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Choque hemorrágico não controlado modelado via laceração hepática em ratos com monitorização hemodinâmica em tempo real

Published: May 21, 2017 doi: 10.3791/55554

Summary

A hemorragia descontrolada, uma importante causa de mortalidade entre os pacientes com trauma, pode ser modelada utilizando uma laceração hepática padrão em um modelo murino. Este modelo resulta em perda de sangue consistente, sobrevivência e permite o teste de agentes hemostáticos. Este artigo fornece o processo passo a passo para executar este modelo valioso.

Abstract

A hemorragia não controlada é uma causa importante de óbitos evitáveis ​​entre pacientes com trauma. Desenvolvemos um modelo murino de hemorragia descontrolada através de uma lacera- ção hepática que resulta em perda sanguínea consistente, alterações hemodinâmicas e sobrevida.

Os ratos sofrem uma ressecção padronizada do lobo médio esquerdo do fígado. Eles são autorizados a sangrar sem intervenção mecânica. Os agentes hemostáticos podem ser administrados como terapia de pré-tratamento ou de resgate, dependendo do interesse do investigador. Durante o tempo de hemorragia, é realizada monitorização hemodinâmica em tempo real através de uma linha arterial femoral esquerda. Os ratinhos são então sacrificados, a perda de sangue é quantificada, o sangue é recolhido para análise posterior e os órgãos são colhidos para análise da lesão. O desenho experimental é descrito para permitir o teste simultâneo de múltiplos animais.

Hemorragia hepática como modelo de hemorragia não controlada existeNa literatura, principalmente em modelos de ratos e suínos. Alguns destes modelos utilizam monitorização hemodinâmica ou quantificam a perda de sangue mas não têm consistência. O presente modelo incorpora a quantificação de perda sangüínea, monitoramento hemodinâmico em tempo real em um modelo murino que oferece a vantagem de usar linhas transgênicas e um mecanismo de alto rendimento para investigar os mecanismos fisiopatológicos em hemorragia não controlada.

Introduction

O trauma é a principal causa de morte e incapacidade entre os jovens em todo o mundo. 1 A hemorragia não controlada continua a ser uma das principais causas de mortalidade entre os pacientes com traumatismos gravemente feridos. 2 O tratamento do paciente com trauma hemorrágico é duplo: controle do sangramento cirúrgico e ressuscitação e reposição do sangue perdido.

Modelos animais de choque hemorrágico têm sido a pedra angular na pesquisa de trauma e podem ser utilizados na avaliação da fisiopatologia e tratamento de choque traumático / hemorrágico. 3 , 4 O choque em modelos animais pode ser conseguido amplamente por dois métodos: hemorragia controlada e hemorragia descontrolada. 5 , 6 A hemorragia controlada é realizada pela remoção de um volume fixo de sangue ou por remoção de sangue para atingir determinada pressão sanguínea (pressão fixa). Enquanto oOs modelos são úteis na avaliação dos mecanismos e das alterações imunes no choque hemorrágico, não são aplicáveis ​​ao teste de agentes hemostáticos e não imitam o cenário clínico de hemorragia após trauma. Nesse sentido, procurou-se desenvolver um modelo de hemorragia descontrolada que nos permitisse testar alterações hemostáticas e agentes pró-coagulantes em um modelo murino. O fígado é uma opção atraente para a hemorragia descontrolada, em parte por causa do fornecimento de sangue dupla para o fígado e é um dos mais comumente lesionado órgãos intrabdominais, tanto em trauma fechado e penetrante. Dada a alta relevância clínica, o fígado tem sido utilizado como um modelo de hemorragia não controlada, mais comumente em modelos de ratos e porcinos, mas recentemente também em primatas. 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 13 , 14

Os modelos de ratos e porcinos de hemorragia hepática descontrolada, embora valiosos na observação de práticas de ressuscitação e monitorização hemodinâmica, são menos vantajosos do que um modelo murino por várias razões, tais como custo, número de animais utilizados e, sobretudo, a falta relativa de linhas transgénicas disponíveis para análise De sinalização celular e molecular específica. O presente modelo de murino compartilha semelhanças importantes com modelos de hemorragia hepática existentes, incluindo laceração hepática padronizada, quantificação de perda de sangue, monitorização hemodinâmica e capacidade para realizar a análise de sobrevivência. Muitos modelos existentes incorporam apenas alguns destes aspectos, enquanto o nosso modelo foi desenvolvido para medir muitas das variações fisiológicasBles simultaneamente e em múltiplos ratos. Além disso, o desenvolvimento de um modelo murino abre a porta a investigações além da reanimação e a mecanismos fisiopatológicos maiores em hemorragia descontrolada com o potencial de um modelo de baixo custo e alto rendimento usando técnicas moleculares avançadas.

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Protocol

Os murganhos foram alojados de acordo com as orientações de cuidados com animais da Universidade de Pittsburgh (Pittsburgh, PA, EUA) e National Institutes of Health (NIH, Bethesda, MD, EUA) em condições livres de agentes patogénicos com ciclos claro-escuro de 12 h e livre acesso a Alimentação padrão e água. Todos os experimentos com animais foram aprovados e conduzidos de acordo com as diretrizes estabelecidas pelo Animal Research and Care Committee da Universidade de Pittsburgh.

1. Campo Cirúrgico e Configuração do Instrumento

  1. Esterilize todos os instrumentos cirúrgicos, sutura, gaze, aplicadores de ponta de algodão, tubulação e conectores de tubulação antes do procedimento.
    1. Esterilizar instrumentos cirúrgicos, sutura, gaze e aplicadores de ponta de algodão em uma autoclave. Esterilizar os conectores da tubulação e da tubulação com óxido de etileno.
  2. Campo cirúrgico
    1. Ligue uma almofada de aquecimento de circulação de água e ajuste para 37 ° C. Coloque um surgiCal azul pad em cima dela e, em seguida, um drapeado estéril em cima da almofada azul cirúrgica.
    2. Abra todos os instrumentos esterilizados sobre a cortina estéril. Use luvas estéreis para evitar quebrar a esterilidade durante esta etapa.
    3. Encha uma tigela de aço inoxidável com etanol a 70% e reserve. Isto será usado para limpar instrumentos entre animais.
    4. Ligue o esterilizador de micro bolas e deixe aquecer até 150 ° C. Isto também será usado para limpar instrumentos entre animais. Se realizar a cirurgia em mais de 5 ratos, certifique-se de mudar os instrumentos para um novo conjunto estéril.
  3. Configuração do Transdutor
    1. Conecte um transdutor estéril, tubulação PE-50, duas agulhas 23G e macho-macho luer, e uma torneira de três vias. 6
    2. Calibrar e zerar o transdutor de acordo com as instruções do fabricante.

2. Procedimento Cirúrgico de Laceração do Fígado

  1. Indução e posicionamento da anestesia
  2. Injectar pentobarbital sódico por via intraperitoneal à dose de 70 mg / kg. A anestesia deve ter efeito entre 5-10 min; Avaliar a profundidade da anestesia com uma pitada de dedo do pé. Se o rato tiver resposta ao pinçamento do dedo do pé, é necessário tempo adicional ou anestesia. Se for necessária anestesia adicional durante o procedimento, suplementar pentobarbital de sódio. Não administrar suplementos em quantidades maiores do que 0,05 mL para evitar a sobredosagem.
  3. Depois que o mouse está completamente sob anestesia, posicione o mouse em posição supina em uma placa cirúrgica. Segure os quatro membros do mouse na placa com fita adesiva.
  4. Raspar o abdômen e as virilhas bilaterais com uma navalha.
  5. Embeber gaze estéril com betadine e aplicar no abdómen e virilhas bilaterais para a cirurgia. Para experimentos de sobrevivência, prepare o abdómen e as virilhas com betadina seguido de etanol para um total de três ciclos de preparação.
  6. Insira uma sonda de temperatura retal para monitorar a temperatura do núcleo durante todo o procedimento. Mantenha o cTemperatura entre 35-37 ° C.
  • Artéria femoral e cânula venosa
    1. Para instalação de cateter venoso: preencher a tubagem de PE-10, uma agulha de 30 G e uma torneira de três vias com solução de Ringer lactato de um saco IV.
    2. Para instalação do cateter arterial: preencher a tubagem de PE-10 e agulha 30G com solução salina heparinizada (diluição 1:10 de 1.000 U de heparina). Heparina-salina é necessária para evitar a coagulação.
    3. Coloque o mouse sob um microscópio de dissecação.
    4. Faça uma incisão longitudinal de 4-5 mm sobre o músculo da virilha usando tesoura de íris cirúrgica. Usando pinças Dumont agarrar o tecido adiposo conectado ao músculo adutor e puxar lateralmente para uma exposição limpa do feixe femoral. Não dissecar através do tecido adiposo, pois isso levará a lesão vascular.
    5. Cuidadosamente dissecar o nervo longe da artéria e veia com a pinça Dumont. Há um bloco de gordura adjacente ao nervo. Pegue isso com um Dumont forcep umD puxar lateralmente; Isso puxa o nervo longe da artéria criando um plano para dissecção. Com outros Dumont forcep dissecar sem rodeios o tecido conjuntivo entre o nervo ea artéria.
      1. Não agarre o nervo durante esta parte da dissecção.
    6. Loop três suturas de seda 6-0 em torno da artéria e veia proximal ao femoral profunda decolar.
      1. Coloque a sutura 1 mais proximalmente e deixe solta.
      2. Coloque a sutura 2 mais distalmente e amarre imediatamente.
      3. Coloque a sutura 3 entre a sutura 1 e 2 e deixe solta.
    7. Faça uma arteriotomia na superfície ventral do vaso. O uso de tesoura microvascular é recomendado para fazer a arteriotomia para evitar a transecção do vaso.
    8. Insira o cateter de três vias na artéria. Imediatamente amarrar Sutura 1 e 2 para fixar o cateter no lugar.
    9. Conecte o cateter de três vias ao transdutor e colete os dados da pressão arterial basal.
    10. Repita os passos 2.2.4 - 2.2.6 na virilha oposta. Canular a veia femoral de forma semelhante à artéria. Realizar uma venotomia na superfície ventral do vaso seguido de inserção do cateter. Este cateter pode ser utilizado para administração de fluido ou fármaco.
  • Laceração do fígado
    1. Pré-pesar um tubo contendo 0,5 mL de PBS, três triângulos de absorção e um barco de pesagem por mouse.
    2. Faça uma incisão da laparotomia da linha média ventral começando no processo xifóide e estendendo-se caudalmente para permitir a exposição do fígado completamente.
    3. Insira um triângulo de absorção no abdômen contra a parede abdominal direita. Repita no lado esquerdo.
      1. Certifique-se que o triângulo de absorção está longe do fígado para evitar um efeito hemostático de embalagem após o fígado ser lacerado.
    4. Cuidadosamente pegue o lobo meio-esquerdo do fígado e lacerar 75% do lobo com uma tesoura de íris cirúrgica. Coloque o laceradoD num tubo contendo PBS.
    5. Feche a parede abdominal com agrafos através de um aplicador de grampos. Segure a pele eo músculo em conjunto e disparar o grampo. Faça isso o mais rápido possível após a laceração do fígado para evitar a perda de sangue fora do abdômen. Em experimentos de sobrevivência, o abdômen é fechado em duas camadas. Uma sutura absorvível corrente para o músculo seguida por uma camada em execução de sutura não absorvível para a pele proporciona um fecho adequado.
    6. Para ratinhos que sejam para tempos de sobrevivência superiores a 30 minutos, os cateteres femorais devem ser removidos, a artéria ea veia amarradas com a sutura 3 do passo 2.2.6. As virilhas bilaterais são então fechadas em duas camadas como descrito no passo anterior.
    7. Após um período específico de interesse para hemorragia (30 min até 72 h), retire os grampos. Remova os triângulos de absorção e coloque em pesados ​​pesados ​​pré-pesados ​​correspondentes. Use triângulos de absorção adicionais para absorver qualquer sangue não absorvido.
  • Cuidados pós-operatórios
    1. Deixar os ratos que devem ser sacrificados aos 30 min na placa cirúrgica e sob monitoração constante e sob anestesia completa até o momento do sacrifício. Os ratinhos são eutanasiados com uma combinação de punção cardíaca e uma sobredosagem de isoflurano inalado.
    2. Coloque camundongos que são para pontos de tempo de sobrevivência mais longa em uma gaiola de recuperação em cima de uma almofada de aquecimento de circulação de água. Constantemente monitorar os ratos durante a recuperação e não deixar sem vigilância até que recuperar a consciência para manter a recumbência esternal. Retornar o mouse para gaiola espaço com outros ratos apenas uma vez que se recuperou da anestesia.
    3. Administrar analgesia pós-operatória com 0,1 mg / kg de buprenex via injeção subcutânea uma vez acordado da anestesia e a cada 12 h após até o momento do sacrifício.
    4. Permitir aos ratos acesso livre a comida e água depois de serem devolvidos aos seusGaiolas normais pós-operatórias.
    5. No momento do sacrifício para ratinhos de sobrevivência, a anestesia é realizada com isoflurano inalado. Uma vez sob anestesia, o sangue é recolhido através de uma punção cardíaca direita, a perda de sangue é registada como descrito acima e finalmente a eutanásia é segurada com uma sobredosagem de isoflurano.
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    Representative Results

    O modelo de laceração hepática resulta em perda de sangue reproduzível e consistente em ratos. A Figura 1A demonstra o peso consistente de fígado lacerado que pode ser obtido com um desvio padrão de apenas 0,02 g. Esta consistência no peso de fígado lacerado permite a capacidade de reproduzir o modelo entre camundongos e em diferentes configurações experimentais, tais como diferentes protocolos de ressuscitação. Além disso, o peso reproduzível do fígado lacerado, com um erro padrão de apenas 0,01 g, fornece um modelo mais padrão para hemorragia não controlada que é muitas vezes difícil de obter em modelos animais.

    A validação dos efeitos de sangramento de diferentes protocolos de tratamento no modelo é demonstrada na Figura 1B . Os ratinhos foram pré-tratados com heparina (66 unidades, como controlo positivo para perda de sangue), ou o ácido anti-fibrinolítico tranexâmico (TXA) (comoControlo negativo) e uma nanopartícula pro-hemostática validada previamente em ensaios de hemorragia de veias da cauda de murídeo. 15 Esses resultados demonstram a capacidade deste modelo para ser utilizado para avaliar os efeitos hemostáticos ou anticoagulantes no cenário de hemorragia.

    A hemorragia descontrolada é muitas vezes acompanhada de alterações hemodinâmicas que são importantes para monitorar. Na Figura 2, a pressão arterial média (MAP) de ratinhos individuais após laceração hepática demonstra que a queda precipitada e reprodutível na MAP após a laceração é realizada resultando num estado de choque hemorrágico. Isto é importante, pois permite os efeitos hemodinâmicos de diferentes medidas de ressuscitação ou intervenção e permite importantes insights sobre a fisiologia em torno de várias condições experimentais. Embora haja efeitos hemodinâmicos significativos após a laceração hepática,O modelo pode ser utilizado para avaliar os efeitos de sobrevida, já que o modelo foi avaliado em 72 h com uma sobrevida de 56% neste momento ( Figura 3 ).

    figura 1
    Figura 1: Validação da Laceração do Fígado. ( A ) Pesos representativos do fígado transeccionado. O peso médio do fígado foi de 0,26 g com um desvio padrão de 0,02 g e um erro padrão da média de 0,01 g. Estes resultados demonstram a consistência que pode ser obtida com a estimativa visual da nossa laceraão de 75%. ( B ) Perda de sangue em gramas após pré-tratamento com heparina, ácido tranexâmico e uma nanopartícula hemostática previamente validada. A perda média de sangue foi de 1,6, 0,60 e 0,65 g, respectivamente. Estes resultados validam a utilidade deste modelo para testar os efeitos hemostáticos ou anticoagulantes de um fármaco.


    Figura 2: Pressão Arterial Arterial Média após Laceração do Fígado. Os traçados gráficos de ratinhos individuais significam traçados de sangue arterial ao longo de 20 min que sofreram uma operação simulada ou laceração hepática. A laceração hepática é seguida por uma queda característica e precipitada na pressão arterial média (MAP) dos ratinhos que está ausente em ratinhos operados de forma simulada.

    Figura 3
    Figura 3: Curva de Sobrevivência de Kaplan-Meier após Laceração do Fígado. A sobrevivência de 72 h em ratinhos que sofreram lacera�o hep�ica sem qualquer tratamento foi 56%.

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    Discussion

    O modelo de laceração de fígado murino aqui descrito fornece um modelo confiável e consistente de hemorragia não controlada. Este modelo é simples de executar, mas há etapas importantes que exigem consideração meticulosa. A parte mais desafiadora tecnicamente do modelo é a canulação dos vasos femorais para monitorização hemodinâmica e administração de fluido / fármaco. Cuidado deve ser tomado durante a dissecção do nervo e da arteriotomia / venotomia. É importante não tocar o nervo durante a dissecção dos vasos para evitar danos resultantes nervo e possível paralisia, especialmente para os modelos de sobrevivência. A arteriotomia ea venotomia exigem manipulação delicada do vaso. Sugerimos o uso de tesoura microvascular para evitar a transecção acidental do vaso.

    Embora a lacera�o do f�ado seja menos tecnicamente desafiadora, �importante ser consistente na parte do modelo para assegurar hemorragia reproduz�el e consistente emo rato. Nosso modelo foi desenvolvido com a intenção de testar agentes pró-hemostáticos na ressuscitação e, portanto, uma importante consideração de posicionamento inclui garantir que os triângulos de absorção são colocados longe do local de laceração para evitar um efeito hemostático mecânico ou de empacotamento. Evite a manipulação desnecessária de outros órgãos e outros lobos do fígado para evitar lesões não intencionais ou sangramento durante esta parte da cirurgia. O abdômen deve ser fechado rapidamente após a laceração para evitar perda de sangue fora do abdômen.

    Os camundongos devem ser cuidadosamente monitorizados ao longo do procedimento, mas o mais importante após a laceração é realizada devido às alterações hemodinâmicas significativas que experimentam, como demonstramos na Figura 2 . Nossa experiência com essas mudanças hemodinâmicas significativas é que o mouse é improvável que sobreviva se seu MAP cair abaixo de 10mmHg por> 30 s e recomendamos sacrifício do rato em que este occUrs. Se um fluido ou fármaco está a ser testado para os seus efeitos hemostáticos, recomendamos a administração logo após a laceração, como os ratos tendem a coagular a área lacerada rapidamente. O uso do tratamento da dor é essencial se estiver interessado em realizar períodos de observação mais longos do que os descritos aqui. Além disso, os membros posteriores devem ser monitorizados quanto a sinais de isquemia após ligadura dos vasos femorais. Devido à extensa experiência com estes procedimentos cirúrgicos, a incidência desta complicação em nosso laboratório é inferior a 1% de todos os animais testados. 4 , 6

    Este modelo tem uma série de limitações importantes, incluindo o aspecto da hemorragia não controlada. Enquanto vemos hemorragia consistente em ratos em termos de perda de sangue, alguns ratos respondem de forma diferente e morrem rapidamente após a laceração. Outra limitação no modelo é o tamanho da laceração hepática. Enquanto nossos dados demonstram um erro padrão estreitoR no peso do fígado ressecado, quando realizada por indivíduos diferentes a possibilidade de maior variabilidade no tamanho da ressecção e, portanto, hemorragia certamente existe. Além disso, a curva de aprendizado para a dissecção microvascular e canulação pode ser tecnicamente desafiadora, e estimamos uma curva de aprendizado de 50 animais de nossa experiência, com uma curva de aprendizado estimada de 10 ratos para a reprodutibilidade da laceração hepática como descrito. De nossa experiência uma sobrevivência de 56% em 72 h pode ser esperada. Ao realizar o modelo para análise de sobrevivência, uma atenção especial à recuperação da anestesia e um adequado tratamento da dor são cruciais. No nosso modelo atual, não realizamos nenhum suplemento de fluido ou reanimação de drogas para os ratos além do que eles recebem antes da laceração do fígado. É importante observar que os animais devem ser monitorados de perto quanto a sinais de angústia na porção de sobrevivência do modelo e tratados adequadamente para a dor. Pentobarbital é nosso anestheTic de escolha para os pontos de tempo em que estávamos interessados, mas outras opções de anestesia são possíveis e podem afetar os resultados. Controle de dor é importante para monitorar de modo que os ratos são capazes de comer livremente e beber, que se não controlado pode levar a variabilidade fora da hemorragia e tratamento de interesse. Este modelo também se presta a ser combinado com outros modelos, tais lesão de tecido mole, pseudofractura, ou um modelo de politrauma. Também, este modelo poderia facilmente ser adaptado para estudar os efeitos de agentes hemostáticos tópicos em comparação com intravenosa. Múltiplas modificações alternativas deste modelo são possíveis, mas permanecem não testadas. Embora os animais neste modelo fossem combinados para idade e peso, é possível que animais de pesos diferentes pudessem ser utilizados e o tamanho da laceração hepática escolhida com base no peso. Resultados semelhantes podem ser esperados de laceração esplênica para os investigadores que não podem querer ferir o fígado, dependendo do ponto final dos interesses. Desconexão semelhanteForam utilizados modelos de hemorragia dirigida em outros animais 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , proporcionando modificações alternativas potenciais ao presente modelo. Finalmente, o tamanho da laceração pode ser aumentado para maximizar a perda de sangue, no entanto, descobrimos que isso aumenta substancialmente a mortalidade e que danos às veias hepáticas principais com modelos estendidos têm um maior grau de variabilidade.

    O fígado tem sido utilizado em modelos anteriores não controlados; Contudo, a maioria destes modelos foi realizada num modelo de rato. Nosso desenvolvimento de um modelo descontrolado de laceração hepática em ratos permite que os investigadores aproveitem a riqueza de raças geneticamente modificadas. Outras vantagens dos modelos murinos incluem a capacidade de realizar testes de alto rendimento, rentabilidade e facilidade de manuseio.Nosso modelo permite o monitoramento hemodinâmico, a quantificação da perda de sangue e a avaliação da mortalidade, estudos prévios que freqüentemente incluem apenas um desses aspectos da avaliação. Nós somos capazes de executar este modelo em múltiplos ratos simultaneamente, permitindo não só alto rendimento, mas diminuiu a variabilidade no modelo.

    Concluindo, apresentamos aqui um modelo reprodutível de hemorragia não controlada utilizando uma laceraçäo hepática padräo em modelo murino. Nosso modelo é ideal para avaliar novos fármacos hemostáticos no contexto de hemorragia ou trauma e pode ser utilizado em uma avaliação de curto prazo de perda de sangue ou realizado para avaliar efeitos de sobrevivência.

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    Disclosures

    Os autores não têm interesses financeiros concorrentes para declarar.

    Acknowledgments

    O trabalho deste manuscrito foi financiado pelo Dr. Neal pelo Programa Piloto do Instituto de Medicina Vascular em Hemostasia e Biologia Vascular (P3HVB) e pela AAST Research Fellowship. Este trabalho é apoiado por US National Institutes of Health concede 1 R35 GM119526-01 e UM1HL120877-01.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    SS/45 dumonts Fine Science Tools 11203-25
    surgical scissors Fine Science Tools 14068-12
    hemostats Fine Science Tools 13009-12
    microscissors Fine Science Tools 15000-08
    0.8 mm curved forceps Fine Science Tools 11009-13
    suture reel 6-0 Fine Science Tools 18020-60
    suture 4-0 silk w/ needle Owens Minor K188H
    gauze 4 x 4 can be purchased through any global vendor
    cotton-tip applicator can be purchased through any global vendor
    30 G needle can be purchased through any global vendor
    23 G needle can be purchased through any global vendor
    10 cc syringe can be purchased through any global vendor
    50 cc conical tube can be purchased through any global vendor
    1 cc syringe w/ 25G needle Fisher Scientific 14-826-88
    Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10) Fisher Scientific 14-170-12P
    Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50) Fisher Scientific 14-170-12B
    3-way stopcock Fisher Scientific NC9779127
    surgical blue pad Fisher Scientific 50-7105
    Sterile Field dressings Fisher Scientific NC9517505
    tape rolls 1" Corporate Express MMM26001
    straight side wide mouth jars VWR 159000-058
    stainless steel tray 8" x 11" VWR 62687-049
    male-male leur lock 3-way VWR 20068-909
    sterilization pouch 3" x 8" VWR 24008
    sterilization pouch 5" x 10" VWR 24010
    absorption triangles Fine Science Tools 18105-03
    7 mm wound clip applier Fisher Scientific E0522687
    1,000 7 mm wound clips Fisher Scientific E0522687
    betadine (4 oz) can be purchased through any global vendor
    sterile gloves can be purchased through any global vendor
    eppendorfs  can be purchased through any global vendor
    1/2 cc Lo-Dose insulin syringe Fisher Scientific 12-826-79
    small weigh boat can be purchased through any global vendor
    lactated ringers can be purchased through any global vendor
    hepranized saline solution (.1 µL; hep + 9.9 µL; NaCl) can be purchased through any global vendor
    phosphate buffered saline  can be purchased through any global vendor
    pentobarbital  can be purchased through any global vendor
    Wild M650 microscope w/ boom stand Leica
    Digi-Med BPA-400 analyzer & systems integrator Micro-Med SYS-400
    TXD-310 (Digi-Med Transducer)  Micro-Med TXD-300
    Computer Dell
    microbead instrument sterilizer VWR 11156-002
    Oster A5 clippers w. size 40 blade VWR 10749-020
    circulating heating pad 18 x 26 Harvard py872-5272
    rectal thermometer Kent Scientific RET-3

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    References

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    Dyer, M., Haldeman, S., Gutierrez,More

    Dyer, M., Haldeman, S., Gutierrez, A., Kohut, L., Sen Gupta, A., Neal, M. D. Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring. J. Vis. Exp. (123), e55554, doi:10.3791/55554 (2017).

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