Ongecontroleerde hemorragische shock, gemodificeerd via leverlakeratie in muizen met realtime hemodynamische monitoring

Summary

Ongecontroleerde bloeding, een belangrijke oorzaak van sterfte onder traumapatiënten, kan gemodelleerd worden met behulp van een standaard leverlaceratie in een muizen model. Dit model resulteert in consistent bloedverlies, overleving, en maakt het mogelijk om hemostatische stoffen te testen. Dit artikel geeft de stap voor stap het uitvoeren van dit waardevolle model.

Abstract

Ongecontroleerde bloeding is een belangrijke oorzaak van preventieve sterfte onder traumapatiënten. Wij hebben een muizenmodel ontwikkeld van onbeheerde bloeding via een leverbeschadiging die resulteert in consistent bloedverlies, hemodynamische veranderingen en overleving.

Muizen ondergaan een gestandaardiseerde resectie van de linker-middelloop van de lever. Ze mogen zonder bloei ingeademd worden. Hemostatische middelen kunnen worden toegediend als voorbehandeling of reddingstherapie, afhankelijk van de interesse van de onderzoeker. Tijdens de bloeding wordt realtime hemodynamische monitoring via een linker femorale arteriële lijn uitgevoerd. Muizen worden dan geofferd, bloedverlies wordt gekwantificeerd, bloed wordt verzameld voor verdere analyse en organen worden geoogst voor analyse van letsel. Experimenteel ontwerp is beschreven om gelijktijdig te testen van meerdere dieren.

Leverbloeding als een model van onbeheerde bloeding bestaat iN de literatuur, voornamelijk in rat- en varkensmodellen. Sommige van deze modellen maken gebruik van hemodynamische controle of kwantificeren bloedverlies maar hebben geen consistentie. Het huidige model bevat kwantificering van bloedverlies, real-time hemodynamische controle in een muizenmodel dat het voordeel biedt van het gebruik van transgene lijnen en een hoogdoorlaatmechanisme om de pathofysiologische mechanismen verder te onderzoeken bij onbeheerde bloeding.

Introduction

Trauma is de belangrijkste doodsoorzaak en invaliditeit bij jongeren wereldwijd. ¹ Onbeheerde bloeding blijft een belangrijke oorzaak van sterfte bij ernstig gewonde traumapatiënten. ² Beheersing van de bloederende traumapatiënt is tweeledig: controle van chirurgische bloeding en reanimatie en vervanging van verloren bloed.

Diermodellen van hemorragische shock zijn de hoeksteen in het trauma onderzoek en kunnen gebruikt worden in de evaluatie van de pathofysiologie en de behandeling van traumatische / hemorragische shock. ^{3 , 4} Schokken in diermodellen kunnen in grote mate worden verwezenlijkt door twee methoden: gecontroleerde bloeding en onbeheerde bloeding. ^{5 , 6} Controle-bloeding wordt uitgevoerd door verwijdering van een vast bloedvolume of door bloedverwijdering om een ​​bepaalde bloeddruk te bereiken (vaste druk). Terwijl deSe modellen zijn nuttig bij de evaluatie in de mechanismen en immuunveranderingen bij hemorragische shock, ze zijn niet van toepassing op het testen van hemostatische stoffen en mimiceren niet het klinische scenario van bloeding na trauma. In deze mate trachten we een model van onbeheerde bloeding te ontwikkelen die ons toelaten om hemostatische veranderingen en pro-coagulerende middelen in een muizenmodel te testen. De lever is een aantrekkelijke optie voor onbeheerde bloeding onder invloed van de dubbele bloedtoevoer naar de lever en het is een van de meest gewonde intrabdominale organen in zowel stomp en doordringend trauma. Gezien de hoge klinische relevantie, is de lever gebruikt als een model van onbeheerde bloeding, meestal bij rat- en varkensmodellen, maar ook onlangs in primaten. ^{7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12} 13 ^{, 14}

De rat- en varkensmodellen van onbeheerde leverbloeding, die waardevol zijn bij het kijken naar resuscitatiepraktijken en hemodynamische controle, zijn minder voordelig dan een muizenmodel om verschillende redenen, zoals kosten, aantal dieren die gebruikt worden en belangrijker het relatieve gebrek aan transgene lijnen die beschikbaar zijn voor analyse Van specifieke cellulaire en moleculaire signalering. Het huidige muizenmodel deelt belangrijke overeenkomsten met bestaande leverblosemodellen, waaronder gestandaardiseerde leverlaceratie, bloedverlieskwantificatie, hemodynamische monitoring en het vermogen om overlevingsanalyse uit te voeren. Veel bestaande modellen bevatten slechts enkele van deze aspecten, terwijl ons model is ontwikkeld om veel van de fysiologische variaties te metenBles gelijktijdig en in meerdere muizen. Ook de ontwikkeling van een muizenmodel opent de deur naar onderzoeken buiten reanimatie en in grotere pathofysiologische mechanismen bij onbeheerde bloeding met het potentieel van een kosteneffectief, high-throughput model met behulp van geavanceerde moleculaire technieken.

Protocol

Muizen werden gehuisvest in overeenstemming met de Universiteit van Pittsburgh (Pittsburgh, PA, USA) en National Institutes of Health (NIH; Bethesda, MD, USA) richtlijnen voor dierenverzorging in specifieke pathogeenvrije condities met 12 uur lichte donkere cycli en vrije toegang tot Standaard voer en water. Alle dierproeven werden goedgekeurd en uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen die door het Animal Research and Care Committee van de Universiteit van Pittsburgh zijn uiteengezet.

1. Chirurgische veld- en instrumentinstellingen

1. Steriliseer alle chirurgische instrumenten, hechtingen, gaas, katoenen tip applicators, buizen en buizen voor de procedure.
   1. Steriliseer chirurgische instrumenten, hechtingen, gaas en katoenen tip applicators in een autoclaaf. Steriliseer de buizen en de buisverbindingen met ethyleenoxide.
2. Chirurgisch veld
   1. Zet een watercirculerende verwarmingspaneel aan en zet deze op 37 ° C. Plaats een surgiCal blue pad bovenop en dan een steriele draperie bovenop de chirurgische blauwe pads.
   2. Open alle gesteriliseerde instrumenten op de steriele draperie. Gebruik steriele handschoenen om de steriliteit tijdens deze stap te voorkomen.
   3. Vul een roestvrijstalen kom met 70% ethanol en zet opzij. Dit wordt gebruikt om instrumenten tussen dieren te reinigen.
   4. Zet de microbead sterilisator aan en laat het verwarmen tot 150 ° C. Dit wordt ook gebruikt om instrumenten tussen dieren te reinigen. Als u operatie uitvoert op meer dan 5 muizen, moet u de instrumenten veranderen in een nieuwe steriele set.
3. Transducer Set-up
   1. Sluit een steriele transducer, PE-50 slang, twee 23G naalden, en mannelijke luer, en een drie-weg stopcock. ⁶
   2. Kalibreer en doe de transducer op volgens de instructies van de fabrikant.

2. Chirurgische Proces van de Lever Laceratie

1. Anesthesie Inductie en Positie
2. Spuit natriumpentobarbital intraperitoneaal in bij een dosis van 70 mg / kg. Anesthesie moet tussen 5-10 minuten in werking treden; Bepaal diepte van de verdoving met een teenknijp. Als de muis een reactie heeft op de teenknijp, is extra tijd of verdoving nodig. Als tijdens de procedure extra anesthesie nodig is, vul dan natriumpentobarbital aan. Geef geen supplementen in grotere hoeveelheden dan 0,05 ml om overdosering te voorkomen.
3. Nadat de muis helemaal onder verdoving is, plaats de muis op een chirurgische raad. Bevestig alle vier de ledematen van de muis aan het bord met tape.
4. Scheer de buik en bilaterale lies met een scheermes.
5. Soak steriele gaas met betadine en doe dit op de buik en bilaterale groenten voor de operatie. Voor overlevingsexperimenten prepareer de buik en de groenten met betadine gevolgd door ethanol voor in totaal drie prep cycli.
6. Plaats een rectale temperatuursensor om de kerntemperatuur gedurende de gehele procedure te controleren. Houd de cErts temperatuur tussen 35-37 ° C.

Femorale slagader en veneuze kanulatie

1. Voor veneuze katheteropstelling: vul PE-10-buizen, een 30 G-naald en een driewegsklok met de oplossing van Lactated Ringer uit een IV-tas.
2. Voor arteriële catheteropstelling: vul PE-10-buis en 30G-naald met gehardiniseerde zoutoplossing (1:10 verdunning van 1000 U heparine). Heparine-zoutoplossing is nodig om stolling te voorkomen.
3. Plaats de muis onder een dissectiemicroscoop.
4. Maak een 4-5 mm longitudinale snede over de liesspier met behulp van chirurgische Iris schaar. Met behulp van Dumont-tangen pak het vetweefsel vast dat verbonden is met de adductor spier en trek zijdelings voor een schone blootstelling van de femorale bundel. Ontleed niet door het vetweefsel, aangezien dit tot vaatbeschadiging zal leiden.
5. Ontleed de zenuw uit de ader en de ader zorgvuldig met de Dumont-tang. Er is een vet pad naast de zenuw. Pak dit met een Dumont Forcep anD zijwaarts trekken; Dit trekt de zenuw weg van de slagader en creëert een vliegtuig voor dissectie. Ontleed met andere Dumont Forcep het bindweefsel tussen de zenuw en de slagader.
   1. Grijp de zenuw niet tijdens dit deel van de dissectie.
6. Loop drie 6-0 zijde hechtingen rond de slagader en ader proximaal aan de profunda femoris opstijgen.
   1. Plaats hechting 1 meest proximaal en los los.
   2. Plaats hechting 2 meest distaal en bind onmiddellijk.
   3. Plaats hechting 3 tussen hechting 1 en 2 en los los.
7. Maak een arteriotomie op het ventrale oppervlak van het vat. Gebruik van microvasculaire scharen wordt aanbevolen om de arteriotomie te maken om transcriptie van het vat te vermijden.
8. Steek de driewegkatheter in de slagader in. Houd Suture 1 en 2 onmiddellijk vast om de katheter vast te zetten.
9. Sluit de driewegskatheter aan op de transducer en verzamel de basisgegevens van de bloeddruk.
10. Herhaal stappen 2.2.4 - 2.2.6 op de tegenovergestelde lies. Kannuleer de femorale ader op een soortgelijke manier als de slagader. Voer een venotomie uit op het ventrale oppervlak van het vat, gevolgd door de inbrengen van de katheter. Deze katheter kan worden gebruikt voor vloeistof- of geneesmiddeladministratie.

Lever Laceratie

1. Pre-weeg een buis met 0,5 ml PBS, drie absorptie driehoeken, en een weeg boot per muis.
2. Maak een ventrale middenlijn laparotomie incisie beginnend bij het xiphoide proces en verleng caudally om de blootstelling van de lever volledig mogelijk te maken.
3. Plaats een absorptie driehoek in de buik tegen de rechter buikwand. Herhaal aan de linkerkant.
   1. Zorg ervoor dat de absorptie driehoek weg is van de lever om een ​​verpakking hemostatic effect te vermijden nadat de lever is gescheurd.
4. Pak de linker-middelloop van de lever voorzichtig en snijd 75% van de lap met chirurgische Iris-schaar. Plaats het snoerD segment in een buis die PBS bevat.
5. Sluit de buikwand met nietjes aan via een nietjesapparaat. Pak de huid en de spieren bij elkaar en brand de nietjes. Doe dit zo snel mogelijk na de leververgroting om bloedverlies buiten de buik te vermijden. Bij overlevingsexperimenten is de buik in twee lagen gesloten. Een lopende, absorbeerbare hechting voor de spier gevolgd door een lopende laag van niet-absorbeerbare hechting voor de huid zorgt voor een afdoende afsluiting.
6. Voor muizen die langer dan 30 minuten voor overlevingstijdpunten zijn, dienen de femorale katheters verwijderd te worden, de slagader en de ader zijn vastgelegd met hechting 3 van stap 2.2.6. Bilaterale groenten worden dan in twee lagen afgesloten, zoals beschreven in de vorige stap.
7. Na een bepaalde tijd van interesse voor bloeding (30 minuten tot 72 uur), verwijder de nietjes. Verwijder de absorptiedriehoeken en plaats in overeenkomstige voorgewogen weegboten. Gebruik extra absorptiedriehoeken om ongeabsorbeerd bloed op te slikken.

Postoperatieve zorg

1. Laat muizen die 30 minuten op de operatieplank worden geofferd en onder constante bewaking en onder volledige verdoving tot op het moment van het offeren. Muizen worden geëuthaniseerd met een combinatie van cardiale punctuur en een overdosis ingeademd isofluraan.
2. Plaats muizen die langer zijn dan de overlevingstijd in een herstelkooi bovenop een watercirculerende verwarmingspaneel. Controleer de muizen voortdurend tijdens het herstel en laat het niet onbewaakt achter totdat ze het bewustzijn herwinnen om de sternale recumbency te behouden. Keer de muis terug om alleen met andere muizen ruimte te besparen zodra het verdient is van verdoving.
3. Administreer postoperatieve analgesie met 0,1 mg / kg buprenex via subcutane injectie, wekelijks verdoofd van verdoving en elke 12 uur na tot opofferingstijd.
4. Laat muizen vrije toegang tot eten en water nadat ze zijn teruggegeven aan hunNormale kooien postoperatief.
5. Op het moment van het offeren voor overlevingsmuizen wordt anesthesie bereikt met inhalatie isofluraan. Eens onder verdoving wordt bloed verzameld via een hartkardiale punctie, bloedverlies wordt geregistreerd zoals hierboven beschreven en uiteindelijk is euthanasie verzekerd met een overdosis isofluraan.

Representative Results

Het leverlaceratiemodel resulteert in reproduceerbaar en consistent bloedverlies bij muizen. Figuur 1A toont het consistente gewicht van verscheurde lever die kan worden verkregen met een standaardafwijking van slechts 0,02 g. Deze consistentie in versneld lever gewicht maakt het mogelijk om het model tussen muizen en in verschillende experimentele opstellingen te reproduceren, zoals verschillende resuscitatieve protocollen. Ook het reproduceerbare gewicht van de gesmolten lever, met een standaardfout van slechts 0,01 g, levert een meer standaard model voor onbeheerde bloeding die vaak moeilijk in diermodellen te verkrijgen is.

Validatie van de bloeiende effecten van verschillende behandelingsprotocollen in het model worden getoond in Figuur 1B . Muizen werden vooraf behandeld met heparine (66 eenheden, als een positieve controle op bloedverlies), of het anti-fibrinolytische, tranexaminezuur (TXA) (als eenNegatieve controle), en een gevalideerde pro-hemostatische nanopartikel die eerder werd getest in muizenstertveneuze bloedingen. ¹⁵ Deze resultaten tonen aan dat dit model kan worden gebruikt om de hemostatische of anticoagulerende effecten bij de bloeding te beoordelen.

Ongecontroleerde bloeding komt vaak gepaard met hemodynamische afwijkingen die belangrijk zijn om te controleren. In Figuur 2 blijkt dat de gemiddelde arteriële bloeddruk (MAP) van afzonderlijke muizen na leververgroting blijkt dat een druppelvormige en reproduceerbare daling in MAP na de laceratie is uitgevoerd, wat resulteert in een hemorragische schoktoestand. Dit is belangrijk omdat het de hemodynamische effecten van verschillende resuscitatieve of interventiemaatregelen mogelijk maakt en toelaat voor een belangrijk inzicht in de fysiologie die verschillende experimentele omstandigheden omringt. Hoewel er sprake is van significante hemodynamische effecten na de leververgroting, hebben we t gevondenHoed het model kan gebruikt worden om de overlevingseffecten te beoordelen, aangezien het model op 72 uur is geëvalueerd met een overleving van 56% op dit tijdstip ( Figuur 3 ).

Figuur 1: Lever Laceratie Validatie. ( A ) Representatieve gewichten van de getransfecteerde lever. Het gemiddelde levergewicht was 0,26 g met een standaardafwijking van 0,02 g en een standaardfout van het gemiddelde van 0,01 g. Deze resultaten tonen de consistentie die kan worden verkregen met visuele schatting van onze 75% laceratie. ( B ) Bloedverlies in gram na voorbehandeling met heparine, tranexaminezuur en een eerder gevalideerde hemostatische nanoparticle Gemiddeld bloedverlies was respectievelijk 1,6, 0,60 en 0,65 g. Deze resultaten valideren het nut van dit model om de hemostatische of anticoagulerende effecten van een geneesmiddel te testen.

Figuur 2: Gemiddelde arteriële bloeddruk na lever Laceratie. Grafische tracingen van individuele muizen betekenen arteriële bloedtracingen over 20 minuten die ook een sham operatie of leverletsel ondergaan. De leverlaceratie wordt gevolgd door een karakteristieke en druppelachtige daling in de gemiddelde arteriële bloeddruk (MAP) van de muizen die afwezig zijn in muizen met schaamte.

Figuur 3: Kaplan-Meier Survival Curve Na Lever Laceratie. Het 72 uur overleving bij muizen die de leververgroting ondergaan zonder enige behandeling bleek 56% te zijn.

Discussion

Het hier beschreven murine leverlaceratiemodel biedt een betrouwbaar, consistent model van onbeheerde bloeding. Dit model is eenvoudig te verrichten, maar er zijn belangrijke stappen die zorgvuldig overwegen. Het meest technisch uitdagende deel van het model is de canulatie van de femorale vaten voor hemodynamische controle en vloeistof- / geneesmiddeladministratie. Bij de dissectie van de zenuw en de arteriotomie / venotomie moet voorzichtig zijn. Het is belangrijk om de zenuw niet aan te raken tijdens de dissectie van de vaten om zenuwschade en mogelijke verlamming te voorkomen, vooral voor overlevingsmodellen. De arteriotomie en venotomie vereisen een delicate behandeling van het vat. Wij raden u aan om gebruik te maken van microvasculaire scharen om per ongeluk transectie van het vat te voorkomen.

Terwijl de leverletsel minder technisch uitdagend is, is het belangrijk om consistent te zijn in het deel van het model om reproduceerbare en consistente bloeding te waarborgen inde muis. Ons model is ontwikkeld met als doel pro hemostatische stoffen bij reanimatie te testen en daarom houdt een belangrijke plaatsing in overweging erop toe dat de absorptiedriehoeken van de laceratieplaats verwijderd worden om een ​​verpakking of mechanisch hemostatisch effect te vermijden. Vermijd onnodige manipulatie van andere organen en andere levers van de lever om onbedoeld letsel of bloeden te voorkomen tijdens dit deel van de operatie. De buik moet snel afgesloten worden na de laceratie om bloedverlies buiten de buik te vermijden.

De muizen moeten nauwkeurig worden gecontroleerd door de procedure, maar vooral nadat de laceratie is uitgevoerd, gezien de significante hemodynamische veranderingen die ze ervaren zoals we in Figuur 2 hebben aangetoond. Onze ervaring met deze significante hemodynamische veranderingen is dat de muis onwaarschijnlijk zal overleven als hun MAP minder dan 10mmHg dalt> 30 s en wij raden het offer van de muis aan waarin dit voorkomturs. Als een vloeistof of medicijn moet worden getest op zijn hemostatische effecten, raden wij u aan om snel na de laceratie de toediening aan te bevelen, aangezien de muizen het gelakt gebied snel koppelen. Gebruik van pijnbeheer is essentieel indien u geïnteresseerd bent in het uitvoeren van meer observatie-tijdspunten dan hier beschreven. Ook moeten de achterste ledematen worden gecontroleerd op tekenen van ischemie na ligatie van de femorale vaten. Vanwege de uitgebreide ervaring met deze chirurgische procedures is de incidentie van deze complicatie in ons laboratorium minder dan 1% van alle geteste dieren. ^{4 , 6}

Dit model heeft een aantal belangrijke beperkingen, waaronder het aspect van onbeheerde bloeding. Terwijl we constante bloeding in muizen zien in termen van bloedverlies, reageren sommige muizen anders en zullen ze snel na de laceratie sterven. Een andere beperking in het model is de grootte van de leververgroting. Terwijl onze gegevens een smalle standaard erro aantonenR in het gewicht van de gereserveerde lever, wanneer uitgevoerd door verschillende individuen, bestaat de mogelijkheid voor grotere variabiliteit in resectiegrootte en dus bloeding bestaat zeker. Daarnaast kan de leercurve voor de microvasculaire dissectie en cannulatie technisch uitdagend zijn en we schatten een leercurve van 50 dieren uit onze ervaring, met een geschatte leercurve van 10 muizen voor de reproduceerbaarheid van de leververgroting zoals beschreven. Uit onze ervaring kan een overleving van 56% op 72 uur worden verwacht. Bij het uitvoeren van het model voor overlevingsanalyse zijn de aandacht voor herstel van verdoving en het juiste pijnbeheer cruciaal. In ons huidige model hebben we geen aanvullende vloeistof- of geneesmiddelresuscitatie uitgevoerd aan de muizen boven wat ze vóór de leveraceratie ontvangen. Het is belangrijk om op te merken dat dieren nauwkeurig moeten worden gecontroleerd op tekenen van nood in het overlevingsgedeelte van het model en adequaat behandeld voor pijn. Pentobarbital is onze anestheeTic van keuze voor de tijdspunten waarnaar we geïnteresseerd waren, maar andere keuzes van verdoving zijn mogelijk en kunnen de resultaten beïnvloeden. Pijnbestrijding is belangrijk om te controleren zodat de muizen vrij kunnen eten en drinken, die, indien niet gecontroleerd, kunnen leiden tot variabiliteit buiten de bloeding en behandeling van belangstelling. Dit model leent zich ook in combinatie met andere modellen, zoals een zacht weefsel letsel, pseudofractuur of een polytrauma model. Ook dit model kan gemakkelijk aangepast worden om de effecten van topische hemostatische stoffen te onderzoeken in vergelijking met intraveneuze. Meerdere alternatieve wijzigingen van dit model zijn mogelijk maar blijven ongetest. Hoewel dieren in dit model werden aangepast aan leeftijd en gewicht, is het mogelijk dat dieren van verschillende gewichten worden gebruikt en de grootte van de leververgroting op basis van gewicht gekozen. Soortgelijke resultaten kunnen worden verwacht van miltlaceratie voor onderzoekers die de lever niet kunnen verwonden afhankelijk van het eindpunt van belangen. Soortgelijke onbeheersingGeleide bloedingmodellen zijn gebruikt in andere dieren ^{7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12, die} potentiële alternatieve wijzigingen van het onderhavige model verschaffen. Tenslotte kan de vergroting groter worden om het bloedverlies te maximaliseren, maar we hebben geconstateerd dat dit de mortaliteit aanzienlijk toeneemt en dat schade aan de belangrijkste leveraders met uitgebreide modellen een hogere mate van variabiliteit heeft.

De lever is gebruikt in eerdere onbeheerde modellen; De meeste van deze modellen werden echter uitgevoerd in een ratmodel. Onze ontwikkeling van een ongecontroleerd leverlaceratiemodel in muizen maakt het mogelijk dat onderzoekers profiteren van de rijkdom van genetisch gemodificeerde rassen. Andere voordelen van muizenmodellen zijn de mogelijkheid om high-throughput testen, kosteneffectiviteit en gemak te behandelen.Ons model laat hemodynamische controle toe, kwantificering van bloedverlies, en evaluatie van sterfte, die voorafgaande studies vaak slechts een van deze aspecten van evaluatie bevatten. We kunnen dit model op meerdere muizen uitvoeren, waardoor tegelijkertijd niet alleen hoge doorvoer mogelijk is, maar ook variabiliteit in het model.

Ten slotte presenteren we hier een reproduceerbaar model van onbeheerde bloeding waarbij gebruik wordt gemaakt van een standaard leverlaceratie in een muizen model. Ons model is ideaal voor het evalueren van nieuwe hemostatische geneesmiddelen bij het plaatsen van bloeding of trauma en kan worden gebruikt bij een korte termijn evaluatie van bloedverlies of uitgevoerd om de overlevingseffecten te evalueren.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
SS/45 dumonts	Fine Science Tools	11203-25
surgical scissors	Fine Science Tools	14068-12
hemostats	Fine Science Tools	13009-12
microscissors	Fine Science Tools	15000-08
0.8 mm curved forceps	Fine Science Tools	11009-13
suture reel 6-0	Fine Science Tools	18020-60
suture 4-0 silk w/ needle	Owens Minor	K188H
gauze 4 x 4	can be purchased through any global vendor
cotton-tip applicator	can be purchased through any global vendor
30 G needle	can be purchased through any global vendor
23 G needle	can be purchased through any global vendor
10 cc syringe	can be purchased through any global vendor
50 cc conical tube	can be purchased through any global vendor
1 cc syringe w/ 25G needle	Fisher Scientific	14-826-88
Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10)	Fisher Scientific	14-170-12P
Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50)	Fisher Scientific	14-170-12B
3-way stopcock	Fisher Scientific	NC9779127
surgical blue pad	Fisher Scientific	50-7105
Sterile Field dressings	Fisher Scientific	NC9517505
tape rolls 1"	Corporate Express	MMM26001
straight side wide mouth jars	VWR	159000-058
stainless steel tray 8" x 11"	VWR	62687-049
male-male leur lock 3-way	VWR	20068-909
sterilization pouch 3" x 8"	VWR	24008
sterilization pouch 5" x 10"	VWR	24010
absorption triangles	Fine Science Tools	18105-03
7 mm wound clip applier	Fisher Scientific	E0522687
1,000 7 mm wound clips	Fisher Scientific	E0522687
betadine (4 oz)	can be purchased through any global vendor
sterile gloves	can be purchased through any global vendor
eppendorfs	can be purchased through any global vendor
1/2 cc Lo-Dose insulin syringe	Fisher Scientific	12-826-79
small weigh boat	can be purchased through any global vendor
lactated ringers	can be purchased through any global vendor
hepranized saline solution (.1 µL; hep + 9.9 µL; NaCl)	can be purchased through any global vendor
phosphate buffered saline	can be purchased through any global vendor
pentobarbital	can be purchased through any global vendor
Wild M650 microscope w/ boom stand	Leica
Digi-Med BPA-400 analyzer & systems integrator	Micro-Med	SYS-400
TXD-310 (Digi-Med Transducer)	Micro-Med	TXD-300
Computer	Dell
microbead instrument sterilizer	VWR	11156-002
Oster A5 clippers w. size 40 blade	VWR	10749-020
circulating heating pad 18 x 26	Harvard	py872-5272
rectal thermometer	Kent Scientific	RET-3