhavig necrose (10 tot 50%). Ongeveer 20% van de kleppen lijden volledige necrose. Een 80% vrijwel volledige overleving werd verkregen in de laatste 20 procedures uitgevoerd door de eerste auteur (DC) (figuur 13).

Tijdens de eerste twee dagen na de operatie vrij epigastrische flap vaak oedemateus en worden enkele mate van veneuze congestie. Deze meestal both verdwijnen geleidelijk aan tussen de 3 en 5 dagen na de operatie. Meestal gedurende de eerste week, de rat verwijdert de meeste externe steken en zich in de subcutane hechtingen, wat vaak resulteert in verspreide gebieden van lichte wonddehiscentie (figuur 14). Na dag 10, het haar langzaam begint te groeien op het oppervlak van de flap. Aan het einde van de eerste maand na de operatie, wordt de flap meestal bedekt met iets korter haar dan de aangrenzende huid. Twee maanden na de operatie, is de aanwezigheid van de flap aangekondigd door een lichte klompen, en door een relatief onopvallende litteken rond randen van de klep (afbeelding 14). Auto kannibalisme van de flap is een zeldzame vondst dat, in de ervaring van de auteurs, komt bijna uitsluitend in het geval van de totale flap necrose.

Figuur 1
Figuur 1: Vasculaire anatomie van de epigastrische vrije flap.
Deze foto toont de linker epigastrische gebied van een rat eerder geïnjecteerd met een rode latex oplossing in het arteriële systeem en een blauwe latex oplossing in het veneuze systeem. Het is mogelijk om te zien dat de epigastrische regio ontvangt een axiale bloedtoevoer van de oppervlakkige epigastrische slagader en ader. Deze schepen zijn afkomstig uit en afvoer in de femorale slagader en ader, respectievelijk. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 2
Figuur 2: Scanning elektronenmicroscopie beeld van een corrosie cast van de oppervlakkige epigastrische vaten die de microscopische vasculaire bloedtoevoer naar de epigastrische vrije flap.
Dit microscopie beeld van een corrosie-cast van de SuperFi scanning electronciële epigastrische vaten van de rat toont aan dat de ader heeft een groter kaliber dat de slagader. Gemiddeld de kwaliteit van de oppervlakkige epigastrische ader is 0,6 tot 0,8 mm, vergeleken met 0,3 tot 0,5 mm van de oppervlakkige epigastrische slagader. Deze afbeelding toont ook dat de oppervlakkige epigastrische slagader levert twee hoofdtakken: laterale en mediale tak die op hun beurt meerdere malen verdelen oorsprong capillaire netwerken die de meeste epigastrische regio leveren. Deze haarvaten afwateren in de zijrivieren van de epigastrische oppervlakkige ader die een parallel cursus om de arteriële boom te hebben. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 3
Figuur 3: Potentieel gebied van een linker epigastrische vrije flap in de rat.
Dit diagram vertegenwoorwoordigt de regio van de buikwand door de oppervlakkige epigastrische vaten geleverd en dat kan worden ingezet in de epigastrische flap. Deze klep kan tot 5 cm lang en 3 cm breed zijn. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 4
Figuur 4: Foto van een hematoxiline eosine gekleurde deel van de epigastrische flap.
Dit hematoxiline eosine gekleurde deel van de epigastrische regio blijkt dat de epigastrische klep bestaat uit het omhulsel van de regio die de buikspieren bedekt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.


Figuur 5: histologische samenstelling van de epigastrische flap.
De foto aan de linkerkant is een-hematoxiline eosine gekleurde deel van een epigastrische flap, terwijl de foto aan de rechterkant werd verkregen uit een Masson trichroom sectie van deze flap. Deze twee foto's illustreren dat de epigastrische flap van de rat is een samengestelde blok van weefsels. Het bevat een oppervlakkige laag van de huid, gevormd door de dermis en epidermis. Onder de huid is er een laag van vetweefsel genaamd panniculus adiposus. Onder deze laag is er laag van de dwarsgestreepte spieren bekend als panniculus carnosus. Onder de panniculus carnosus is een diepe fascia dat de grotere en diepere buikspieren bedekt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 6
Figuur 6. Pre-operatieve huid markeringen op het ventrale oppervlak van de rat voorafgaand aan de operatie.
Deze foto toont de huid markeringen voor de incisies gebruikt om links epigastrische flap verhogen en vervolgens deze flap inzet in het ventrale aspect van de linker cervicale gebied.

figuur 7
Figuur 7. chirurgische anatomie van voedingsstoffen schepen van de epigastrische flap in het kader van de operationele microscoop (10x vergroting).
Deze foto toont de oppervlakkige epigastrische slagader en ader afkomstig van en afwateren in de femorale slagader en ader resp. De laterale femorale circumflex slagader ontstaat meestal uit de caudale aspect van de oppervlakkige epimaag slagader. De laterale femur circonflexe heeft een vergelijkbaar pad en meestal eindigt in de oppervlakkige epigastrische ader. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 8
Figuur 8. De epigastrische flap ex vivo pedicled op de nutriënten vaartuigen (de oppervlakkige epigastrische slagader en ader - A, V, respectievelijk). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 9
Figuur 9. Operating Gezien dedissectie van de ader ontvanger, dat wil zeggen, de externe halsslagader, aan de linkerzijde van de nek (6x vergroting).
Het is mogelijk om het verloop van de subcutane externe halsader lateraal acht in sternocleidomastoideus spier. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 10
Figuur 10. Operating Gezien de dissectie van de donor slagader, dat wil zeggen de gemeenschappelijke halsslagader aan de linkerzijde van de nek (10x vergroting).
De slagader en bijbehorende nervus vagus worden blootgesteld na het terugtrekken van de sternocleidomastoideus en de infrahyoid spieren, zoals weergegeven. Klik hier om een grotere versie van t bekijkenzijn figuur.

figuur 11
Figuur 11. Foto van de vasculaire anastomosen tussen vaartuigen de flap en de ontvangende vaten in de nek, gezien onder de operatiemicroscoop (10x vergroting).
Deze foto toont de termino laterale anastomose tussen de halsslagader en epigastrische oppervlakkige bloedvaten. Het is ook mogelijk de termino-terminal anastomose tussen de oppervlakkige epigastrische en de externe halsader observeren. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 12
Figuur 12. Foto van ventrale aspect van de rat onmiddel Direct na de operatie.
Merk op dat de donor zone gemakkelijk in de eerste plaats is gesloten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 13
Figuur 13. Epigastrische vrije flap overleving in 20 opeenvolgende ratten geopereerd door de eerste auteur (DC).
Vijf ratten (20%) presenteerde volledige flap necrose (gevallen 1, 4, 8, 13 en 15, vertegenwoordigd door de rode stippen). Gebieden van flap necrose werden bepaald met behulp van de gratis software ImageJ, zoals in detail uitgelegd door Trujillo et al. 15. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

14 "src =" / files / ftp_upload / 55281 / 55281fig14.jpg "/>
Figuur 14. Foto van de epigastrische flap geplaatst op het ventrale aspect van de hals 4, 14 en 60 dagen na de operatie.
Vier dagen na de operatie, is er typisch enige wonddehiscentie, de rat verwijdert de steken. Echter, de flap blijft meestal op zijn plaats. Het is mogelijk om de flap onderzoek dagelijks door eenvoudige visuele inspectie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Acknowledgments

Een van de auteurs (Diogo Casal) ontvangen een subsidie ​​uit het programma voor Advanced Medical Education, dat wordt gesponsord door Fundação Calouste Gulbenkian, Fundação Champalimaud, Ministério da Saúde e Fundação para a Ciência e Tecnologia, Portugal.

De auteurs willen graag aan de technische hulp van de heer Alberto Severino bedanken in het filmen en de video te bewerken. De auteurs zijn ook dankbaar aan de heer Octávio Chaveiro, de heer Marco Costa en de heer Carlos Lopes voor hun hulp bij de voorbereiding van het dier exemplaren in dit document.

Ten slotte zou de auteurs willen bedanken Ms. Gracinda Menezes voor haar hulp in alle logistieke aspecten die betrekking hebben op dieren aanschaf en onderhoud.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Skin Skribe Surgical Skin Marker Moore Medical 31456 https://www.mooremedical.com/index.cfm?/Skin-Skribe-Surgical-Skin-Marker/
&PG=CTL&CS=
HOM&FN=ProductDetail&
PID=1740&spx=1
Micro retractor Fine Science Tools RS-6540 http://www.finescience.de
Graeffe forceps 0.8 mm tips curved Fine Science Tools 11052-10 http://www.finescience.de
Acland clamps Fine Science Tools 00398 V http://www.merciansurgical.com/aclandclamps.pdf
Clamp applicator Fine Science Tools CAF-4 http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
High-Temperature Cautery Fine Science Tools AA03 http://www.boviemedical.com/products_aaroncauteries_high.asp
Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124 Fine Science Tools D-5a.2 http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109 Fine Science Tools JFA-5b http://www.merciansurgical.com
Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108 Fine Science Tools JF-5 http://www.merciansurgical.com
Acland Single Clamps B-1V (Pair) Fine Science Tools 396  http://www.merciansurgical.com
Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight Fine Science Tools 67  http://www.merciansurgical.com
Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT Fine Science Tools EA7613-11  http://www.merciansurgical.com
Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT Fine Science Tools EA7652-14  http://www.merciansurgical.com
Derf Needle Holders 12 cm TC Fine Science Tools 703DE12  http://www.merciansurgical.com
Monosyn 5-0 B.Braun 15423BR http://www.mcfarlanemedical.com.au/
15423BR/
SUTURE-MONOSYN-5_or_0-16MM-70CM-(C0023423)-BOX_or_36/pd.php
Ethilon 5-0 Ethicon W1618 http://www.farlamedical.co.uk/category_Ethilon-Suture-1917/Ethilon-Sutures/
Dafilon 10-0 B.Braun G1118099 http://www.bbraun.com/cps/rde/xchg/bbraun-com/hs.xsl/products.html?prid=PRID00000816
Veet Sensitive Skin Hair Removal Cream Aloe Vera and Vitamin E 100 ml Veet http://www.veet.co.uk/products/creams/creams/veet-hair-removal-cream-sensitive-skin/
Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine) Fine Science Tools 7973 http://www.millermedicalsupplies.com
Castroviejo needle holders Fine Science Tools 12565-14 http://s-and-t.ne
Straight mosquito forcep Fine Science Tools 91308-12 http://www.finescience.de
Cutasept F skin disinfectant Bode Chemie http://www.productcatalogue.bode-chemie.com/products/skin/cutasept_f.php
Lacri-lube Eye Ointment 5g Express Chemist LAC101F http://www.expresschemist.co.uk/lacri-lube-eye-ointment-5g.html
Normal saline for irrigation Hospira, Inc. 0409-6138-22 http://www.hospira.com/en/search?q=sodium+chloride+irrigation%2C+usp&fq=contentType%3AProducts
Heparin Sodium Solution (5,000 IU/ml) B.Braun http://www.bbraunusa.com/products.html?prid=PRID00006982
Meloxicam Metacam Boehringer Ingelheim http://www.bi-vetmedica.com/species/pet/products.html
Heat Lamp HL-1 Harvard Apparatus 727562 https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/
haisku3_10001_11051_39108_-1_
HAI_ProductDetail_N_
37610_37611_37613
Homeothermic Blanket System with Flexible Probe Harvard Apparatus 507220F https://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/
haisku3_10001_11051_39108_-1_
HAI_ProductDetail_N_
37610_37611_37613
Dry heat sterilizer Quirumed 2432 http://www.quirumed.com/pt/material-de-esterilizac-o/esterilizadores
Surgical drapes Barrier 800430 http://www.molnlycke.com/surgical-drapes/
Biogel Surgical Gloves Medex Supply 30465 https://www.medexsupply.com
Operating microscope Leica Surgical Microsystems 10445319 http://www.leica-microsystems.com/products/surgical-microscopes/

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Morain, W. D. Plastic Surgery. Mathes, S. J. 1, Saunders. 27-34 (2006).
  2. Christoforou, D., Alaia, M., Craig-Scott, S. Microsurgical management of acute traumatic injuries of the hand and fingers. Bull Hosp Jt Dis. 71, (1), 6-16 (2013).
  3. Santoni-Rugiu, P., Sykes, P. J. A History of Plastic Surgery. Santoni-Rugiu, P., Sykes, P. J. Springer. 3 79-119 (2007).
  4. Tamai, S. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. Springer-Verlag. Ch. 1 3-24 (2003).
  5. Bettencourt-Pires, M. A., et al. Anatomy and grafts - From Ancient Myths, to Modern Reality. Arch Anat. 2, (1), 88-107 (2014).
  6. Casal, D., Gomez, M. M., Antunes, P., Candeias, H., Almeida, M. A. Defying standard criteria for digital replantation: A case series. Int J Surg Case Rep. 4, (7), 597-602 (2013).
  7. Gomez, M. M., Casal, D. Reconstruction of large defect of foot with extensive bone loss exclusively using a latissimus dorsi muscle free flap: a potential new indication for this flap. J Foot Ankle Surg. 51, (2), 215-217 (2012).
  8. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. J Vis Exp. (89), (2014).
  9. Pichierri, A., et al. How to set up a microsurgical laboratory on small animal models: organization, techniques, and impact on residency training. Neurosurg Rev. 32, (1), 101-110 (2009).
  10. Klein, I., Steger, U., Timmermann, W., Thiede, A., Gassel, H. J. Microsurgical training course for clinicians and scientists at a German University hospital: a 10-year experience. Microsurgery. 23, (5), 461-465 (2003).
  11. Fukui, A. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. Springer-Verlag. Ch. 1 35-43 (2004).
  12. Ad-El, D. D., Harper, A., Hoffman, L. A. Digital replantation teaching model in rats. Microsurgery. 20, (1), 42-44 (2000).
  13. Ruby, L. K., Greene, M., Risitano, G., Torrejon, R., Belsky, M. R. Experience with epigastric free flap transfer in the rat: technique and results. Microsurgery. 5, (2), 102-104 (1984).
  14. Edmunds, M. C., Wigmore, S., Kluth, D. In situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap: a rat model of myocutaneous ischemia reperfusion injury. J Vis Exp. (76), (2013).
  15. Trujillo, A. N., Kesl, S. L., Sherwood, J., Wu, M., Gould, L. J. Demonstration of the rat ischemic skin wound model. J Vis Exp. (98), (2015).
  16. Siemionow, M. Z. Plastic and Reconstructive Surgery: Experimental models and research designs. Siemionow, M. Z. Springer - Verlag. Ch. 1-7 3-67 (2015).
  17. Petry, J. J., Wortham, K. A. The anatomy of the epigastric flap in the experimental rat. Plast Reconstr Surg. 74, (3), 410-413 (1984).
  18. Tamai, S., Usui, M., Yoshizu, T. Experimental and Clinical Reconstructive Microsurgery. 6, Springer-Verlag. Ch. 6 111-114 (2004).
  19. Zhang, F., et al. Microvascular transfer of the rectus abdominis muscle and myocutaneous flap in rats. Microsurgery. 14, (6), 420-423 (1993).
  20. Tonken, H. P., et al. Microvascular transplant of the gastrocnemius muscle in rats. Microsurgery. 14, (2), 120-124 (1993).
  21. Miyamoto, S., et al. Free pectoral skin flap in the rat based on the long thoracic vessels: a new flap model for experimental study and microsurgical training. Ann Plast Surg. 61, (2), 209-214 (2008).
  22. Nasir, S., Aydin, A., Kayikcioglu, A., Sokmensuer, C., Cobaner, A. New experimental composite flap model in rats: gluteus maximus-tensor fascia lata osteomuscle flap. Microsurgery. 23, (6), 582-588 (2003).
  23. Coskunfirat, O. K., Islamoglu, K., Ozgentas, H. E. Posterior thigh perforator-based flap: a new experimental model in rats. Ann Plast Surg. 48, (3), 286-291 (2002).
  24. Ozkan, O., et al. A new flap model in rats: iliac osteomusculocutaneous flap. Ann Plast Surg. 47, (2), 161-167 (2001).
  25. Padubidri, A. N., Browne, E. Modification in flap design of the epigastric artery flap in rats--a new experimental flap model. Ann Plast Surg. 39, (5), 500-504 (1997).
  26. Strauch, B., Murray, D. E. Transfer of composite graft with immediate suture anastomosis of its vascular pedicle measuring less than 1 mm. in external diameter using microsurgical techniques. Plast Reconstr Surg. 40, (4), 325-329 (1967).
  27. Green, C. E. Anatomy of the Rat. First edn. Hafner Publishing Company. 124-153 (1968).
  28. Greene, E. C. Anatomy of the rat. Hafner. New York. (1959).
  29. Langworthy, O. R. A morphological study of the panniculus carnosus and its genetical relationship to the pectoral musculature in rodents. Am J Anat. 35, (2), 283-302 (1925).
  30. Popesko, P., Ratjová, V., Horák, J. A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, Saunders. 13-104 (1992).
  31. Brown, S. H., Banuelos, K., Ward, S. R., Lieber, R. L. Architectural and morphological assessment of rat abdominal wall muscles: comparison for use as a human model. J Anat. 217, (3), 196-202 (2010).
  32. Harder, Y., et al. Ischemic tissue injury in the dorsal skinfold chamber of the mouse: a skin flap model to investigate acute persistent ischemia. J Vis Exp. (93), e51900 (2014).
  33. Cox, G. W., Runnels, S., Hsu, H. S., Das, S. K. A comparison of heparinised saline irrigation solutions in a model of microvascular thrombosis. Br J Plast Surg. 45, (5), 345-348 (1992).
  34. Gurunluoglu, R., Siemionow, M. Z. Plastic and Reconstructive Surgery: Experimental models and research designs. Siemionow, M. Z. Spronger. Ch. 6 53-62 (2015).
  35. Nasir, S. Plast Reconstr Surg. Springer. 227-236 (2015).
  36. Parsa, F. D., Spira, M. Evaluation of anastomotic techniques in the experimental transfer of free skin flaps. Plast Reconstr Surg. 63, (5), 696-699 (1979).
  37. Dunn, R. M., Huff, W., Mancoll, J. The Rat Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A True Myocutaneous Flap Model. Ann Plast Surg. 31, (4), 352-357 (1993).
  38. Özkan, Ö, et al. A new flap model in rats: iliac osteomusculocutaneous flap. Ann Plast Surg. 47, (2), 161-167 (2001).
  39. Ozkan, O., Koshima, I., Gonda, K. A supermicrosurgical flap model in the rat: a free true abdominal perforator flap with a short pedicle. Plast Reconstr Surg. 117, (2), 479-485 (2006).
  40. Dorsett-Martin, W. A. Rat models of skin wound healing: a review. Wound Repair Regen. 12, (6), 591-599 (2004).
  41. Ghali, S., et al. Treating chronic wound infections with genetically modified free flaps. Plast Reconstr Surg. 123, (4), 1157-1168 (2009).
Een model van Free Tissue Transfer: The Rat Epigastrische Gratis Flap
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Casal, D., Pais, D., Iria, I., Mota-Silva, E., Almeida, M. A., Alves, S., Pen, C., Farinho, A., Mascarenhas-Lemos, L., Ferreira-Silva, J., Ferraz-Oliveira, M., Vassilenko, V., Videira, P. A., Gory O'Neill, J. A Model of Free Tissue Transfer: The Rat Epigastric Free Flap. J. Vis. Exp. (119), e55281, doi:10.3791/55281 (2017).More

Casal, D., Pais, D., Iria, I., Mota-Silva, E., Almeida, M. A., Alves, S., Pen, C., Farinho, A., Mascarenhas-Lemos, L., Ferreira-Silva, J., Ferraz-Oliveira, M., Vassilenko, V., Videira, P. A., Gory O'Neill, J. A Model of Free Tissue Transfer: The Rat Epigastric Free Flap. J. Vis. Exp. (119), e55281, doi:10.3791/55281 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter