Abstract
Этот протокол описывает централизованно катетеры модели мыши длительного критического заболевания. Мы объединяем слепую кишку перевязки и метод прокола, чтобы вызвать сепсис с использованием центральной венозной линии для жидкостей, лекарственных препаратов и введения питательных веществ, чтобы имитировать клинические параметры человека. Тяжелобольные пациенты требуют интенсивной медицинской помощи для того, чтобы выжить. В то время как большинство пациентов будет восстанавливаться в течение нескольких дней, около четверти пациентов необходима длительная интенсивной терапии и имеет высокий риск смерти от не-решения полиорганной недостаточности. Кроме того, длительный этап критического заболевания является пронизанной глубокой мышечной слабости и эндокринных и метаболических изменений, из которых патогенез в настоящее время не полностью изучены. Наиболее широко используемых животных модель в критическом исследовании ухода является слепой кишки перевязки и пункции модель, чтобы вызвать сепсис. Это очень воспроизводимая модель, с острыми воспалительными и гемодинамическими изменениями, подобными человеческим сенсестренка, которая предназначена для изучения острой фазы критического заболевания. Тем не менее, эта модель пронизанный высокой летальности, которая отличается от клинической ситуации человека, и не развитом для изучения длительной фазы критического заболевания. Таким образом, мы адаптировали технику, помещая центральный венозный катетер в яремной вене позволяет нам управлять клинический значимой поддерживающей терапией, чтобы лучше имитировать человеческую клиническую ситуацию критической болезни. Эта модель мыши требует обширной хирургической процедуры и ежедневный интенсивный уход за животными, но это приводит к соответствующей модели острой и длительной фазы критического заболевания.
Introduction
Критические болезни является болезненное состояние, в котором функция одного или нескольких органов и систем затруднено в той степени, что пациент умрет, если интенсивная медицинская помощь не назначается. В то время как первопричины для поступления в отделение интенсивной терапии (ОИТ) может варьироваться, начиная от травмы, осложненной операции, ожогов, заболевание обострений до сепсиса, все тяжелобольные пациенты страдают от клеточного повреждения, вызванных гипоперфузиями, гипоксией и чрезмерного воспалением среди других , что приводит к полиорганной недостаточности. Большинство пациентов выживают их острый инсульт, но важная часть пациентов не сразу восстановиться и нуждаются в длительной интенсивной терапии. Они имеют высокий риск смерти из-за отказа разрешения полиорганной недостаточности. Кроме того, длительный этап критического заболевания является пронизанным глубокой мышечной слабостью и эндокринным и метаболическими изменениями, из которых патогенез в настоящее время не полностью изучен.
Несколько гОден модели используются в условиях интенсивной исследовательской помощи. Два основном используемые модели являются экзогенное введение липополисахарида (LPS) и слепой кишки перевязки и пункции (CLP). Обе модели разработаны для имитации острой фазы сепсиса, определяемый как угрожающей жизни дисфункции органов , вызванной дизрегуляции ответ хозяина на инфекцию, и одна из основных причин для поступления в отделении интенсивной терапии во всем мире 1, 2. Модель LPS имеет несколько недостатков , как это только скоротечно влияет на высвобождение цитокинов и состояние гемодинамики животного 3. В отличие от людей, грызуны также являются особенно устойчивыми к эндотоксина и использование «» высоких доз эндотоксина необходимо производить гипотензии и смертности, тем самым дальнейшее повышение озабоченности обоснованности этого метода 4, 5. Другая модель, слепой кишки перевязки и пункции модель (CLP)имеет лигирование части слепой кишки с последующим проколом сквозными и сквозным. Эта процедура вызывает полимикробную брюшную инфекцию с повреждением тканей, с последующей транслокацией бактерий в отделение крови. Это вызовет системную воспалительную реакцию и развитие сепсиса. Модель CLP была широко признана в качестве животной модели острой критической болезни , которая воспроизводит основные черты сепсиса: гипервоспаления, вазодилатацию, гипотонии и повышение сердечного выброса 6, 7. Однако эта модель не позволяет изучать не-решения полиорганной недостаточности, гипотрофии мышц и эндокринных и метаболических изменений, характерных для длительной фазы критического заболевания. Кроме того, в последнее время валидность мышиных моделей для критических заболеваний были поставлены под сомнение, поскольку выводы из мышиных моделей не всегда могут быть переведены к установке 8 человек, 9, 10. Возможное объяснение может быть то, что поддерживающая терапия, которая предоставляется тяжелобольными пациентами человека существенно отличается от ухода, который предоставляется тяжелобольной мышей.
Поэтому, чтобы более близко напоминает человеческую установку и позволить исследование длительной фазы критической болезни, мы разработали модель мыши, которая имитирует острую интенсивную терапию, как указано для человека, например, обширное внутривенного введения жидкости и лечения антибиотиков, и которая позволяет администрировать поддерживающую терапию для того, чтобы пережить длительную фазу критических заболеваний, таких как нутритивной поддержки. Для этой цели мы адаптировали модель мыши CLP-индуцированной сепсисом, являющийся золотым стандартом для сепсиса, и помещают центральную венозную линию, которая позволяет введение жидкостей, питательных веществ и лекарственных средств.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Протокол был утвержден университетом совета Левен этической экспертизы для исследования животных.
1. Приготовление венозной линии
- Подготовьте кончик венозного катетера, быстро погружая среднюю часть 60 см microrenathane (MRE) насосно-компрессорных труб в горячем (> 220 ° С) кунжутного масла. Впоследствии растянуть среднюю часть трубки для получения узкого диаметра (наружный диаметр (OD) <0,5 мм), осторожно перемещая концы трубок на расстоянии друг от друга.
- Используйте скальпель лезвие , чтобы разрезать трубу на две части по 30 см каждый (смотри рисунок 1, таблица 1).
- Подключение трубки к MRE полиэтиленовых труб PE10 с помощью соединителя полиэтилена PE50 и подключить эту PE10 трубку к нижней части вертлюга. Подключение верхней части вертлюга к PE10 трубкам и подключить это к заглушке игле Luer с PE50 трубками соединителя в соответствии с фиг.1.
- Нанести сильный быстро ACTiнг адгезивный клей для всех соединений и проверить на наличие утечек катетера путем продувки воздухом. Газ стерилизовать катетер перед использованием.
Рисунок 1: Строительство венозных линий. Венозные линии получают путем растяжения трубки MRE до небольшого диаметра и соединения его с помощью полиэтиленовой трубки с грызунами поворотного устройства. В Таблице 1 для получения инструкций по длине различных частей. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
| легенда | длина | объем |
| 1) Люэр заглушка игла 22г | ||
| 2) РЕ50 - полиэтилен 0,023" х 0,038" | 5 см | 13 мкл |
| 3) PE10 - полиэтилен 0,011" х 0,024” | 50 см | 30 мкл |
| 4) грызуна Поворотный 20 G | ||
| 5) ПЭ-10 | 15 см | 9 мкл |
| 6) РЕ-50 (разъем) | 5 см | 13 мкл |
| 7) MRE025 Совет растянуты microrenathane 0,025" х 0,012" | 30 см | 27 мкл |
| Общая сумма | 105 см | 92 мкл |
Таблица 1: Строительство венозных линий. В данной таблице приведены пояснения для фиг.1.
2. Анестезия и предоперационного Handling
- Используйте 24-недельный летний мужчина C57BL / 6J (27 - 32 г).
Примечание: Мы используем 24 недель мышам (зрелые взрослые) в этом возрасте лучше соответствует со средним возрастом пациентов интенсивной терапии. Мы используем только самцов мышей, чтобы избежать циклического влияния эстрогенов. Этот метод можно также использовать на молодых животных (проверено в 16-недельным мышам) и самок, если предпочтительнее. - Стерилизовать все хирургические инструменты перед использованием. Промыть стерильный самодельный венозный катетер физиологического раствора, чтобы удалить пузырьки воздуха и испытать на проходимость и потенциальные утечки.
- Вырезать металлическую проволоку (диаметр 0,8 мм) длиной 80 см, в два раза его сгибанием и сделать петлю. Свинец 3 жемчужины более удвоенного провода к петле. Прикрепите катетер к металлической проволоке, направляя кончик катетера через 3 жемчуг.
Примечание: Крепление металлической проволоки необходимо для вращения поворотной, к которому подключен катетер. Таким образом, мышь может свободно перемещаться, не блокируя венозную линию. - Обезболить мOuse путем внутрибрюшинного (IP) введения смеси 0,03 мл кетамина (100 мг / кг) и 0,02 мл ксилазина (13 мг / кг). Убедитесь, что обезболивание является адекватным путем проверки на отсутствие рефлексов. Осторожно потяните язычок мыши за щипцами, чтобы избежать удушья при глотании языка.
Примечание: Если после того, как 10 мин, мышь до сих пор попытки вывести его конечности дают дополнительный кетамин в 0,01 мл болюса. - Бритье хирургической области живота, в то числе вентральной стороны шеи (треугольник между подбородком, грудиной и ключицей), а также между лопатками у основания головки).
- Поместите мышь в положении лежа на подогретую грелке, дезинфицирует кожу 70% -ный этанола и нанесите небольшое количество офтальмологических смазок, чтобы защитить глаза от высыхания. Инфильтрат хирургических участков (живот, шеи, спереди и сзади) с 0,2 мл ропивакаина (0,67 мг / кг).
- В то время как мыши все еще находится в положении лежа на животе, сделать небольшой надрез у основания спинной стороныголовы скальпелем или ножницами. Защита задних шейных мышц, и связать мышцы к петле крепления провода с 3,0 нейлоном, ведя 3,0 нейлоновой нити под мышцей.
- Поместите курсор на правой стороне. Сделайте небольшой вертикальный разрез в коже брюшной шеи скальпелем или ножницами. Под визуальным руководством, туннель 18-го калибра иглы подкожно через этот разрез в направлении вентральной разрез на спине сделанного ранее и нити катетер через иглу, чтобы экстериоризоваться его на брюшной стороне.
- Поместите курсор на его спине. Pass 3,0 нейлоновой нити позади верхних резцов мыши и лент его до грелки. Зафиксировать голову в маске для подачи кислорода (2 л / мин). Закрепить мышь в растянутом положении, записывая на пленку вниз хвост и две передние конечности.
Примечание: Если кетамин-ксилазин анестезия сам по себе не является достаточной, при вдыхании изофлуран (0,5 - 1,5%) может быть доставлен во время операции.
- Поместите мышь под рассекает микроскопом. В разрез, сделанный ранее в вентральной шеи, нежно дразнить жировой ткани и желез прочь с пинцетом до яремной вены не могут быть визуализированы.
- Грубо рассекает, чтобы освободить яремную вену из соединительной и подкожной клетчатки выше и вокруг судна, помещая кончик пинцета между веной и соединительной тканью и открытием щипцов многократно параллельно с веной. Таким образом, повреждение вены будет избежать.
- Изолировать яремную вену путем размещения тупых щипцов под веной. Поток три куска 3,0 шелковой нити под веной, положение одной части проксимальный к развилке яремной вены (черепных лигатура) и одной части, близкой к кивательной мышце (хвостовая лигатура). Затянуть черепную лигатуру и хвостовую лигатуру, чтобы растянуть вены и предотвратить чрезмерное кровотечение при размещении катетера. Tт.е. свободная вязь со средней резьбой, чтобы обеспечить легкое закрепление катетера позже.
- Использование микро-ножницы, надрезать вдоль вены между черепными и хвостовыми лигатурами и достаточно большой, чтобы пройти катетер. Возьмите катетер с пинцетом и вставьте катетер 11 мм в вену. Неплотно закрепить катетер, связывая от среднего лигатуры и подтвердить правильное размещение, осторожно промывки стерильного физиологического раствора.
- Безопасный катетер, крепко связывая от средней и хвостовой лигатуры вокруг сосуда и катетера. Наконечник концы хвостового и среднего лигатуры вместе, чтобы надежно закрепить катетер. Убедитесь в том, что узлы не пережать вены, путем промывки катетера после каждого узла сделал. И, наконец, связать каудально и краниально лигатуры. Закрыть разрез с 5,0 шелковыми швами.
4. слепой кишки Лигирование и прокол
- Сделать 1 см срединный разрез через кожу в нижней половине живота с скальпелем или ножницами;быть осторожным, чтобы не проникнуть в брюшную полость.
- Определение белой линии брюшной мускулатуры и сделать разрез межмышечного, чтобы получить вход в брюшную полость. Найдите слепую кишку, а также использовать тупые анатомические щипцы, чтобы изолировать слепую кишку и экстериоризоваться его.
- Лигирования слепой кишки на 50% от его длины с 3,0 шелковыми швами. Убедитесь в том, чтобы не перевязывать илеоцекального клапана так, что непрерывность кишечной сохраняется.
- Перфорируйте слепую кишку с 18-го калибра иглой с помощью одного сквозной и сквозной пункционного на полпути между лигированием и кончиком слепой кишки. После удаления иглы, выдавить небольшое количество фекалий от отверстия, чтобы обеспечить проходимость.
- Переставьте кишечник в брюшной полости, и закройте брюшины и кожу с 5,0 шелковыми швами.
Примечание: В среднем, новый стажер требует от 10 до 15 животных, чтобы иметь возможность поместить плавно венозный катетер и выполнять CLP в течение 45 мин. После периода обучения, анестезия / хирургия РелаTed смертность 10% можно ожидать.
5. Послеоперационное лечение и жидкости реанимация
- Поместите мышь в положении лежа на спине и закрепить катетер для крепления провода с лентой. Перемещение мыши в отдельную клетку. Используйте подставку с регулируемым зажимом для хранения поворотного устройства 25 см над мышью и прочно заклеивание свободной части крепления металлической проволоки к вращающемуся точке вертлюга.
- Приложить шприц, содержащий смесь сбалансированных коллоидов и кристаллоидов (1: 4) в венозную линию, чтобы начать инфузионную терапию.
- Поместите клетку в контролируемой температуре (27 ° C) для животных шкафа с 12 ч светлыми и темными циклами и начать внутривенную инфузионную терапию (10 мл / кг / ч) с помощью точного шприца с приводом инфузионного насоса. Обеспечить обогащение клетки, такие как гнездовой материал и деревянный брусок.
6. Отделение интенсивной терапии
- Через 6 ч после операции, подкожно вводят боль medicatioп и антибиотики (0,3 мл бупренорфин (0,15 мг / кг) и 0,2 мл имипенем (16.67mg / кг)). Примечание: После стандартной медицинской практике лабораторных животных, первая доза болеутоляющих дается до первоначального хирургического разреза, а затем по указанию ветеринарной политики учреждения. Подкожные инъекции следует тщательно вводили в подкожное пространство.
- Через 20 - 24 ч после инфузионной терапии, заменить Кристаллоиды / коллоиды от общего парентерального питания (6,67 мл / кг / ч).
Примечание: Полное парентеральное питание вводит (5,8 ккал / 24 ч) занимает около 40% суточной потребности в калориях мышея, похожего на раннюю калорийность пациентов в отделении интенсивной терапии. - Подкожно вводить обезболивающие и антибиотики (0,6 мл бупренорфин (0,3 мг / кг) и 0,2 мл имипенемы (16,67 мг / кг) каждые 12 ч в течение всего периода критической болезни.
- Проверьте животных по крайней мере каждые 3 ч в течение дня. Оценка страдания, давая больоценка на основе проверенных мышей гримасы масштаба 11. Активизировать мониторинг для животных с высоким болевым.
7. Конец эксперимента
Примечание: Об утверждении и рекомендации по уровню серьезности модели и руководящих принципов и политики для человека конечных точек следует искать из совета местного Institutional этической экспертизы для исследования животных.
Примечание: В случае нефункционального венозной линии, такие как блокированный катетер, делокализации катетера, проблемы с шприцевой насос, животное исключали из исследования и эвтаназии.
- В конце экспериментального периода, глубоко анестезию мыши с использованием смеси 0,03 мл кетамина (100 мг / кг) и 0,02 мл (13 мг / кг) ксилазина. Эвтаназии мыши, выведя кровь пункции сердца. Магазин оснастки образцы замороженной ткани, представляющие интерес при -80 ° С.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
C57BL / 6 мышей были сделаны в критическом состоянии, как описано выше. Мы проводили два эксперимента не для оценки выживаемости после CLP до двух временных точек: выживание до 5 дней (п = 15) и выживаемость до 7-я дня (п = 22) после CLP. Кривые выживаемости этих двух экспериментов существенно не отличались (не в сравнении до 5-й день), что указывает на воспроизводимость экспериментальной установки. Номера выжившие животных были найдены смерть или эвтаназия из-за идущим человеком конечных точек. Лигирование 50% от слепой кишки в сочетании с антибиотиками, инфузионной терапии и парентерального питания через венозный катетер в полую jugularis, как описано, в результате 13% смертности в после 1 дня критических заболеваний, 24% смертность после 3 дней критические заболевания, 27 - 31% смертность после 5 дней критической болезни и 36% после 7 дней критической болезни. Здоровые пары кормили мышей, которые были калорийность ограничивается потребление питательных веществ критическибольной мышей, не показал смертность.
Рисунок 2: Кривые выживаемости после 5 или 7 дней критических заболеваний. Там не было смертности в группе здоровых животных (A, B, пунктирная линия - здоровых животных без хирургического вмешательства). Через пять дней после операции (А), смертность составила 27% (сплошная линия). Через семь дней после индукции сепсиса (B), уровень смертности составил 36%. Мыши с утечкой или выбиты катетерами были исключены из эксперимента (15%). Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Мы разработали более клинический значимыми мышиную модель критических заболеваний, путем объединения слепой кишки перевязки и пункционный метода, чтобы вызвать сепсис с использованием центральной венозной линии для жидкостей, лекарственных препаратов и введения питательных веществ. Это экспериментальная установка является воспроизводимым, позволяет исследовать длительную фазу критических заболеваний и приводит к стабильной смертности, тем самым имитируя человеческую клиническую ситуацию 1.
Слепая кишка перевязка и пункция были широко признана в качестве животной модели острой критической болезни , которая воспроизводит основные черты сепсиса 6, 7. Тем не менее, эта модель острой критической болезни не позволяет изучать не-решения полиорганной недостаточности, гипотрофии мышц и эндокринных и метаболических изменений, характерных для длительной фазы критического заболевания. Кроме того, доклинические данные с этой моделью часто не Translatе в клинической практике 8, 9, 10 человек. Таким образом, мы разработали модель, в которой размещение центральной венозную линии позволяет исследователю управлять обширной инфузионной терапией, лекарством и общее парентеральным питанием. Эти вспомогательные меры имеют жизненно важное значение для больных в критическом состоянии, чтобы выжить в острой фазе критического заболевания. Несмотря на размещение этой центральной венозной линии, животные все еще в состоянии свободно перемещаться относительно небольшого дискомфорта. Ежедневная обезболивающее помогает облегчить страдания, как оценена с помощью мыши гримасы шкалы боли 11. Эта модель также включает в себя другие важные аспекты поддерживающей терапии для больных в критическом состоянии, такие как лечение антибиотиков и обезболивающие.
Эта модель имеет ряд ограничений. Во-первых, обширная хирургическая процедура требовательным и требует достаточной подготовки. Никогдане менее, с достаточной подготовки, в среднем 10% оперированных животных умирают во время или сразу же после операции. Кроме того, катетеры, которые не очень хорошо размещены, могут привести к утечке жидкости или реанимационной парентерального питания в грудную клетку животного. В среднем, 15% выживших животных должны быть исключены в ходе исследования из-за этих проблем, связанных с катетером. Таким образом, когда один вычисляет необходимое количество животных для эксперимента, необходимо учитывать избыток 25% из-за хирургии и потери, связанные с катетером. Во-вторых, только один венозный точки доступа, антибиотики и обезболивающее все еще должны вводить подкожно два раза в день. Действительно, совместимость парентерального питания с помощью антибиотиков и обезболивающих лекарственных препаратов не может быть гарантирована, и поэтому совместно настой следует избегать. Промывка линии, за которым следует болюсной инъекции также технически невозможно из-за ограниченного объема крови мышей. В-третьих, наркоз и операция необходима тO поместить катетер будет вызывать сильную реакцию на стресс сам по себе. Мы используем здоровых животных без хирургического вмешательства в качестве контролей, и рассмотреть связанные с катетером хирургию как часть критической болезни, сопоставимого с тем, что пациенты хирургических ОРИТ человека приходится терпеть. В-четвертых, в то время как послеоперационной боли лекарства и антибиотики и использование центрального венозного линии, чтобы обеспечить введение парентерального питания повышает клиническую значимость мышиной модели CLP, наша модель до сих пор не полностью имитировать клиническую ситуацию человека. Действительно, из-за небольшого размера животного он является сложной задачей, чтобы ввести несколько дополнительных поддерживающих методов, таких как заместительной почечной терапии. Однако использование этой модели позволяет генетическое вмешательство, жизненно важное значение в разгадке патогенеза критических заболеваний.
Было показано, что смертность и тяжесть CLP процедуры можно манипулировать, если это будет сочтено необходимым, по части слепой кишки, который лигируют, размером и NUMБер проколов, подкожная инфузионная терапия и ежедневное введение антибиотика 6, 12. Мы выбираем протокол , в котором мы представили обширную инфузионную терапию в 10 мл / кг / ч в течение первых 20 часов, как это было показано ранее , что это повышает смертность 13. Наши приспособления должны быть включены в протокол, если модель длительной тяжелой болезни желательно вместо модели летальности. Эта модель мыши использует средний класс CLP, внутривенную инфузионную терапию и лечение антибиотиков, чтобы создать более клинический значимой модель критических заболеваний, как показывают его длительными кривыми выживаемости , которая имитирует выживаемость человека сепсиса 1. Население СИС пациента, поскольку население в целом, стареет 14. Для того, чтобы имитировать установку ICU человека еще более тесно, можно использовать зрелый мышей (6 месяцев), используемые в данном исследовании, илидер для повышения клинической значимости экспериментальной модели.
В заключение, эта мышиная модель требует обширной хирургической процедуры и ежедневный интенсивный уход за животными, но это приводит к модели критической болезни, что позволяет исследователю изучить аспекты длительной фазы критического заболевания.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Buprenorphine | Ecuphar | Vetergesic 0.3 mg/mL | |
| C57BL/6 | Janvier labs | C57BL/6JRj | |
| colloids | Fresenius Kabi | Volulyte 6% | |
| crystalloids | Baxter | Plasmalyte a viaflo | |
| Ethilon 3.0 | Ethicon | F3211 | |
| Imipenem | MSD | Tienam 500 mg powder for injection fluid | |
| Isoflurane | Eurovet | Iso-vet | |
| Ketamine | Eurovet | Nimatek 100 mg/mL | |
| LocTite Super glue3 all plastics | Rectavit | 119818 | |
| Mersilk 3.0 | Ethicon | L192 | |
| Mersilk 5.0 | Ethicon | F682 | |
| Microrenathane .025" O.D. x .012" I.D. | Bioseb | MRE-025 | |
| olimel N7E | Baxter | ||
| PE10 - Polyethylene .011" x .024" | Instech Solomon | BTPE-10 | |
| PE-50 tubing .023" x.038" | Instech Solomon | BTPE-50 | |
| Rodent Swivel 20 G | Bioseb | RS-20G | |
| Ropivacaïne | Astrazenica | Naropin 2 mg/mL | |
| Xylazine | VMD | Xylazine hydrochloride 2% |
References
- Angus, D. C., van der Poll, T. Severe sepsis and septic shock. N Engl J Med. 369 (9), 840-851 (2013).
- Singer, M., et al. The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3). JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).
- Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture. Shock. 13 (2), 110-116 (2000).
- Copeland, S., et al. Acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans. Clin Diagn Lab Immunol. 12 (1), 60-67 (2005).
- Seok, J., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3507-3512 (2013).
- Rittirsch, D., Huber-Lang, M. S., Flierl, M. A., Ward, P. A. Immunodesign of experimental sepsis by cecal ligation and puncture. Nat Protoc. 4 (1), 31-36 (2009).
- Zolfaghari, P. S., Pinto, B. B., Dyson, A., Singer, M. The metabolic phenotype of rodent sepsis: cause for concern. Intensive Care Med Exp. 1 (1), 25 (2013).
- Radermacher, P., Haouzi, P. A mouse is not a rat is not a man: species-specific metabolic responses to sepsis - a nail in the coffin of murine models for critical care research. Intensive Care Med Exp. 1 (1), 26 (2013).
- Dyson, A., Singer, M. Animal models of sepsis: why does preclinical efficacy fail to translate to the clinical setting. Crit Care Med. 37 (1 Suppl), S30-S37 (2009).
- Osuchowski, M. F., et al. Abandon the mouse research ship? Not just yet. Shock. 41 (6), 463-475 (2014).
- Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7, (2010).
- Hollenberg, S. M., et al. Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography. Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).
- Heuer, J. G., et al. Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness. J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).
- Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care. Swiss Med Wkly. 142, (2012).
