Summary
Forebygging av human trichinellosis i mange land over hele verden er basert på laboratorieundersøkelse av muskelprøver fra mottakelige dyr ved metoder for spaltning, av hvilke den magnetiske røremetoden er ansett gullstandarden.
Abstract
Trichinellosis er en ødeleggende sykdom hos mennesker og er forårsaket av inntak av rå eller kokt kjøtt av dyr som er infisert med larver av rundmark av slekten Trichinella. De viktigste kildene til menneske infeksjoner over hele verden er viltkjøtt og svinekjøtt eller svinekjøtt produkter. I mange land, er forhindring av human trichinellosis basert på identifikasjon av infiserte dyr ved hjelp av den kunstige fordøyelsen av muskelprøver fra følsomme dyreskrotter.
Det finnes flere metoder basert på fordøyelsen av kjøtt, men magnetrør metoden regnes som gullstandarden. Denne metoden tillater påvisning av Trichinella larver ved mikroskopi etter enzymatisk spalting av muskelprøver og påfølgende filtrerings- og sedimenteringstrinn. Selv om denne fremgangsmåten ikke krever spesielle og kostbart utstyr, kan interne kontroller ikke brukes. Derfor bør strenge kvalitetsstyring skal innmatesd gjennom hele testen. Målet med dette arbeidet er å gi detaljerte instruksjoner for håndtering og kritiske kontrollpunkter metoden analytikere, basert på erfaringene fra EU referanselaboratorium for parasitter og nasjonalt referanselaboratorium i Tyskland for trikiner.
Introduction
Nematoder av slekten Trichinella kan påvises i tverrstripet musklene rovdyr og altetende pattedyr, fugler og reptiler over hele verden. Disse zoonotiske nematoder kan nå mennesker når rå eller semi-raw kjøtt og kjøttprodukter avledede produkter fra svin, hest, og spillet dyr er inntatt. Dette zoonose kan være en alvorlig sykdom hos mennesker preget av patognomonisk tegn og symptomer, for eksempel diaré, feber, periorbitalt ødem og myalgi og mulige komplikasjoner som myokarditt, tromboembolisk sykdom og encefalitt en.
Trichinella spiralis er den mest utbredte agens av trikiner infeksjon i vilt og husdyr og forårsaker de fleste av de menneskelige infeksjoner over hele verden. I Europa, Nord- og Vest-Afrika, og Vest-Asia, er trikiner britovi en annen kilde til infeksjoner hos mennesker. I tillegg er ti andre taxa mindre vanlig rapportert som utløsende agenter for sykdom hos mennesker og finnes i ulike regioner av verden, vanligvis i ville dyr 2. I tillegg til ville dyr som villsvin, bjørn, hvalross og grevling, representerer svinekjøtt den viktigste kilden til menneske-smitte over hele verden.
Den beste måten å forhindre trichinellosis er å avstå fra å spise rått kjøtt-produkter og for å koke noen kjøtt, særlig spillet kjøtt for å sikre temperaturer (> 65 ° C i 1 minutt, det vil si å endre kjøttfarge fra rosa til brun i kjernen av kjøttprodukt) 3. Den europeiske union og USDA har spesifisert frysing og steketider og temperaturer for svinekjøtt produkter som kan brukes til å drepe T. spiralis larver i kjøttet 4, 5. Videre ble anbefalinger for inaktivering av trikiner i kjøtt og kjøttprodukter publisert av International Commission on Trichinellosis"xref"> 6. I Europa, i tillegg til innføring av kontrollerte boligforhold i kommersiell svinebesetninger hvor risikoen for infeksjon Trichinella er neglisjerbar, er forhindring av human trichinellosis basert på laboratorieundersøkelse av muskelprøver fra mottakelige dyr 4.
For mattrygghet formål, fordøyelse analyser er de eneste pålitelige prosedyrer for direkte påvisning av trikiner larver i kjøttet 3, 7. Selv om det finnes flere varianter av fordøyelsen analysen, er den magnetiske røremetoden den internasjonalt aksepterte referansemetoden 3, 4, 7. Denne analyse er basert på påvisning av Trichinella larver i tverrstripet muskelvevet. Etter enzymatisk nedbrytning av muskelprøver og påfølgende filtrering og sedimenteringstrinn, Trichinella larver identifiseres ved mikroskopi. Avhengig handel forpliktelser og nasjonal lovgivning, er det et mangfold av små variasjoner i den generelle protokoll av magnetrører metoden. Her er tekniske detaljer basert på EU-krav 4, ISO spesifikasjoner 8, IKT retningslinjer 6, og opplevelsen av EUs referanselaboratorium for parasitter (EURLP) og den tyske referanselaboratorium for trikiner.
Protocol
1. Forberedelser
- prøvetaking
Merk: magnetisk rører Fremgangsmåten kan anvendes for én eller samlemuskelprøver.- Samle inn prøver fra de aktuelle forkjærlighet områder og i en passende mengde ni. Det henvises til nasjonale krav eller anbefalinger av IKT, OIE eller ISO.
- For EU, for eksempel ta en 1 g prøve fra en membran søyle ved overgangen til den senete delen av innenlandske griser. Sørg for at alle muskelprøver er fri for alt fett og fascia.
- Hvis tungen blir testet, fjerne overflatelaget før testing.
- Vær forsiktig hvis prøvene er frosset, som de fleste trikiner larver ikke fryse motstandsdyktig og uncoil etter døden, er mindre motstandsdyktig mot fordøyelsen og har en tendens til å holde seg til beholderveggene, noe som resulterer i redusert analyse følsomhet.
Merk: Hvis frosset, doble størrelsen på utvalget på løst og øke sedimenteringstiden (se nedenfor).
- Samle inn prøver fra de aktuelle forkjærlighet områder og i en passende mengde ni. Det henvises til nasjonale krav eller anbefalinger av IKT, OIE eller ISO.
- Utarbeidelse av fordøyelsen væske
- Legg 25% HCl (16 ± 0,5 ml) til 2 liter med vann fra springen forvarmet ved 46-48 ° C i en 3 liters glassbeger. For lav for en temperatur fører til ufullstendig fordøyelse; for høy temperatur deaktiverer enzymatiske egenskapene til pepsin.
- Plasser en rørestav i begerglasset, og rør løsningen på en forvarmet plate (46-48 ° C).
- Tilsett 10 ± 0,2 g pepsin (1: 10000 NF, 1: 12500 BP, 2000 FIP) til den sure oppløsningen.
Merk: Kvaliteten på pepsin er av største betydning og enzymaktiviteten må være sertifisert av produsenten. For laboratorie sikkerhetsgrunner og for å opprettholde pepsin aktivitet, må sekvensen med å legge fordøyelsen fluidkomponenter følges.
- Muskelprøveopparbeidelse
- Hakk opp til 100 g muskelprøver i en blender eller jeksel. For å lette Blending, tilsett 2 ml forvarmet vann til prøvene og blend på maks hastighet i 2 - 3 s.
- Før andre blending, åpne blender og overføre noen muskelprøven på toppen av blandebollen kanten margin til bunnen og gjenta blending. Fortsett å blande med serieopptak med 2 - 3 s til ingen synlige biter av kjøtt forbli.
Merk: For lite blanding kan resultere i ufullstendig fordøyelse, mens for mye blanding kan skade Trichinella larvene til stede i prøvene 6.
2. Prosedyre
- Muskelprøven fordøyelsen
- Overfør en L av fordøyelsesvæsken inn i en sylinder. Overfør det malte kjøttet i begerglasset og spre i fordøyelsesvæsken med en skje eller gaffel. Skyll blender lokket, blad og blender skål med 500 ml av den forvarmede fordøyelsesvæsken inn i 3 liter begerglass.
Merk: Ufullstendig skylling kan føre til tap av sensitivity. - Dekk begerglasset med aluminiumsfolie og holde en konstant temperatur på 44 - 46 ° C og overvåke med et termometer.
- Omrør fordøyelsesvæsken i 30 min for å skape en dyp hvirvel uten spruting inntil kjøttpartikler forsvinner. Avhengig av typen av kjøtt testes (for eksempel kjøtt av vilt), øke koketiden inntil et maksimum på 60 min.
- Overfør en L av fordøyelsesvæsken inn i en sylinder. Overfør det malte kjøttet i begerglasset og spre i fordøyelsesvæsken med en skje eller gaffel. Skyll blender lokket, blad og blender skål med 500 ml av den forvarmede fordøyelsesvæsken inn i 3 liter begerglass.
- Filtrering og sedimentering av fordøyelsesvæsken
- For å bestemme mengden av ufordøyd vev, justere skalaen til null, veie sil før bruk, og legg merke til vekten. Sikten bør være rene og fri for eventuelle vevspartikler, noe som kan hindre den Trichinella larvene nå frem til sedimenteringstrakten. Sjekk at skilletrakten er jevnet vertikalt.
- Etter fordøyelse, forsiktig helle den fordøyelse fluid gjennom en 180 um sikt til en skilleglasstrakt. Bredden av separasjonsglasstrakt bør ikke be større enn 55% av lengden for å tillate god larve sedimentering. Vær forsiktig for å unngå overløp.
- For å unngå tap av følsomhet, spyles grundig i glassbeger og sikten med ca. 200 ml vann fra springen fra en klemme vaskeflaske og overføre skyllevannet inn i sedimenteringsglasstrakt. Vær nøye med å nøye skylle kantene av tre L beger. Løft sil og skylle området under sil grundig.
- Fastsettelse av ufordøyd vev beløp
Bemerk: På grunn av feil ved utførelsen av fremgangsmåten, kan muskelvev forbli på silen, også fascia og bindevev som er ufordøyelige. Mengden av ufordøyd vev blir bestemt i løpet av de første 10 min sedimente trinn (se 2.5). Dette tillater ca 30 min for sikten å tørke, som restvann kan påvirke den bestemte vekt av ufordøyd vev.- Plasser et papirhåndkle på en skala, og veie sil med undigested vev.
- Trekk fra sikte vekt før filtrering fra sikten vekt med ufordøyd vev. Fordøyelsesprosessen anses som tilfredsstillende dersom ikke mer enn 5% av utgangsprøvevekten forblir på silen (dvs. 5 g / 100 g utgangsmateriale).
- Hvis mengden av ufordøyd vev overstiger 5%, gjenta testen med ferske muskelprøver. Dersom det gjenværende vev er hovedsakelig består av ufordøyd muskelvev og ferske prøver ikke er tilgjengelige, fordøye ufordøyde restene igjen og undersøke i tillegg til de opprinnelige prøver.
- Sedimentering av fordøyelsesvæsken
- Behold det filtrerte fordøyelsesvæsken i skilletrakten i 30 minutter. Hvis venstre uforstyrret, vil Trichinella larvene synker til bunnen av trakten.
- Hvis frosne prøvene blir brukt, øker sedimente tid til et maksimum på 60 min.
- Når sedimentering er fullført, åpne vannkranenav skilletrakten for å la minst 40 ml av fordøyelsesvæsken raskt renne av i en målesylinder (80 ml hvis muskelprøver hadde vært tidligere frosset).
- Først, la halvparten av fluidet inn i sylinderen og deretter helt åpne stengeventilen i den motsatte retning for å tillate 10 ml fordøyelse fluid å passere. Til slutt åpner stoppekranen i motsatt retning for ytterligere 10 ml. Denne prosedyren sikrer at trikiner larvene ikke er fanget i vannkranen.
Merk: Tilstrekkelig hastighet er nødvendig for å unngå larver som er igjen i skilletrakt, avtagende følsomhet.
- Sedimentering av fordøyelsesvæsken i sylinderen
- La sedimentet i sylinderen i 10 min for å tillate larver i sedimenter. Fjern 30 ml supernatant ved utsuging med en pipette uten å forstyrre 10 ml sediment.
- For å redusere mengden av vev fibrene i prøven, tilsett 30 ml vann fra springen til sediment og la for en annen 10 mi. Gjenta til væsken er klar.
- Fjern supernatanten og overføre 10 ml vasket sediment til en gitterpetriskål eller larvetellebassenget. Skyll sylinder med 10 ml vann fra springen og deretter legge vann til prøven.
Merk: Når store mengder av fremmedlegemer i prøven kan forhindre identifikasjon av Trichinella larver (figur 1), bør ytterligere vasketrinn utføres, om nødvendig.
- mikroskopisk undersøkelse
- Bruk en trichinoscope eller en stereo-mikroskop med en sub-scene overført lyskilde justerbar intensitet på en 15 til 20X forstørrelse til å undersøke prøvene umiddelbart etter vasketrinn.
- Etter å helle prøven i rutenett petriskål, undersøke fatet / vask systematisk rutenett av rutenettet. Hvis ingen mistenkelige strukturene er funnet, forsiktig flytte fluidet i gridded petriskål eller larvetelle bassenget i en sirkulær måte for å tillate en hvilken som helst Trichinella larvae, som potensielt ble oversett, å akkumulere i midten av petriskålen. Gjenta eksamen.
- Hvis en mistenkt struktur blir funnet, øke forstørrelsen til 40 - 100X. Fjern trikiner larver fra fatet / vask med en pipette og samles i et rør med 90% etanol.
- Etter hele fatet er blitt undersøkt, gjenta prosedyren, fra forsiktig risting av fatet / vask. Gjenta fremgangsmåten minst tre ganger eller inntil det ikke lenger larvene blir funnet.
- Tell antall larver. Relateres til mengden muskelvev testet og tilstede som larver per gram (LPG).
- Hvis for mange larver er til stede i fordøyelsesvæsken for å fastslå larvenes nummer på en pålitelig måte, returnerer fluidet inneholdende larvene til målesylinderen, skyll med vann fra springen fra en klemme vaskeflaske, og la larvene fikk sette seg på bunnen.
- Etter en 10 min sedimenteringstiden, redusere supernatanten til et bestemt volum (f.eks10 ml). For å bestemme den nøyaktige volum, overføres supernatanten til en ny sylinder med en pipette.
- Suspendere larver homogent i væsken ved kraftig risting. Under risting bevegelse, legge til 12 dråper 20 mL larve suspensjon på en petriskål.
- Undersøk hver dråpe av mikroskop. Bestem antall larver i 240 mL og slette den høyeste og laveste teller. Ekstrapolere antallet larver til det totale volum (for eksempel 10 ml) av supernatanten.
Merk: Kvaliteten på stereomikroskop er av avgjørende betydning for identifisering av Trichinella larver. - Når larvene er samlet i et rør med en pipette, sjekk nøye at larvene ikke stokk på pipetten veggen, men blir overført til røret.
Merk: Positiv Trichinella funn fra samleprøver må spores tilbake fra bassenget til kadaveret av opprinnelse. Her bør utvalgsstørrelsen gradvis bli redusert til den positive skrotten er idenserte. Prøvestørrelsen kan også økes under denne prosess for å øke følsomheten. Hvor undersøkelse av en kollektiv prøve frembringer et positivt eller usikkert resultat, blir en ytterligere 20 g prøve tatt fra hver gris. De 20 g prøver fra fem griser ble slått sammen og undersøkt ved anvendelse av den beskrevne metoden. På denne måte prøver fra 20 grupper på fem griser vil bli undersøkt. Når trikiner er oppdaget i en samleprøve fra fem griser, er 20 g prøver samlet inn fra de enkelte griser i gruppen og hver undersøkes separat til positive kadaveret av opprinnelse blir oppdaget.
Representative Results
Etter spaltning, kan formen på den muskel infeksiøse larver variere, noe som gjør identifikasjon vanskeligere. Typiske former inkluderer tett kveilet larver, lett kveilet larver eller c-formet eller helt uncoiled larver (Tall 2B - 2C). Antall larver funnet per gram kan variere betraktelig og kan variere fra en larve til noen få hundre larver.
Morfologien av de infeksiøse muskelen larven er vist i figur 2A. Trichinella larvene er 0,7 til 1,5 mm lang og omtrent 0,3 mm i bredde. Spiserøret er smal og har en litt avrundet ende. Skjellaget er glatt. I den fremre halvdelen av kroppens hulrom, den stichosome, en struktur som utgjøres av en lang tynn slange omgitt av en rad av 45 til 55 store celler (stichocytes), kan observeres. Endetarmen er også avrundet uten anslag eller supplement 10, 11.
t "> andre konstruksjoner, i tillegg til Trichinella larver kan bli funnet etter muskel fordøyelse Noen eksempler er vist i figurene 3A -.. 3F ville dyr er ofte infisert med andre parasitter eller muskelprøver er tilgjengelige for testing er kontaminert i løpet av evisceration prosessen ved å animere eller livløse strukturer / organismer. lengden av larvene, utseendet på de fremre og bakre ender, og forekomsten av stichosome hjelp til å diskriminere mellom de ulike nematode slektene 12.
Figur 1: mikroskopisk undersøkelse av trikiner Larver Etter (A) Utilstrekkelig og (B) Tilstrekkelige Skylling Trappen. Skala barer indikerer 100 mikrometer. Klikk her for å se et større version av dette tallet.
Figur 2: Morfologi av Infeksiøs trikiner Larver Viser endetarmen, Stichosome og spiserør av Larva (A). Mulige former av muskelen larvene etter fordøyelse viser (B) tett kveil og lett kveilet beveger seg larver og (C) rulles ut larver. Skala barer indikerer 100 mikrometer. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3: Eksempel på et tilfeldig funn etter fordøyelse av Muscle Prøver med magnetrør Method. (A) bustlignende hårjord ormen funnet i villsvin; (B) Alaria alata fra villsvin; (C) muskelfibre fra villsvin; (D) Metastrongylus sp. fra villsvin; (E) plante fiber funnet i villsvin (F): Toxocara sp. larve fra villsvin. Skala barer indikerer 100 mikrometer. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Discussion
Selv om magnetrører metoden kan enkelt utføres, ikke strengt å overholde tekniske detaljene fører til utilstrekkelig følsomhet, og dermed fare for forbrukernes helse. De kritiske kontrollpunkter har blitt fremhevet i teksten ovenfor. I tillegg, er avgjørende for det vellykkede resultat av testen ved bruk av passende utstyr. Alle fartøy bør være laget av glass og pipettespisser belagt med silikon for å redusere klebing av larvene til overflaten.
Følsomheten av fordøyelse metoden avhenger av larvetettheten i musklene og mengden av muskelprøven testet. For en larvetetthet på 3-5 LPG av muskelvev, ble en sensitivitet på 100% rapportert, men under en gassdrevet følsomheten falt til 40% 13. Avhengig av de testede mange dyrearter, kan følsomheten av testen bli forbedret ved å øke mengden av prøve som brukes. det jegnfection byrde i dyrelivet er vanligvis lav, derfor større prøver størrelser brukes 14. Forkjærlighet områder varierer også mellom vertsdyr. Her er den nedre fordøyeligheten av noen muskler så som tungen må tas i betraktning, noe som også kan resultere i større prøvestørrelser 15.
Videre er det viktig å forstå at den magnetiske røremetoden ikke omfatter interne kontroller. Derfor er kvalitetssikring ledelse fra prøvetaking til dokumentasjon viktig å få nøyaktige og presise resultater. Kvaliteten på laboratoriet ytelse for å påvise trikiner larver i muskelprøver bør overvåkes ved regelmessig deltakelse av hver analytiker i ferdighetstester.
Ytterligere begrensninger ved fremgangsmåten er at den endelige identifisering fasen av muskel larver ved mikroskopi er høyst subjektive og heavily avhengig av kjennskap til larve morfologi ved å undersøke analytikeren.
Et interessant alternativ metode for å omgå dette problemet er den magnetiske røremetoden / på filter, etterfulgt av isolering larver deteksjon av en latex agglutinering test. Men i henhold til EUs lovverk denne metoden er bare ansett tilsvarende for testing av kjøtt av innenlandske svin, men ikke for dyr som har høyere risiko for infeksjon som villsvin 4. Identifiseringen av larve antigen med monoklonale antistoffer gjør testen mer objektiv, men avviser laboratoriet muligheten for å fastslå antall larver pr gram kjøtt 16.
Ytterligere variasjoner av magnetrører metoden omfatter mekanisk assistert samleprøve fordøyelse metode / sedimentering teknikk, det mekanisk assistert samleprøve graveestion metode / på filter isolasjon teknikk, og den automatiske fordøyelse fremgangsmåte for samleprøver av opp til 35 g teknikk. Disse teknikkene er alle basert på den kunstige fordøyelsen av kjøtt og visualiseringen og telling av Trichinella larver, men skiller seg i utstyr som benyttes for filtrerings- og sedimenteringstrinn.
Den isolerte larver kan ytterligere identifiseres på artsnivå ved en molekylærtest (f.eks multipleks PCR) 17. Ifølge EUs regelverk, må alle positive prøver sendes til nasjonalt referanselaboratorium eller til EURLP for trikiner arter besluttsomhet.
Disclosures
Forfatterne hevder at de ikke har noen konkurrerende økonomiske interesser.
Acknowledgments
Vi ber takker Sabine Reckinger for utmerket teknisk assistanse og støtte.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Knife, Scissors, Tweezers | Cutting samples and removing non-digestible tissue | ||
| Blender | With a sharp chopping blade | ||
| Magnetic stirrer | With thermostatically controlled heating plate | ||
| Stirring Rod | Teflon-coated, approximately 5 cm long | ||
| Conical glass separation funnel | Capacity of at least 2 L, preferably fitted with Teflon safety plugs. The width should not be larger than 55% of the length to allow a good larva sedimentation. | ||
| Stands, rings and clamps | |||
| Sieve | Mesh size 180 microns, external diameter 11 cm, with stainless steel mesh | ||
| Funnel | Internal diameter not less than 12 cm, to support the sieves | ||
| Glass beaker | Capacity 3 L | ||
| Glass measuring cylinder | Capacity 50 to 100 mL, or centrifuge tube | ||
| Stereo-microscope | With a substage transmitted light source of adjustable intensity or trichinoscope with a horizontal table | ||
| Petri dishes | 9 cm diameter, marked on their undersides into 10 × 10 mm square examination areas using a pointed instrument or a larval counting basin for the tricinoscope | ||
| Aluminium foil | Alternatively a lid to cover the beakers | ||
| 25% hydrochloric acid | |||
| Pepsin | Strength: 1:10,000 NF (US National Formulary) corresponding to 1:12,500 BP (British Pharmacopoeia) and to 2,000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), or stabilised liquid pepsin with minimum 660 European Pharmacopoeia units/mL | ||
| Ethanol | 70-90% ethyl alcohol | ||
| Tap water | Heated to 46-48 °C before use | ||
| Balance | Accurate to at least 0.1 g | ||
| Metal tray | Capacity 10 to 15 L, to collect the remaining digestive juice | ||
| Pipettes and pipette holder | Different sizes (1, 10 and 25 mL) | ||
| Thermometer | Accurate to 0.5 °C, temperature range at least from 20 ° C to 70 °C | ||
| Siphon | For tap water |
References
- Gottstein, B., Pozio, E., Nöckler, K. Epidemiology, Diagnosis, Treatment, and Control of Trichinellosis. Clin. Microbiol. Rev. 22, 127-145 (2009).
- Pozio, E., Murrell, D. K. Systematics and epidemiology of Trichinella. Adv. Parasitol. 63, 367-439 (2006).
- OIE World Organisation for Animal Health. Principles and methods of validation of diagnostic assays for infectious diseases. OIE Terrestrial Manual. , Available from: http://wahis2-devt.oie.int/fileadmin/Home/fr/Health_standards/tahm/1.01.05_VALIDATION.pdf 1-16 (2013).
- European Commission. Commission Implementing Regulation (EU) 2015/1375 of 10 August 2015 laying down specific rules on official controls for Trichinella in meat. Off. J. EU. 212, Available from: http://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=celex%3A32015R1375 7-34 (2015).
- United States Department of Agriculture, Food Safety and Inspection Service. 9 CFR Part 318.10 - Prescribed treatment of pork and products containing pork to destroy trichinae. U.S. Government Publishing Office. , Available from: https://www.gpo.gov/fdsys/pkg/CFR-2016-title9-vol2/pdf/CFR-2016-title9-vol2-sec318-10.pdf (2012).
- Gamble, H. R., et al. International Commission on Trichinellosis: recommendations on methods for the control of Trichinella in domestic and wild animals intended for human consumption. Vet. Parasitol. 93 (3-4), 393-408 (2000).
- Gajadhar, A. A., Forbes, L. B. An internationally recognized quality assurance system for diagnostic parasitology in animal health and food safety, with example data on trichinellosis. Vet. Parasitol. 103, 133-140 (2002).
- ISO. Microbiology of the food chain -- Detection of Trichinella larvae in meat by artificial digestion method 18743. ISO. , Available from: http://www.iso.org/ (2015).
- Nöckler, K., Kapel, C. M. O. Chapter 3, Detection and surveillance for Trichinella: meat inspection and hygiene, and legislation. FAO/WHO/OIE Guidelines for the surveillance, management, prevention and control of trichinellosis. , World Organization for Animal Health (OIE). Paris. 69-98 (2007).
- Boch, J., Schnieder, T., Supperer, R. Veterinärmedizinische Parasitologie. , Parey Verlag. Stuttgart. 6. Aufl (2006).
- Despommier, D. D., Müller, M. The stichosome and its secretion granules in the mature muscle larva of Trichinella spiralis. J. Parasitol. 62 (5), 775-785 (1976).
- Marucci, G., Interisano, M., La Rosa, G., Pozio, E. Molecular identification of nematode larvae different from those of the Trichinella genus detected by muscle digestion. Vet Parasitol. 194, 117-120 (2013).
- Forbes, L. B., Gajadhar, A. A. A validated Trichinella digestion assay and an associated sampling and quality assurance system for use in testing pork and horse meat. J. Food Prot. 62, 1308-1313 (1999).
- Malakauskas, A., et al. Molecular epidemiology of Trichinella spp. in three Baltic countries: Lithuania, Latvia, and Estonia. Parasitol. Res. 100 (4), 687-693 (2007).
- Kapel, C. M., Webster, P., Gamble, H. R. Muscle distribution of sylvatic and domestic Trichinella larvae in production animals and wildlife. Vet. Parasitol. 132 (1-2), 101-105 (2005).
- Interisano, M., et al. Validation of a latex agglutination test for the detection of Trichinella infections in pigs. Vet. Parasitol. 194, 121-124 (2013).
- Pozio, E., La Rosa,, G, PCR-derived methods for the identification of Trichinella parasites from animal and human samples. Methods Mol. Biol. 216, 299-309 (2003).
