Summary
Förebyggandet av mänsklig trikinos i många länder över hela världen är baserad på laboratorieundersökningar av muskelprover från mottagliga djur med förfaranden enligt matsmältning, av vilka den magnetiska omröraren metod anses vara den gyllene standarden.
Abstract
Trikinos är en försvagande sjukdom hos människor och orsakas av konsumtion av rått eller dåligt tillagat kött från djur som smittats med nematodlarver av släktet Trichinella. De viktigaste källorna till infektioner hos människor över hela världen är vilt och fläsk eller fläskprodukter. I många länder är att förebygga mänskliga trikinos baserad på identifieringen av smittade djur med hjälp av artificiell nedbrytning av muskelprover från mottagliga djurkadaver.
Det finns flera metoder baserade på rötning av kött men magnetomröraren metoden anses vara den gyllene standarden. Denna metod gör det möjligt att upptäcka trikiner larver genom mikroskopi efter den enzymatiska nedbrytning av muskelprover och efterföljande filtrering och sedimenteringssteg. Även om denna metod inte kräver speciell och dyrbar utrustning, kan den interna kontrollen inte användas. Därför bör stränga kvalitetsstyrning kan applied under hela testet. Syftet med detta arbete är att ge detaljerade hanteringsanvisningar och kritiska punkter av metoden analytiker, baserat på erfarenheterna från Europeiska unionens referenslaboratorium för parasiter och det nationella referenslaboratoriet i Tyskland för trikiner kontroll.
Introduction
Nematoder av släktet Trichinella kan detekteras i tvärstrimmiga muskler i rovdjurs och allätare däggdjur, fåglar och reptiler över hela världen. Dessa zoonotiska nematoder kan nå människor när rå eller halv rått kött och köttprodukter framställda produkter från svin, häst och vilt intas. Denna zoonos kan vara en allvarlig sjukdom hos människor som kännetecknas av patognomona tecken och symtom, till exempel diarré, feber, periorbitalt ödem och myalgi och möjliga komplikationer såsom myokardit, tromboembolisk sjukdom och encefalit 1.
Trichinella spiralis är den mest utbredda etiologiska medlet för trikiner infektion i vilda och tama djur och orsakar de flesta av infektioner hos människor över hela världen. I Europa, Nord- och Västafrika, och västra Asien, är TRICHINELLA BRITOVI annan källa till infektioner hos människor. Dessutom är tio andra taxa mindre frekvent rapporterade som orsakande medel av den mänskliga sjukdomen och finns i olika regioner i världen, vanligtvis hos vilda djur 2. Förutom vilda djur såsom vildsvin, björn, valrossar och grävlingar, representerar fläsk viktigaste källan till mänsklig infektion i världen.
Det bästa sättet att förhindra trikinos är att avstå från att äta råa köttprodukter och att laga något kött, speciellt viltkött till säkra temperaturer (> 65 ° C under 1 minut, det vill säga att ändra kött färg från rosa till brun kärna köttprodukt) 3. Europeiska unionen och USDA har angett frys- och tillagningstider och temperaturer för fläskprodukter som kan användas för att döda T. spiralis larver i kött fyra, fem. Vidare har rekommendationer för inaktivering av trikiner i kött och köttprodukter som publicerats av International Commission on Trikinos"xref"> 6. I Europa, förutom införandet av kontrollerade uppfödningsförhållanden i kommersiella svinbesättningar där risken för trikiner infektion är försumbar, är att förebygga mänskliga trikinos baseras på laboratorieundersökningar av muskelprover från mottagliga djur 4.
För livsmedel säkerhetsskäl, matsmältningen analyser är de enda tillförlitliga förfaranden för direkt detektion av trikinlarver i kött 3, 7. Även om det finns flera varianter av matsmältningen analysen är magnetomröraren metoden internationellt accepterade referensmetod 3, 4, 7. Denna analys är baserad på påvisande av trikiner larver i tvärstrimmig muskelvävnad. Efter den enzymatiska nedbrytning av muskelprover och efterföljande filtrering och sedimenteringssteg, Trichinella larver identifieras genom mikroskopi. Beroende på handelsåtaganden och den nationella lagstiftningen, det finns en mängd små variationer i det allmänna protokollet av magnetomröraren metoden. Här är de tekniska detaljerna baseras på EU: s krav 4, ISO specifikationer 8, IKT riktlinjer 6, och upplevelsen av Europeiska unionens referenslaboratorium för parasiter (EURLP) och den tyska referenslaboratorium för trikiner.
Protocol
1. Förberedelser
- provsamling
Obs: Den magnetiska omröraren metod kan användas för en eller poolade muskelprover.- Samla in prover från lämpliga predilektionsställena och i en lämplig mängd 9. Hänvisas till kraven land eller rekommendationer IKT, OIE eller ISO.
- För Europeiska unionen, till exempel, ta en 1 g prov från en diafragmapelare vid övergången till den seniga delen av tamsvin. Se till att alla muskelprover är fria från alla fett och fascia.
- Om tungan är testad, avlägsna ytskiktet före provning.
- Var försiktig om proverna fryses, eftersom de flesta trikinlarver inte frysa resistenta och Rulla efter döden, är mindre motståndskraftiga mot nedbrytning och tenderar att hålla sig till behållarväggarna, vilket resulterar i minskad analyskänslighet.
Obs: Om fryst, dubbla urvalsstorleken på löster och öka sedimenteringstiden (se nedan).
- Samla in prover från lämpliga predilektionsställena och i en lämplig mängd 9. Hänvisas till kraven land eller rekommendationer IKT, OIE eller ISO.
- Framställning av vätskan
- Lägg 25% HCl (16 ± 0,5 ml) för att två L kranvatten förvärmdes vid 46-48 ° C till en 3 L glasbägare. För låg temperatur resulterar i ofullständig matsmältning; en alltför hög temperatur deaktiverar de enzymatiska egenskaperna hos pepsin.
- Placera en omrörarstav i bägaren, och rör om lösningen på en förvärmd platta (46-48 ° C).
- Lägg 10 ± 0,2 g pepsin (1: 10.000 NF, 1: 12500 BP, 2000 FIP) till den sura lösningen.
Obs: Kvaliteten på pepsin är av yttersta vikt och enzymaktivitet måste godkännas av tillverkaren. För laboratorie säkerhetsskäl och för att bibehålla den pepsinaktivitet, måste sekvensen av tillsats av vätskan komponenter följas.
- Muskelprovberedning
- Hugga upp till 100 g av muskelprover i en bländare eller kvarn. För att underlätta Blending, tillsätt 2 ml förvärmd vatten till proverna och blanda vid max hastighet för 2 - 3 s.
- Före den andra blandning, öppna mixern och överföra någon muskelprov på toppen av blandningsskålen kantmarginal till botten och upprepa blandning. Fortsätt att blanda med skurar av 2 - 3 s tills inga synliga bitar av kött kvar.
Obs: För lite blandning kan resultera i ofullständig matsmältning, medan alltför mycket blandning kan skada trikinlarver närvarande i proverna 6.
2. Förfarande
- Muskelprov digestion
- Överför 1 liter digestionsvätskan till en cylinder. Överför det malda köttet i bägaren och sprida i vätskan med en sked eller gaffel. Skölj mixerlock, blad och mixer skål med 500 ml av den förvärmda vätskan in i tre liter bägare.
Obs: Ofullständig sköljning kan resultera i förlust av sensitivity. - Täck bägaren med aluminiumfolie och hålla en konstant temperatur på 44 till 46 ° C och övervaka med en termometer.
- Rör om vätskan i 30 minuter för att skapa en djup virvel utan stänk tills köttpartiklarna försvinner. Beroende på vilken typ av testade kött (t.ex. kött av vilda djur), öka uppslutningstiden tills högst 60 min.
- Överför 1 liter digestionsvätskan till en cylinder. Överför det malda köttet i bägaren och sprida i vätskan med en sked eller gaffel. Skölj mixerlock, blad och mixer skål med 500 ml av den förvärmda vätskan in i tre liter bägare.
- Filtrering och sedimentering av vätskan
- För att bestämma mängden av osmält vävnad anpassa storleken till noll, väga sikten före användning, och notera sin vikt. Sikten bör vara ren och fri från eventuella vävnadspartiklar, som kan hindra trikinlarver når sedimenteringstratten. Kontrollera att separeringstratten planat vertikalt.
- Efter digestion, försiktigt hälla vätskan genom en 180 um sikt i en separationsglastratt. Bredden på separationsglastratt bör inte be större än 55% av längden för att möjliggöra god larv sedimentering. Var noga med att undvika spill.
- För att undvika förlust av känslighet, skölj glasbägaren och sikten med cirka 200 ml kranvatten från en åtstramning tvättflaska och överföra sköljvattnet in i sedimenteringsglastratt. Vara noga med att noggrant skölja kanterna på tre liter bägare. Lyft sil och skölj området under silen noggrant.
- Fastställande av osmält vävnad belopp
Obs: På grund av fel i utförandet av metoden, kan muskelvävnad kvar på sikten, liksom fascia och bindväv som är svårsmält. Mängden av osmält vävnad bestäms under den första 10 min sedimenteringssteg (se 2,5). Detta gör ungefär 30 minuter för sikten att torka, eftersom kvarvarande vatten kan påverka den bestämda vikten av osmält vävnad.- Placera en pappershandduk på en skala, och väga sikten med undigested vävnader.
- Subtrahera sikt vikt innan filtrering från sikten vikt med osmälta vävnader. Rötningsprocessen anses vara tillfredsställande om högst 5% av ursprungsprovets vikt finns kvar i silen (dvs 5 g / 100 g utgångsmaterial).
- Om mängden av osmält vävnad överstiger 5%, upprepa testet med färska muskelprover. Om den återstående vävnaden är övervägande består av osmält muskelvävnad och färska prover inte finns tillgängliga, smälta de osmälta resterna igen och undersöka utöver de ursprungliga proverna.
- Sedimentering av vätskan
- Håll den filtrerade vätskan i separertratten under 30 minuter. Om den lämnas ostörd, kommer trikinlarver avsätts i botten av tratten.
- Om frysta prover används, ökar sedimenteringstiden till ett maximum av 60 min.
- När sedimente är klar, helt öppna kranenav separertratten att låta åtminstone 40 ml vätskan snabbt rinna av i ett mätglas (80 ml om muskelprover hade varit tidigare fryst).
- Först, låt halv av fluiden in i cylindern och öppna fullt kranen i den motsatta riktningen för att tillåta 10 ml av vätskan, att passera. Slutligen, öppna kranen i den motsatta riktningen i ytterligare 10 ml. Detta förfarande säkerställer att trikinlarver inte fastnar i kranen.
Obs: Det krävs tillräckligt med fart för att undvika larver kvar i separationstratten, vilket minskar känsligheten.
- Sedimentering av vätskan i cylindern
- Lämnar sedimentet i cylindern under 10 min för att tillåta larverna att sedimentera. Avlägsna 30 ml supernatanten genom sugning med en pipett utan att störa 10 ml sediment.
- Att minska mängden av vävnadsfibrer i provet, tillsätt 30 ml kranvatten till sedimentet och låt stå i en annan 10 mi. Upprepa tills vätskan är klar.
- Avlägsna supernatanten och överför 10 ml tvättade sedimentet till en gallerpetriskål eller trikinräkningsbassäng. Skölj cylindern med 10 ml kranvatten och tillsätt sedan vattnet till provet.
Obs: Som stora mängder skräp i provet kan förhindra identifiering av trikinlarver (Figur 1), bör ytterligare tvättsteg utföras, om så erfordras.
- mikroskopisk undersökning
- Använd ett trikinoskop eller ett stereomikroskop med en sub-skede genomlysande ljuskälla med justerbar ljusstyrka på 15 till 20X förstoring för att undersöka proverna omedelbart efter tvättningsstegen.
- Efter att hälla provet i inrutade petriskål, undersöka skålen / bassängen systematiskt rutnät av galler. Om inga misstänkta strukturer finns, försiktigt flytta vätska i inrutade petriskål eller trikinräkningsbassäng i en cirkulär sätt att låta någon Trichinella larvae, vilka potentiellt förbises, att ackumuleras i mitten av petriskål. Upprepa undersökning.
- Om en misstänkt struktur hittas, öka förstoringen till 40 - 100X. Ta trikinlarver från skålen / bassängen med en pipett och samla i ett rör med 90% etanol.
- Efter hela skålen har undersökts, upprepa proceduren, från försiktig skakning av skålen / bassängen. Upprepa proceduren minst tre gånger eller tills inga fler larver finns.
- Räkna antalet larver. Korrelerar till mängden av muskelvävnad testade och närvarande som larver per gram (lpg).
- Om alltför många larver är närvarande i vätskan för att bestämma larver nummer ett tillförlitligt sätt, tillbaka vätska innehållande larverna till mätcylindern, skölj med kranvatten från en squeeze tvättflaska och lämna larver att sjunka till botten.
- Efter en 10 min sedimentering tid, minska supernatanten till en definierad volym (t.ex.10 ml). För att bestämma den exakta mängden, överför supernatanten till en ny cylinder med en pipett.
- Avbryta larver homogent i vätskan genom kraftig skakning. Under skakning rörelse, tillsätt 12 droppar 20 mikroliter larvsuspension på en petriskål.
- Undersök varje droppe av mikroskop. Bestämma antalet larver i 240 mikroliter och ta bort högsta och lägsta värdet. Extrapolera antalet larver till den totala volymen (t.ex. 10 ml) supernatant.
Obs: Kvaliteten på stereomikroskop är av avgörande betydelse för att identifiera trikinlarver. - När larverna samlas i ett rör genom en pipett, kontrollera noga att larverna inte fastnar på pipetten väggen men överförs till röret.
Obs: Positiv Trichinella resultaten från sammanslagna prover måste spåras tillbaka från poolen till stommen av ursprung. Här bör poolstorleken gradvis minskas tills positiva stommen är idenfieras. Provstorleken kan också ökas under denna process för att öka känsligheten. Om undersökningen av ett samlingsprov ger ett positivt eller osäkert resultat, är en ytterligare 20 g prov tas från varje gris. De prover på 20 g från fem svin samlas och undersöks med hjälp av den beskrivna metoden. På detta sätt prover från 20 grupper om fem svin kommer att undersökas. Om trikiner påvisas i ett samlingsprov från fem svin, är 20 g prover från varje svin i gruppen, och varje granskas separat tills den positiva stommen ursprungs upptäcks.
Representative Results
Efter digerering, kan formen på den smittsamma muskel larver variera, vilket gör identifiering svårare. Typiska former innefattar tätt lindad larver, lätt lindad larver eller c-formad eller helt utrullat larver (figurerna 2B - 2C). Antalet larver hittades per gram kan variera avsevärt och kan variera från en larv till några hundra larver.
Morfologi smittmuskel larv visas i figur 2A. Trichinella larver är 0,7 till 1,5 mm lång och cirka 0,3 mm i bredd. Matstrupen är smal och har en något rundad ände. Nagelbanden är slät. I den främre halvan av kroppskaviteten, den stichosome, en struktur som utgörs av en lång smal tub som omges av en rad av 45 till 55 stora celler (stichocytes), kan observeras. Den ändtarmen är också rundade utan några utskjutande delar eller bihang 10, 11.
t "> Andra strukturer, förutom trikinlarver kan hittas efter muskel uppslutning Några exempel visas i figurerna 3A -.. 3F Vilda djur är ofta infekterade med andra parasiter eller muskelprover tillgängliga för testning är kontaminerade under urtagning processen genom levande eller livlösa strukturer / organismer. längden av larverna, till utseendet på de främre och bakre ändar och förekomsten av den stichosome hjälp diskriminera mellan de olika nematod släktena 12.
Figur 1: Mikroskopisk undersökning av trikiner Larver Efter (A) Otillräcklig och (b) Tillräckliga sköljningsstegen. Skalstrecken anger 100 | j, m. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Morfologi av smitt trikinlarver Visar ändtarmen, Stichosome och matstrupen av Larva (A). Möjliga former på muskeln larver efter digerering som visar (B) tätt lindad och lätt hasplas rörliga larver och (C) avlindas larver. Skalstrecken anger 100 | j, m. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: Exempel på Åskådare bedömning efter rötning av muskelprover med magnetomröraren metoden. (A) borst-liknande hår avdaggmask hittades i vildsvin; (B) Alaria alata från vildsvin; (C) muskelfibrer från vildsvin; (D) Metastrongylus sp. från vildsvin; (E) växtfibrer som finns i vildsvin (F): Toxocara sp. larv från vildsvin. Skalstrecken anger 100 | j, m. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Discussion
Även magnetomröraren metod kan lätt utföras, inte strikt följa tekniska detaljer leder till otillräcklig känslighet, vilket äventyrar konsumenternas hälsa. De kritiska kontrollpunkter har lyfts fram i texten ovan. Dessutom är avgörande för det framgångsrika resultatet av testet användning av lämplig utrustning. Alla fartyg bör vara gjorda av glas och pipettspetsar belagda med kisel för att minska vidhäftning av larver till ytan.
Känsligheten hos matsmältningen metod beror på larvtätheten i musklerna och mängden muskelprov testas. För en larv densitet av 3-5 LPG av muskelvävnad ades en känslighet på 100% rapporterade, men under en lpg känsligheten sjönk till 40% 13. Beroende på de testade värddjurarter, kan känsligheten av testet förbättras genom att öka mängden använt prov. den infection börda på vilt är vanligtvis låg, därför större prover storlekar används 14. Predilektionsställena varierar också mellan värddjur. Här är lägre smältbarhet vissa muskelvävnad såsom tungan måste beaktas, vilket även kan leda till större provstorlekar 15.
Vidare är det viktigt att förstå att den magnetiska omröraren metoden är utan interna kontroller. Därför är viktigt kvalitetsstyrning försäkran från provtagning till dokumentation för att erhålla exakta och precisa resultat. Kvaliteten på laboratorie prestanda för att påvisa förekomst av trikiner larver i muskelprover bör övervakas genom regelbundet deltagande av varje analytiker i kompetenstest.
Ytterligare begränsningar med metoden är att den slutliga fasen för identifiering av muskel larver genom mikroskopi är mycket subjektiv och heavily beroende på kunskap om larver morfologi av att undersöka analytiker.
Ett intressant alternativ metod för att kringgå detta problem är den magnetiska omröraren metoden / på filter isolering följt av larver detektering av en latexagglutinationstest. Men enligt EU-lagstiftning denna metod endast anses likvärdiga för testning av kött från tamsvin men inte för djur som löper högre risk för infektion såsom vildsvin 4. Identifieringen av larver antigen med monoklonala antikroppar gör testet mer objektiv, men förnekar laboratoriet möjligheten att bestämma antalet larver per gram kött 16.
Ytterligare variationer av magnetomrörare metoden innefattar mekaniskt assisterad av samlingsprov metod / sedimenteringsteknik, det mekaniskt undersökning av samlingsprover grävaestion metod / på filterisoleringsteknik, och den automatiska matsmältning för samlingsprover på upp till 35 g teknik. Dessa tekniker är alla baserade på den konstgjorda nedbrytning av kött och visualisering och räkning av Trichinella larver, men skiljer sig i den utrustning som används för filtrering och sedimenteringssteg.
Det isolerade larver kan identifieras ytterligare på artnivå genom en molekyl testet (t.ex., multiplex PCR) 17. Enligt EU-lagstiftningen måste alla positiva prover vidarebefordras till det nationella referenslaboratoriet eller EURLP för trikiner artbestämning.
Disclosures
Författarna förklarar att de inte har några konkurrerande ekonomiska intressen.
Acknowledgments
Vi tackar vänligt Sabine Reckinger för utmärkt tekniskt bistånd och stöd.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Knife, Scissors, Tweezers | Cutting samples and removing non-digestible tissue | ||
| Blender | With a sharp chopping blade | ||
| Magnetic stirrer | With thermostatically controlled heating plate | ||
| Stirring Rod | Teflon-coated, approximately 5 cm long | ||
| Conical glass separation funnel | Capacity of at least 2 L, preferably fitted with Teflon safety plugs. The width should not be larger than 55% of the length to allow a good larva sedimentation. | ||
| Stands, rings and clamps | |||
| Sieve | Mesh size 180 microns, external diameter 11 cm, with stainless steel mesh | ||
| Funnel | Internal diameter not less than 12 cm, to support the sieves | ||
| Glass beaker | Capacity 3 L | ||
| Glass measuring cylinder | Capacity 50 to 100 mL, or centrifuge tube | ||
| Stereo-microscope | With a substage transmitted light source of adjustable intensity or trichinoscope with a horizontal table | ||
| Petri dishes | 9 cm diameter, marked on their undersides into 10 × 10 mm square examination areas using a pointed instrument or a larval counting basin for the tricinoscope | ||
| Aluminium foil | Alternatively a lid to cover the beakers | ||
| 25% hydrochloric acid | |||
| Pepsin | Strength: 1:10,000 NF (US National Formulary) corresponding to 1:12,500 BP (British Pharmacopoeia) and to 2,000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), or stabilised liquid pepsin with minimum 660 European Pharmacopoeia units/mL | ||
| Ethanol | 70-90% ethyl alcohol | ||
| Tap water | Heated to 46-48 °C before use | ||
| Balance | Accurate to at least 0.1 g | ||
| Metal tray | Capacity 10 to 15 L, to collect the remaining digestive juice | ||
| Pipettes and pipette holder | Different sizes (1, 10 and 25 mL) | ||
| Thermometer | Accurate to 0.5 °C, temperature range at least from 20 ° C to 70 °C | ||
| Siphon | For tap water |
References
- Gottstein, B., Pozio, E., Nöckler, K. Epidemiology, Diagnosis, Treatment, and Control of Trichinellosis. Clin. Microbiol. Rev. 22, 127-145 (2009).
- Pozio, E., Murrell, D. K. Systematics and epidemiology of Trichinella. Adv. Parasitol. 63, 367-439 (2006).
- OIE World Organisation for Animal Health. Principles and methods of validation of diagnostic assays for infectious diseases. OIE Terrestrial Manual. , Available from: http://wahis2-devt.oie.int/fileadmin/Home/fr/Health_standards/tahm/1.01.05_VALIDATION.pdf 1-16 (2013).
- European Commission. Commission Implementing Regulation (EU) 2015/1375 of 10 August 2015 laying down specific rules on official controls for Trichinella in meat. Off. J. EU. 212, Available from: http://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=celex%3A32015R1375 7-34 (2015).
- United States Department of Agriculture, Food Safety and Inspection Service. 9 CFR Part 318.10 - Prescribed treatment of pork and products containing pork to destroy trichinae. U.S. Government Publishing Office. , Available from: https://www.gpo.gov/fdsys/pkg/CFR-2016-title9-vol2/pdf/CFR-2016-title9-vol2-sec318-10.pdf (2012).
- Gamble, H. R., et al. International Commission on Trichinellosis: recommendations on methods for the control of Trichinella in domestic and wild animals intended for human consumption. Vet. Parasitol. 93 (3-4), 393-408 (2000).
- Gajadhar, A. A., Forbes, L. B. An internationally recognized quality assurance system for diagnostic parasitology in animal health and food safety, with example data on trichinellosis. Vet. Parasitol. 103, 133-140 (2002).
- ISO. Microbiology of the food chain -- Detection of Trichinella larvae in meat by artificial digestion method 18743. ISO. , Available from: http://www.iso.org/ (2015).
- Nöckler, K., Kapel, C. M. O. Chapter 3, Detection and surveillance for Trichinella: meat inspection and hygiene, and legislation. FAO/WHO/OIE Guidelines for the surveillance, management, prevention and control of trichinellosis. , World Organization for Animal Health (OIE). Paris. 69-98 (2007).
- Boch, J., Schnieder, T., Supperer, R. Veterinärmedizinische Parasitologie. , Parey Verlag. Stuttgart. 6. Aufl (2006).
- Despommier, D. D., Müller, M. The stichosome and its secretion granules in the mature muscle larva of Trichinella spiralis. J. Parasitol. 62 (5), 775-785 (1976).
- Marucci, G., Interisano, M., La Rosa, G., Pozio, E. Molecular identification of nematode larvae different from those of the Trichinella genus detected by muscle digestion. Vet Parasitol. 194, 117-120 (2013).
- Forbes, L. B., Gajadhar, A. A. A validated Trichinella digestion assay and an associated sampling and quality assurance system for use in testing pork and horse meat. J. Food Prot. 62, 1308-1313 (1999).
- Malakauskas, A., et al. Molecular epidemiology of Trichinella spp. in three Baltic countries: Lithuania, Latvia, and Estonia. Parasitol. Res. 100 (4), 687-693 (2007).
- Kapel, C. M., Webster, P., Gamble, H. R. Muscle distribution of sylvatic and domestic Trichinella larvae in production animals and wildlife. Vet. Parasitol. 132 (1-2), 101-105 (2005).
- Interisano, M., et al. Validation of a latex agglutination test for the detection of Trichinella infections in pigs. Vet. Parasitol. 194, 121-124 (2013).
- Pozio, E., La Rosa,, G, PCR-derived methods for the identification of Trichinella parasites from animal and human samples. Methods Mol. Biol. 216, 299-309 (2003).
