Abstract
Questo protocollo descrive un modello di topo cateterizzato centrale di malattia critica prolungata. Uniamo legatura cecale e metodo puntura per indurre sepsi con l'uso di un catetere venoso centrale per fluidi, farmaci e somministrazione di nutrienti per imitare l'impostazione clinica umana. I pazienti critici richiedono il supporto medica intensiva per poter sopravvivere. Mentre la maggior parte dei pazienti si riprenderà in pochi giorni, circa un quarto dei pazienti ha bisogno di una prolungata terapia intensiva e sono ad alto rischio di morire di non risolvere insufficienza multiorgano. Inoltre, la fase di prolungata malattia critica si caratterizza per una profonda debolezza muscolare, ed endocrino e cambiamenti metabolici, la cui patogenesi è attualmente completamente compresa. Il modello animale più ampiamente utilizzati nella ricerca di terapia intensiva è la legatura e la puntura modello cecal per indurre la sepsi. Questo è un modello molto riproducibile, con alterazioni infiammatorie ed emodinamici acuti simili alla SEP umanasis, che è stato progettato per studiare la fase acuta della malattia critica. Tuttavia, questo modello si caratterizza per una elevata letalità, che è diversa dalla situazione clinica umana, e non è sviluppato per studiare la prolungata fase di malattia critica. Pertanto, abbiamo adattato la tecnica posizionando un catetere venoso centrale nella vena giugulare che ci permette di amministrare clinicamente rilevante terapia di supporto, per simulare meglio la situazione clinica umana della malattia critica. Questo modello di topo richiede un ampio intervento chirurgico e terapia intensiva quotidiana degli animali, ma si traduce in un modello rilevante della fase acuta e prolungata della malattia critica.
Introduction
malattia critica è uno stato di malattia in cui la funzione di uno o più sistemi di organi è ostacolato nella misura in cui il paziente muore, a meno che il supporto mediche intensive viene somministrato. Considerando che la causa iniziale per l'ammissione al reparto di terapia intensiva (ICU) può variare, che vanno da traumi, interventi chirurgici complicati, le ustioni, le riacutizzazioni della malattia a sepsi, tutti i pazienti critici soffrono di danni cellulari, causati da ipoperfusione, ipossia e l'infiammazione eccessiva tra gli altri , che porta a insufficienza d'organo. La maggior parte dei pazienti sopravvivono loro insulto acuto, ma una frazione importante dei pazienti non immediatamente recuperare e hanno bisogno di una prolungata terapia intensiva. Essi sono ad alto rischio di morte a causa di non risolvere insufficienza multiorgano. Inoltre, la fase di prolungata malattia critica si caratterizza per una profonda debolezza muscolare e endocrino e cambiamento metabolico, la cui patogenesi è attualmente completamente compresa.
Diversi rmodelli Odent vengono utilizzati in ambito di ricerca di terapia intensiva. I due modelli più utilizzati sono la somministrazione esogena di lipopolisaccaride (LPS) e legatura cecale e puntura (CLP). Entrambi i modelli sono sviluppati per simulare la fase acuta della sepsi, definita come una disfunzione organo pericolo di vita causato da una risposta dell'ospite dysregulated alle infezioni, e uno dei principali motivi per l'ammissione al ICU universalmente 1, 2. Il modello LPS ha diversi svantaggi, poiché colpisce solo transitoriamente il rilascio di citochine e lo stato emodinamico dell'animale 3. Differenza di esseri umani, roditori sono anche particolarmente resistenti alle endotossine e l'utilizzo di 'alte dosi' di endotossina è necessario produrre ipotensione e mortalità, con ciò aumentando ulteriormente preoccupazioni della validità di questo metodo 4, 5. L'altro modello, la legatura del cieco e il modello di puntura (CLP)presenta una legatura di una porzione del cieco seguita da una foratura ago attraverso-e-through. Questa procedura causa un'infezione addominale polimicrobica con danno tissutale, seguita da una traslocazione dei batteri nel comparto sangue. Ciò attiverà una risposta infiammatoria sistemica e lo sviluppo della sepsi. Il modello CLP è stato ampiamente riconosciuto come un modello animale di malattia critica acuta che riproduce le caratteristiche principali di sepsi: hyperinflammation, vasodilatazione, ipotensione e aumento della gittata cardiaca 6, 7. Tuttavia, questo modello non permette lo studio del fallimento non risolvere multipla d'organo, atrofia muscolare, ed endocrino e cambiamenti metabolici, che sono tipici per la prolungata fase di malattia critica. Inoltre, di recente la validità dei modelli murini per malattie gravi sono stata messa in discussione, dal momento che i risultati di modelli murini non possono sempre essere tradotti a impostare l'umano 8, 9, 10. Una possibile spiegazione potrebbe essere che la terapia di supporto che viene fornito a pazienti critici umani differisce sostanzialmente dalla cura che viene fornito a topi critici.
Pertanto, per assomigliare l'impostazione umana più vicino e permettere indagine della fase prolungata di malattia critica, abbiamo sviluppato un modello di topo che imita la rianimazione acuta come dato agli esseri umani, come vasta somministrazione di fluidi per via endovenosa e trattamento antibiotico, e che permette per amministrare terapia di supporto, al fine di sopravvivere, la prolungata fase di malattia critica, come il supporto nutrizionale. A questo scopo, abbiamo adattato il modello murino di sepsi CLP-indotta, essendo lo standard d'oro per sepsi, e collocato una linea venosa centrale che permette la somministrazione di fluidi, nutrizione e droghe.
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Protocol
Il protocollo è stato approvato dalla University of Leuven Ethical Review Board per la ricerca sugli animali.
1. Preparazione della linea venosa
- Preparare la punta del catetere venoso immergendo rapidamente la parte centrale di 60 cm microrenathane (MRE) tubi in caldo olio di sesamo (> 220 ° C). Successivamente allungare la parte centrale del tubo per produrre un diametro ristretto (diametro esterno (OD) <0,5 mm) delicatamente spostando le estremità del tubo distanti.
- Utilizzare una lama di bisturi per tagliare il tubo in due parti di 30 cm ciascuno (vedere Figura 1, Tabella 1).
- Collegare il tubo MRE al polietilene tubo PE10 usando connettore polietilene PE50 e collegare questi tubi PE10 alla parte inferiore dello snodo. Collegare la parte superiore della parte girevole per tubi PE10, e collegarlo ad una stub ago Luer con PE50 tubo connettore di cui alla figura 1.
- Applicare forte fast-acting colla adesiva a tutte le connessioni e testare il catetere per perdite mediante lavaggio con aria. Gas sterilizzare il catetere prima dell'uso.
Figura 1: La costruzione della linea venosa. Linee venose sono preparati stirando il tubo MRE ad un piccolo diametro e collegandolo tramite tubo di polietilene ad un dispositivo roditore girevole. Vedere la Tabella 1 per le istruzioni su lunghezze delle varie parti. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
| Leggenda | Lunghezza | Volume |
| 1) Luer stub ago 22sol | ||
| 2) PE50 - polietilene 0,023" x 0,038" | 5 cm | 13 microlitri |
| 3) PE10 - polietilene .011" x .024” | 50 cm | 30 microlitri |
| 4) roditore girevole 20 G | ||
| 5) PE-10 | 15 cm | 9 ml |
| 6) PE-50 (connettore) | 5 cm | 13 microlitri |
| 7) MRE025 Tip allungato microrenathane .025" x .012" | 30 cm | 27 microlitri |
| Somma totale | 105 cm | 92 microlitri |
Tabella 1: Costruzione di venoso linea. Questa tabella fornisce una legenda per la Figura 1.
2. Anestesia e Manipolazione di pre-intervento chirurgico
- Utilizzare 24 settimane vecchio maschio C57BL 6J / (27-32 g).
NOTA: Usiamo 24 settimane di età topi (in età matura) come questa età corrisponde meglio con l'età media dei pazienti in terapia intensiva. Usiamo solo topi maschi per evitare l'influenza ciclica di estrogeni. La tecnica può essere utilizzata anche su animali giovani (testato a 16 settimane di età topi) e le femmine, se si preferisce. - Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici prima dell'uso. Lavare il catetere venoso sterile fatta in casa con soluzione salina per rimuovere eventuali bolle d'aria e per verificare la pervietà e perdite potenziali.
- Tagliare un filo metallico (diametro 0,8 mm) di 80 cm di lunghezza, raddoppiare piegando e fare un ciclo. Piombo 3 perle sopra il filo raddoppiato al loop. Collegare il catetere al filo metallico guidando la punta del catetere attraverso le 3 perle.
NOTA: Il filo metallico di fissaggio è necessaria per la rotazione della parte girevole al quale è collegato il catetere. Come tale, il mouse può muoversi liberamente, senza bloccare la linea venosa. - Anestetizzare il mouse da un intraperitoneale (IP) iniezione di una miscela di 0,03 ml di ketamina (100 mg / kg) e 0,02 mL xilazina (13 mg / kg). Assicurarsi che l'anestesia sia adeguata verificando l'assenza di riflessi. tirare delicatamente la linguetta mouse all'esterno con una pinza per evitare soffocamento deglutizione della lingua.
NOTA: Se dopo 10 minuti, il mouse tenta ancora di ritirare le sue membra danno ketamina supplementare come mL bolus 0,01. - Radere l'area chirurgica compreso addome, parte ventrale del collo (triangolo tra mento, sterno e clavicola), e tra le scapole alla base della testa).
- Posizionare il mouse in posizione prona su una piastra elettrica pre-riscaldato, disinfettare la pelle con 70% etanolo e applicare una piccola quantità di lubrificante oftalmica per proteggere gli occhi secchi. Infiltrarsi nelle siti chirurgici (addome, collo, anteriore e posteriore) con 0,2 mL ropivacaina (0,67 mg / kg).
- Mentre il mouse è ancora in posizione prona, fare una piccola incisione alla base del lato dorsaledella testa con bisturi o forbici. Esporre i muscoli cervicali posteriori, e legare il muscolo al loop del filo allegato con 3.0 nylon conducendo un filo di nylon 3.0 sotto il muscolo.
- Posizionare il mouse sul lato destro. Fare una piccola incisione verticale nella pelle del collo ventrale con un bisturi o forbici. Sotto guida visiva, tunnel un ago calibro 18 sottocutanea attraverso questa incisione ventrale verso l'incisione sul retro effettuata in precedenza e infilare il catetere attraverso l'ago di esteriorizzare in corrispondenza del lato ventrale.
- Posizionare il mouse sul dorso. Passare un filo di nylon 3.0 dietro ai denti incisivi del mouse e nastro fino al pad riscaldamento. Fissare la testa in una maschera per l'erogazione di ossigeno (2 L / min). Fissare il mouse in una posizione allungata con nastro adesivo lungo la coda e le due arti anteriori.
NOTA: se solo l'anestesia ketamina-xilazina non è sufficiente, isoflurano per via inalatoria (0,5-1,5%) possono essere consegnati durante l'intervento chirurgico.
- Posizionare il mouse sotto il microscopio da dissezione. Nel incisione fatta precedentemente nel collo ventrale, giro delicatamente tessuto grasso e ghiandole via con pinza finché la vena giugulare può essere visualizzato.
- Mezzi termini sezionare per liberare la vena giugulare dal tessuto connettivo sottocutaneo e sopra e attorno al vaso posizionando la punta della pinza tra la vena e il tessuto connettivo e aprendo la pinza ripetutamente in parallelo con la vena. Come tali, i danni alla vena sarà evitata.
- Isolare la vena giugulare mettendo forcipe smussato sotto la vena. Sfamare tre pezzi di filo di seta 3.0 sotto la vena, posizione di un pezzo prossimale alla biforcazione della vena giugulare (legatura cranico) e un pezzo vicino al muscolo sternocleidomastoideo (caudale legatura). Stringere la legatura cranica e la legatura caudale per allungare la vena e prevenire un eccessivo sanguinamento durante l'inserimento del catetere. Tcioè una legatura sciolto con il filo centrale per garantire un facile fissaggio del catetere in seguito.
- Utilizzando forbici micro, fare un'incisione lungo la vena tra le legature craniale e caudale e abbastanza grande per passare il catetere. Afferra il catetere con una pinza, ed inserire il catetere 11 mm nella vena. Liberamente fissare il catetere legando fuori la legatura centrale e confermare il corretto posizionamento da vampate di calore delicatamente con soluzione salina sterile.
- Fissare il catetere con fermezza legando fuori la legatura centrale e caudale intorno alla nave e catetere. Tie finisce di legatura caudale e medio insieme per fissare saldamente il catetere. Assicurarsi che i nodi non occludono la vena, irrigando il catetere dopo ogni nodo fatto. Infine, legare il caudale e legature cranici. Chiudere l'incisione con punti di sutura 5.0 seta.
4. del cieco legatura e puntura
- Fare un 1-cm incisione mediana attraverso la pelle della metà inferiore dell'addome con bisturi o forbici;fare attenzione a non penetrare nella cavità peritoneale.
- Identificare la linea alba della muscolatura addominale e fare un'incisione intramuscolare per ottenere l'ingresso nella cavità peritoneale. Individuare il cieco, e utilizzare pinze anatomiche smussato per isolare il cieco e esteriorizzare esso.
- Legare il cieco al 50% della sua lunghezza con suture 3.0 seta. Assicurarsi di non legare la valvola ileocecale in modo che la continuità intestinale viene mantenuta.
- Perforare la cieco con un ago calibro 18 da un singolo passante e passante a metà strada tra puntura legatura e la punta del cieco. Dopo aver rimosso l'ago, estrudere una piccola quantità di feci dal foro per assicurare la pervietà.
- Riposizionare l'intestino nella cavità addominale, e chiudere il peritoneo e la pelle con punti di sutura 5.0 seta.
NOTA: In media, una nuova tirocinante richiede dai 10 ai 15 animali per essere in grado di collocare agevolmente il catetere venoso ed eseguire CLP all'interno di 45 min. Dopo il periodo di formazione, un'anestesia / chirurgia related mortalità del 10% può essere previsto.
Il trattamento 5. post-chirurgica e Rianimazione Fluid
- Posizionare il mouse in posizione supina e fissare il catetere al filo allegato con nastro. Muovi il mouse per una gabbia individuale. Utilizzare un supporto con morsetto regolabile per tenere il dispositivo girevole 25 cm sopra il mouse e il nastro saldamente la parte libera del filo metallico attaccamento al punto di rotazione della parte girevole.
- Attaccare una siringa contenente la miscela di colloidi e cristalloidi bilanciati (1: 4) alla linea venosa per iniziare rianimazione fluido.
- Posizionare la gabbia in temperatura controllata (27 ° C) mobile animale con 12 ore di luce e cicli scuri e iniziare rianimazione fluido endovenoso (10 mL / kg / h) mediante una pompa di infusione accurata siringa-driven. Fornire arricchimento gabbia, come materiale di nidificazione e un blocco di legno.
6. Terapia Intensiva
- A 6 ore dopo l'operazione, per via sottocutanea iniettare dolore medication e antibiotici (0,3 mL buprenorfina (0,15 mg / kg) e 0,2 mL di imipenem (16.67mg / kg)). NOTA: Dopo pratica di medicina degli animali da laboratorio standard, la prima dose di antidolorifici è data prima della incisione chirurgica iniziale e poi come indicato dalle politiche veterinari dell'istituzione. iniezioni sottocutanee devono essere attentamente iniettati nello spazio sottocutaneo.
- Dopo 20 - 24 h di rianimazione fluido, sostituire i cristalloidi / colloidi di nutrizione parenterale totale (6,67 mL / kg / h).
NOTA: La nutrizione parenterale totale amministrato (5,8 kcal / 24 h) copre circa il 40% del fabbisogno calorico giornaliero di topi, simili ai primi apporto calorico dei pazienti nel reparto di terapia intensiva. - Sottocutanea somministrare farmaci antidolorifici e antibiotici (0,6 mL buprenorfina (0,3 mg / kg) e 0,2 mL di imipenem (16,67 mg / kg) ogni 12 ore durante l'intero periodo di malattia critica.
- Controllare gli animali almeno ogni 3 ore durante il giorno. Valutare la sofferenza dando un dolorepunteggio basato sul mouse scala smorfia convalidato 11. Intensificare il monitoraggio per gli animali con un punteggio elevato dolore.
7. fine dell'esperimento
NOTA: Approvazione e raccomandazioni sul livello di gravità del modello e le linee guida e le politiche per gli endpoint umani dovrebbe essere cercato dal Institutional Review Board etico locale per la ricerca sugli animali.
NOTA: In caso di una linea venosa non funzionali come catetere bloccato, delocalizzazione del catetere, problemi con la pompa a siringa, l'animale è escluso dallo studio e sacrificati.
- Al termine del periodo sperimentale, profondamente anestetizzare il mouse usando una miscela di 0,03 ml di ketamina (100 mg / kg) e 0,02 ml (13 mg / kg) xilazina. Eutanasia il mouse ritirando sangue mediante puntura cardiaca. Conservare scatto campioni di tessuto congelati di interessi a -80 ° C.
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Representative Results
Topi C57BL / 6 sono state fatte in condizioni critiche come descritto sopra. Abbiamo eseguito due esperimenti per valutare la sopravvivenza post-CLP fino a due punti di tempo: la sopravvivenza fino al giorno 5 (n = 15) e la sopravvivenza fino al giorno 7 (n = 22) post-CLP. curve di sopravvivenza dei due esperimenti non erano significativamente differenti (rispetto fino al giorno 5), che indica la riproducibilità del setup sperimentale. gli animali non sopravvissuti sono stati trovati morte o eutanasia a causa di raggiungere gli endpoint umani. Legatura del 50% del cieco in combinazione con antibiotici, fluidi e nutrizione parenterale totale attraverso un catetere venoso nelle jugularis vena, come descritto, determinato una mortalità del 13% dopo 1 giorno di malattia critica, il 24% di mortalità dopo 3 giorni di malattia critica, 27 - 31% di mortalità dopo 5 giorni di malattia critica e il 36% dopo 7 giorni di malattia critica. I topi nutriti coppia-sani, che erano calorico limitato alla assunzione di nutrienti della criticatopi malati, non hanno mostrato alcun mortalità.
Figura 2: Curve di sopravvivenza dopo 5 o 7 giorni di malattia critica. Non c'era la mortalità nel gruppo di animali sani (A, B, linea tratteggiata - animali sani senza intervento chirurgico). Cinque giorni dopo l'intervento chirurgico (A), il tasso di mortalità è stata del 27% (linea continua). Sette giorni dopo l'induzione di sepsi (B), il tasso di mortalità era del 36%. I topi con perdite o cateteri sloggiato sono stati esclusi dalla sperimentazione (15%). Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Abbiamo sviluppato un modello murino più clinicamente rilevante di malattia critica, combinando il metodo di legatura e puntura cecale indurre sepsi con l'uso di un catetere venoso centrale per fluidi, farmaci e amministrazione nutrienti. Questo apparato sperimentale è riproducibile, permette di studiare la prolungata fase di malattia critica e si traduce in un tasso di mortalità stabile, con la presente imitando la situazione clinica umana 1.
Legatura cecale e la puntura è stato ampiamente riconosciuto come un modello animale di malattia critica acuta che riproduce le caratteristiche principali di sepsi 6, 7. Tuttavia, questo modello di malattia critica acuta non permette lo studio del fallimento non risolvere multipla d'organo, atrofia muscolare, ed endocrino e cambiamenti metabolici, che sono tipici per la prolungata fase di malattia critica. Inoltre, i risultati preclinici con questo modello spesso non riescono a Translate per l'impostazione 8, 9, 10 umana clinica. Pertanto, abbiamo sviluppato un modello in cui collocare una linea venosa centrale permette al ricercatore di amministrare vasta rianimazione fluido, farmaci e nutrizione parenterale totale. Queste misure di supporto sono di vitale importanza per i pazienti critici al fine di sopravvivere alla fase acuta della malattia critica. Nonostante la collocazione di questa linea venosa centrale, gli animali sono ancora in grado di muoversi liberamente con disagio relativamente minore. Farmaci per il dolore quotidiano aiuta alleviare la sofferenza, come valutato dalla scala del mouse smorfia di dolore 11. Questo modello integra anche altri aspetti essenziali della terapia di supporto per i pazienti in condizioni critiche, come ad esempio il trattamento antibiotico e farmaci antidolorifici.
Questo modello ha diversi limiti. In primo luogo, l'ampia procedura chirurgica è impegnativo e richiede una formazione sufficiente. Maitheless, con formazione sufficiente, in media il 10% degli animali operati muoiono durante o immediatamente dopo l'intervento chirurgico. Inoltre, cateteri che non si trovano nella posizione, può portare a perdite di fluidi rianimazione o nutrizione parenterale nel torace dell'animale. In media, il 15% degli animali sopravvissuti devono essere esclusi durante lo studio a causa di questi problemi legati al catetere. Così, quando si calcola il numero di animali per un esperimento, si deve tener conto di un avanzo 25% dovuto alla chirurgia e perdite correlate al catetere. In secondo luogo, con un solo punto di accesso venoso, antibiotici e antidolorifici devono ancora essere somministrato per via sottocutanea due volte al giorno. In effetti, la compatibilità della nutrizione parenterale con antibiotici e farmaci antidolorifici non può essere garantita, e quindi co-infusione deve essere evitato. Flussaggio della linea seguita da un bolo è anche tecnicamente impossibile a causa della limitata volume di sangue dei topi. In terzo luogo, l'anestesia e la chirurgia necessaria to posizionare il catetere indurrà una severa risposta allo stress di per sé. Usiamo animali sani senza intervento chirurgico come controlli, e consideriamo la chirurgia associata al catetere come parte della malattia critica, paragonabile a quello che i pazienti in terapia intensiva chirurgica umani devono sopportare. In quarto luogo, mentre i farmaci dolore post-operatorio e gli antibiotici e l'uso di un catetere venoso centrale per consentire l'amministrazione di nutrizione parenterale aumenta la rilevanza clinica di questo modello CLP murino, il nostro modello continua a non imitare completamente la situazione umana clinica. Infatti, a causa delle piccole dimensioni animali è impegnativo per introdurre diverse tecniche di sostegno avanzate, come la terapia di sostituzione renale. Tuttavia, l'uso di questo modello consente interferenze genetiche, di vitale importanza nel chiarire la patogenesi della malattia critica.
È stato dimostrato che la mortalità e la gravità della procedura CLP può essere manipolata, se ritenuto necessario, dalla porzione del cieco che viene ligato, dalle dimensioni e numro di forature, rianimazione fluido sottocutaneo e somministrazione di antibiotici giornaliera 6, 12. Abbiamo scelto un protocollo in cui abbiamo fornito vasta rianimazione fluido a 10 ml / kg / h per i primi 20 h, come è stato dimostrato in precedenza che questo migliora la mortalità 13. I nostri adattamenti dovrebbero essere incorporati nel protocollo, se un modello di malattia critica prolungata è desiderato al posto di un modello di letalità. Questo modello di topo utilizza un CLP mezzo-grado, rianimazione fluidi per via endovenosa e trattamento antibiotico al fine di creare un modello più clinicamente rilevante di malattia critica, come dimostrano le sue curve di sopravvivenza prolungati che imita il tasso di sopravvivenza di sepsi umana 1. La popolazione ICU paziente, in quanto la popolazione in generale, sta invecchiando 14. Al fine di simulare l'impostazione di terapia intensiva umana ancora più da vicino, si può usare topi matura (6 mesi), come utilizzato in questo studio, dentro oder per migliorare la rilevanza clinica di questo modello sperimentale.
In conclusione, questo modello di topo richiede una vasta procedura chirurgica e cura intensiva quotidiana degli animali, ma si traduce in un modello di malattia critica, che permette al ricercatore di studiare gli aspetti della prolungata fase di malattia critica.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Buprenorphine | Ecuphar | Vetergesic 0.3 mg/mL | |
| C57BL/6 | Janvier labs | C57BL/6JRj | |
| colloids | Fresenius Kabi | Volulyte 6% | |
| crystalloids | Baxter | Plasmalyte a viaflo | |
| Ethilon 3.0 | Ethicon | F3211 | |
| Imipenem | MSD | Tienam 500 mg powder for injection fluid | |
| Isoflurane | Eurovet | Iso-vet | |
| Ketamine | Eurovet | Nimatek 100 mg/mL | |
| LocTite Super glue3 all plastics | Rectavit | 119818 | |
| Mersilk 3.0 | Ethicon | L192 | |
| Mersilk 5.0 | Ethicon | F682 | |
| Microrenathane .025" O.D. x .012" I.D. | Bioseb | MRE-025 | |
| olimel N7E | Baxter | ||
| PE10 - Polyethylene .011" x .024" | Instech Solomon | BTPE-10 | |
| PE-50 tubing .023" x.038" | Instech Solomon | BTPE-50 | |
| Rodent Swivel 20 G | Bioseb | RS-20G | |
| Ropivacaïne | Astrazenica | Naropin 2 mg/mL | |
| Xylazine | VMD | Xylazine hydrochloride 2% |
References
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