Summary
Неконтролируемое кровоизлияние, являющееся важной причиной смертности среди пациентов с травмой, можно смоделировать с использованием стандартного разрыва печени в мышиной модели. Эта модель приводит к постоянной кровопотере, выживаемости и позволяет тестировать гемостатические агенты. В этой статье представлен пошаговый процесс выполнения этой ценной модели.
Abstract
Неконтролируемое кровотечение является важной причиной предотвратимых смертей среди пациентов с травмой. Мы разработали мышиную модель неконтролируемого кровоизлияния через разрыв печени, что приводит к постоянной потере крови, гемодинамическим изменениям и выживанию.
Мышам подвергается стандартизированная резекция лево-средней доли печени. Им разрешено кровоточить без механического вмешательства. Гемостатические агенты можно вводить в качестве предварительной терапии или спасательной терапии в зависимости от интереса исследователя. Во время кровотечения проводится гемодинамический мониторинг в режиме реального времени через левую бедренную артериальную линию. Затем мышей умерщвляли, измеряли кровопотерю, собирали кровь для дальнейшего анализа, а органы собирали для анализа повреждений. Описана экспериментальная схема, позволяющая проводить одновременные испытания нескольких животных.
Геморрагия печени как модель неконтролируемого кровоизлияния существуетВ литературе, главным образом, в моделях крыс и свиней. Некоторые из этих моделей используют гемодинамический мониторинг или количественную оценку потери крови, но не имеют последовательности. Настоящая модель включает количественную оценку кровопотери, гемодинамический мониторинг в режиме реального времени в мышиной модели, которая дает преимущество использования трансгенных линий и механизма высокой пропускной способности для дальнейшего исследования патофизиологических механизмов при неконтролируемом кровотечении.
Introduction
Травма является основной причиной смерти и инвалидности среди молодежи во всем мире. 1 Неконтролируемое кровоизлияние остается основной причиной смертности среди тяжело травмированных пациентов с травмой. 2 Управление пациентом с кровоточащей травмой двойное: контроль хирургического кровотечения, реанимация и замена потерянной крови.
Животные модели геморрагического шока были краеугольным камнем в исследовании травмы и могут быть использованы при оценке патофизиологии и лечения травматического / геморрагического шока. 3 , 4 Удар на животных моделях может быть достигнут в широком смысле двумя методами: контролируемое кровоизлияние и неконтролируемое кровоизлияние. 5 , 6 Контролируемое кровоизлияние выполняется путем удаления фиксированного объема крови или путем удаления крови для достижения определенного кровяного давления (фиксированного давления). В то времяСе модели полезны при оценке механизмов и иммунных изменений при геморрагическом шоке, они не применимы к тестированию гемостатических агентов и не имитируют клинический сценарий кровотечения после травмы. В этой степени мы стремились разработать модель неконтролируемого кровоизлияния, которая позволила бы нам проверять гемостатические изменения и прокоагулянты в мышиной модели. Печень является привлекательным вариантом для неконтролируемого кровоизлияния частично из-за двойного кровоснабжения печени и является одним из наиболее часто повреждаемых внутрибрюшных органов при тупой и проникающей травме. Учитывая высокую клиническую значимость, печень используется как модель неконтролируемого кровоизлияния, чаще всего в моделях крыс и свиней, но в последнее время и у приматов. 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 13 , 14
Крысиные и свиные модели неконтролируемого кровоизлияния в печени, хотя они и ценны при изучении методов реанимации и гемодинамического мониторинга, менее выгодны, чем модели для мыши по различным причинам, таким как стоимость, количество используемых животных и, что важно, отсутствие трансгенных линий, доступных для анализа Специфической клеточной и молекулярной сигнализации. Нынешняя модель мыши имеет важное сходство с существующими моделями кровотечений в печени, включая стандартизованное разрывание печени, количественную оценку кровопотери, гемодинамический мониторинг и способность выполнять анализ выживаемости. Многие существующие модели включают только некоторые из этих аспектов, тогда как наша модель была разработана для измерения многих физиологических вариацийОдновременно и у нескольких мышей. Кроме того, разработка мышиной модели открывает двери для исследований за пределами реанимации и в механизмы большей патофизиологии при неконтролируемом кровотечении с потенциалом рентабельной и высокопроизводительной модели с использованием передовых молекулярных методов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Мышей содержали в соответствии с Питтсбургским университетом (Питтсбург, Пенсильвания, США) и Национальными институтами здравоохранения (NIH, Bethesda, MD, USA) руководствами по уходу за животными в конкретных условиях без патогенов с 12-часовыми циклами светлого-темного цвета и свободным доступом к Стандартного корма и воды. Все эксперименты на животных были одобрены и проведены в соответствии с руководящими принципами, изложенными Комитетом по исследованиям и уходу за животными в Университете Питтсбурга.
1. Хирургическое поле и настройка прибора
- Перед процедурой стерилизуют все хирургические инструменты, шовный материал, марлю, аппликаторы на хлопчатобумажных кончиках, шланги и трубки.
- Стерилизовать хирургические инструменты, шовные, марлевые и аппликаторы с хлопковым наконечником в автоклаве. Стерилизовать соединительные трубки и трубки с этиленоксидом.
- Хирургическое поле
- Включите водяную циркуляционную грелку и установите температуру 37 ° C. Место хирургического вмешательстваСинюю подушку на ней сверху, а затем стерильную драпировку поверх хирургической синей подушки.
- Откройте все стерилизованные инструменты на стерильной драпировке. Используйте стерильные перчатки, чтобы избежать нарушения стерильности во время этого шага.
- Заполните чашу из нержавеющей стали 70% -ным этанолом и отложите в сторону. Это будет использоваться для очистки инструментов между животными.
- Включите микробарабанный стерилизатор и дайте ему нагреться до 150 ° C. Это также будет использоваться для очистки инструментов между животными. При проведении операции на более чем 5 мышах обязательно смените инструменты на новый стерильный набор.
- Настройка датчика
- Подключите стерильный преобразователь, трубку PE-50, две иглы 23G и мужскую рубашку luer и трехходовой запорный кран. 6
- Откалибруйте и обнулите преобразователь согласно инструкциям производителя.
2. Хирургическая процедура разрывания печени
- Индукция и позиционирование анестезии
- Вводите пентобарбитал натрия внутрибрюшинно в дозе 70 мг / кг. Анестезия должна вступить в силу между 5-10 мин; Оценить глубину анестезии пальцами ног. Если у мыши есть реакция на повышение пальцев стопы, требуется дополнительное время или анестезия. Если во время процедуры необходима дополнительная анестезия, добавьте пентобарбитал натрия. Не давать добавки в больших количествах, чем 0,05 мл для предотвращения передозировки.
- После того, как мышь полностью находится под анестезией, поместите мышь на спину на хирургический щит. Закрепите все четыре конечности мыши доски лентой.
- Брить бритвой бритвой и двухсторонними пахами.
- Замочите стерильную марлю бетадином и нанесите на живот и двусторонние пахи для хирургии. Для экспериментов по выживанию препарируйте брюшную полость и пахи бетадином, затем этанол, в общей сложности три подготовительных цикла.
- Вставьте ректальный датчик температуры, чтобы контролировать температуру ядра во время процедуры. Держите cТемпература руды между 35-37 ° C.
- Для установки венозного катетера: заполните трубку PE-10, иглу 30 G и трехсторонний кран с раствором Lactated Ringer из пакета IV.
- Для установки артериального катетера: заполните трубку PE-10 и иглу 30G гепаринизированным физиологическим раствором (разведение 1:10 гепарина 1000 U). Гепарин-солевой раствор необходим для предотвращения свертывания крови.
- Поместите мышь под рассекающий микроскоп.
- Сделайте 4-5 мм продольный разрез над паховой мышцей с помощью хирургических ножниц Iris. Используя пинцеты Дюмонта, захватите жировую ткань, связанную с мышцей приводящего мышцы, и потяните латерально для чистой экспозиции бедренной связки. Не рассекайте через жировую ткань, так как это приведет к сосудистому повреждению.
- Тщательно рассекайте нерв от артерии и вены с помощью щипцов Дюмонта. Есть жировая прокладка, прилегающая к нерву. Возьмите это с одним усилием Дюмона иD тянуть сбоку; Это оттягивает нерв от артерии, создавая плоскость для вскрытия. С помощью других силмона Дюмон прямо рассекает соединительную ткань между нервом и артерией.
- Не хватайте нерв во время этой части диссекции.
- Протяните три шовных шва 6-0 вокруг артерии и вены, проксимальной к бедрам профунды.
- Место шва 1 наиболее проксимально и оставить свободно.
- Место шва 2 наиболее дистально и связать сразу.
- Поместите шов 3 между шовными нитями 1 и 2 и оставьте свободным.
- Сделайте артериотом на вентральной поверхности сосуда. Рекомендуется использовать микрососудистые ножницы, чтобы артериотомия предотвращала перелом сосуда.
- Вставьте трехсторонний катетер в артерию. Сразу же завяжите шовные нити 1 и 2, чтобы зафиксировать катетер на месте.
- Подключите трехсторонний катетер к датчику и собрать исходные данные артериального давления.
- Повторите шаги 2.2.4 - 2.2.6 на противоположном пахе. Канюляция бедренной вены аналогична артерии. Выполните венотомию на вентральной поверхности сосуда с последующей установкой катетера. Этот катетер можно использовать для введения жидкости или лекарства.
- Предварительно взвесьте пробирку, содержащую 0,5 мл PBS, три абсорбирующих треугольника и один весовой лоток на мышь.
- Сделайте разрез лапаротомии средней линии в брюшной полости, начиная с мечевидного отростка и продолжая каудально, чтобы полностью вывести печень.
- Вставьте один абсорбционный треугольник в живот против правой брюшной стенки. Повторите с левой стороны.
- Убедитесь, что абсорбционный треугольник удален от печени, чтобы избежать гемостатического эффекта упаковки после разрыва печени.
- Тщательно захватите левую среднюю долю печени и размойте 75% доли с помощью хирургических ножниц Iris. Место разрываD в трубке, содержащей PBS.
- Закройте брюшную стенку скобами с помощью аппликатора сшивателя. Возьмитесь за кожу и мышцы вместе и сжигайте скрепки. Делайте это как можно быстрее после ранения печени, чтобы избежать кровопотери за пределами живота. В экспериментах по выживанию живот закрывают в два слоя. Ходовой абсорбируемый шов для мышцы, за которым следует бегущий слой неабсорбируемого шовного материала для кожи, обеспечивает адекватное закрытие.
- Для мышей, которые в течение периодов времени выживания более 30 мин, бедренные катетеры должны быть удалены, артерия и вена связаны шовным материалом 3 с этапа 2.2.6. Затем двухсторонние пахи закрывают в два слоя, как описано на предыдущем этапе.
- После определенного времени, представляющего интерес для кровоизлияния (от 30 минут до 72 часов), удалите скрепки. Снимите абсорбционные треугольники и поместите их в соответствующие взвешенные до взвешивания лодки. Используйте дополнительные абсорбционные треугольники, чтобы впитать любую невпитываемую кровь.
- Оставьте мышей, которые должны быть принесены в жертву в течение 30 минут на хирургическом пульте и под постоянным контролем и под полной анестезией до момента жертвоприношения. Мышей подвергают эвтаназии сочетанием сердечной пункции и передозировки вдыхаемого изофлурана.
- Место мышей, которые для более длительного времени выживания точек в клетке восстановления на вершине воды циркулирующих грелку. Постоянно следить за мышами во время выздоровления и не оставлять без присмотра, пока они не придут в сознание, чтобы сохранить туловище. Верните мышь в клетку с другими мышами только после восстановления после анестезии.
- Администрирование послеоперационной аналгезии с 0,1 мг / кг бупренэкса путем подкожной инъекции после пробуждения от анестезии и каждые 12 ч после до момента жертвования.
- Разрешить мышам свободный доступ к пище и воде после того, как они будут возвращены наПосле операции.
- Во время жертвоприношения для выживания мышей анестезия осуществляется с помощью ингаляционного изофлурана. После анестезии кровь собирается через сердечную пункцию правого сердца, кровоток регистрируется, как описано выше, и, наконец, эвтаназия застрахована передозировкой изофлюрана.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Модель разрыва печени приводит к воспроизводимой и последовательной потере крови у мышей. Рисунок 1А демонстрирует постоянный вес рваной печени, которая может быть получена со стандартным отклонением всего 0,02 г. Эта последовательность в раздираемом весе печени позволяет воспроизводить модель между мышами и в различных экспериментальных установках, таких как различные реанимационные протоколы. Кроме того, воспроизводимый вес рваной печени со стандартной ошибкой всего 0,01 г обеспечивает более стандартную модель неконтролируемого кровоизлияния, которую часто трудно получить на животных моделях.
Валидация кровоточащих эффектов различных протоколов лечения в модели показана на рисунке 1B . Мышей предварительно обрабатывали гепарином (66 единиц в качестве положительного контроля при потере крови) или антифибринолитической, транексамовой кислотой (TXA) (в видеОтрицательный контроль) и проверенную прогемостатическую наночастицу, ранее испытанную в анализах кровотечения из хвостовой вены у мышей. 15 Эти результаты демонстрируют способность этой модели использоваться для оценки эффектов гемостаза или антикоагулянта в условиях кровотечения.
Неконтролируемое кровоизлияние часто сопровождается гемодинамическими нарушениями, которые важны для мониторинга. На рисунке 2 среднее артериальное кровяное давление (MAP) отдельных мышей после ранения печени демонстрирует, что стремительное и воспроизводимое падение MAP после разрывания выполняется, приводя к геморрагическому шоковому состоянию. Это важно, так как оно позволяет гемодинамические эффекты различных реанимационных или интервенционных мер и позволяет получить важные сведения о физиологии, окружающей различные условия эксперимента. Несмотря на значительные гемодинамические эффекты после разрыва печени, мы обнаружили, что tЭта модель может быть использована для оценки эффектов выживаемости, поскольку модель была оценена до 72 ч с выживаемостью 56% в этот момент времени ( рис. 3 ).
Рисунок 1: Валидация разрыва печени. ( A ) Репрезентативные веса перерезанной печени. Средняя масса печени составляла 0,26 г при стандартном отклонении 0,02 г и стандартной ошибке в среднем 0,01 г. Эти результаты демонстрируют согласованность, которую можно получить с визуальной оценкой 75% разрывов. ( B ) Потеря крови в граммах после предварительной обработки гепарином, транексамовой кислотой и ранее подтвержденной кровоостанавливающей наночастицей. Средняя потеря крови составила 1,6, 0,60 и 0,65 г соответственно. Эти результаты подтверждают полезность этой модели для тестирования кровоостанавливающих или антикоагулянтных эффектов препарата.
Рисунок 2: среднее артериальное кровяное давление после разрыва печени. Графические изображения отдельных мышей означают прохождение артериальной крови более 20 мин, которые либо подвергались фиктивной операции, либо разрывали печень. За ранами печени следует характерное и резкое снижение среднего артериального давления (МАР) у мышей, которое отсутствует у ложно управляемых мышей.
Рисунок 3: Кривая выживания Каплана-Мейера после разрыва печени. Было обнаружено, что выживаемость на 72 ч у мышей, подвергшихся ранению печени без какой-либо обработки, составила 56%.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Модель разрыва мышиной печени, описанная здесь, обеспечивает надежную, согласованную модель неконтролируемого кровоизлияния. Эта модель проста в исполнении, но есть важные шаги, которые требуют тщательного рассмотрения. Наиболее технически сложной частью модели является канюляция бедренных сосудов для гемодинамического мониторинга и введения жидкости / лекарств. Необходимо проявлять осторожность при вскрытии нерва и артериотомии / венотомии. Важно не касаться нерва во время вскрытия сосудов, чтобы избежать повреждения нервов и возможного паралича, особенно для моделей выживания. Артериотомия и венотомия требуют деликатного обращения с сосудом. Мы предлагаем использовать микрососудистые ножницы для предотвращения случайной перерезки сосуда.
В то время как разрыв печени является менее сложным с технической точки зрения, важно быть последовательным в части модели для обеспечения воспроизводимого и последовательного кровоизлияния вмышь. Наша модель была разработана с целью тестирования про гемостатических агентов в реанимации, и поэтому важное рассмотрение места размещения включает в себя обеспечение того, чтобы абсорбционные треугольники были удалены от места разрыва, чтобы избежать упаковки или механического кровоостанавливающего эффекта. Избегайте ненужных манипуляций с другими органами и другими лепестками печени, чтобы предотвратить непреднамеренное повреждение или кровотечение во время этой части операции. Живот должен быть быстро закрыт после разрыва, чтобы избежать кровопотери за пределами живота.
Мышей следует тщательно контролировать в течение всей процедуры, но наиболее важно после того, как разрывы выполняются с учетом значительных гемодинамических изменений, которые они испытывают, как показано на рисунке 2 . Наш опыт в этих значительных гемодинамических изменениях заключается в том, что мышь вряд ли выживет, если их MAP опустится ниже 10 мм рт. Ст. В течение> 30 с, и мы рекомендуем пожертвовать мышью, в которой эта окклюзияУрс. Если жидкость или лекарственное средство должны быть проверены на ее гемостатические эффекты, мы рекомендуем назначить их вскоре после разрыва, так как мыши имеют тенденцию быстро сгущать расшатанную область. Использование управления болью важно, если вы заинтересованы в выполнении более длительных наблюдений, чем описано здесь. Кроме того, задние конечности должны контролироваться на наличие признаков ишемии после лигирования бедренных сосудов. Из-за большого опыта в этих хирургических процедурах частота этого осложнения в нашей лаборатории составляет менее 1% от всех тестируемых животных. 4 , 6
Эта модель имеет ряд важных ограничений, включая аспект неконтролируемого кровоизлияния. Хотя мы видим постоянное кровоизлияние у мышей с точки зрения потери крови, некоторые мыши реагируют по-разному и быстро умирают после разрыва. Другим ограничением в модели является размер раны печени. Хотя наши данные демонстрируют узкий стандарт erroR в массе резецированной печени, когда у разных индивидуумов появляется возможность большей изменчивости размера резекции и, следовательно, кровотечение, безусловно, существует. Кроме того, кривая обучения для микрососудистой диссекции и канюлирования может быть технически сложной, и мы оцениваем кривую обучения 50 животных из нашего опыта, с оценочной кривой обучения 10 мышей для воспроизводимости разрыва печени, как описано. По нашему опыту можно ожидать выживания 56% через 72 часа. При выполнении модели анализа выживания особое внимание следует уделять восстановлению после анестезии и правильному управлению болью. В нашей нынешней модели мы не проводили каких-либо дополнительных реанимационных операций с жидкостями или лекарствами у мышей, помимо того, что они получают до ранения печени. Важно отметить, что животных следует внимательно следить за признаками дистресса в части выживания модели и относиться соответственно к боли. Пенобарбитал - это наш анестетикВыбор времени для интересующих нас моментов, но возможны и другие варианты анестезии, которые могут повлиять на результаты. Контроль боли имеет важное значение для мониторинга, так что мыши могут свободно есть и пить, что, если их не контролировать, может привести к изменчивости вне кровотечения и лечения, представляющих интерес. Эта модель также может комбинироваться с другими моделями, такими как повреждение мягких тканей, псевдоразрушение или модель политравмы. Кроме того, эта модель может быть легко адаптирована для изучения эффектов местных гемостатических агентов по сравнению с внутривенными. Возможны многочисленные альтернативные модификации этой модели, но они остаются непроверенными. Хотя животные в этой модели были сопоставлены по возрасту и весу, вполне возможно, что животные разного веса могут быть использованы и размер разрывов печени выбран в зависимости от веса. Аналогичные результаты можно ожидать от разрыва селезенки у исследователей, которые, возможно, не хотят травмировать печень в зависимости от конечной точки интереса. Подобный неконтролируемыйБыли использованы другие животные 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12, обеспечивающие потенциальные альтернативные модификации для данной модели. Наконец, размер разрывов можно увеличить, чтобы максимизировать потерю крови, однако мы обнаружили, что это существенно увеличивает смертность и что повреждение основных печеночных вен с расширенными моделями имеет более высокую степень изменчивости.
Печень использовалась в предыдущих неконтролируемых моделях; Однако большинство из этих моделей были выполнены на модели крыс. Наше развитие неконтролируемой модели разрывания печени у мышей позволяет исследователям воспользоваться богатством генетически модифицированных пород. Другие преимущества мышиных моделей включают способность выполнять тестирование с высокой пропускной способностью, экономическую эффективность и простоту обработки.Наша модель позволяет проводить гемодинамический мониторинг, количественную оценку кровопотери и оценку смертности, которые в предшествующих исследованиях часто включают только один из этих аспектов оценки. Мы можем выполнить эту модель на нескольких мышах, одновременно позволяя не только высокую пропускную способность, но и уменьшенную изменчивость модели.
В заключение мы приведем здесь воспроизводимую модель неконтролируемого кровоизлияния с использованием стандартного разрыва печени в мышиной модели. Наша модель идеально подходит для оценки новых гемостатических препаратов в условиях кровотечения или травмы и может быть использована в краткосрочной оценке кровопотери или проведена для оценки эффектов выживания.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
У авторов нет финансовых конкурирующих интересов.
Acknowledgments
Работа этой рукописи была поддержана финансированием доктору Нилу экспериментальной проектной программы Института сосудистой медицины в области гемостаза и сосудистой биологии (P3HVB) и стипендий для научных исследований AST. Эта работа поддерживается Национальными институтами здравоохранения США грантов 1 R35 GM119526-01 и UM1HL120877-01.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| SS/45 dumonts | Fine Science Tools | 11203-25 | |
| surgical scissors | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| hemostats | Fine Science Tools | 13009-12 | |
| microscissors | Fine Science Tools | 15000-08 | |
| 0.8 mm curved forceps | Fine Science Tools | 11009-13 | |
| suture reel 6-0 | Fine Science Tools | 18020-60 | |
| suture 4-0 silk w/ needle | Owens Minor | K188H | |
| gauze 4 x 4 | can be purchased through any global vendor | ||
| cotton-tip applicator | can be purchased through any global vendor | ||
| 30 G needle | can be purchased through any global vendor | ||
| 23 G needle | can be purchased through any global vendor | ||
| 10 cc syringe | can be purchased through any global vendor | ||
| 50 cc conical tube | can be purchased through any global vendor | ||
| 1 cc syringe w/ 25G needle | Fisher Scientific | 14-826-88 | |
| Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10) | Fisher Scientific | 14-170-12P | |
| Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50) | Fisher Scientific | 14-170-12B | |
| 3-way stopcock | Fisher Scientific | NC9779127 | |
| surgical blue pad | Fisher Scientific | 50-7105 | |
| Sterile Field dressings | Fisher Scientific | NC9517505 | |
| tape rolls 1" | Corporate Express | MMM26001 | |
| straight side wide mouth jars | VWR | 159000-058 | |
| stainless steel tray 8" x 11" | VWR | 62687-049 | |
| male-male leur lock 3-way | VWR | 20068-909 | |
| sterilization pouch 3" x 8" | VWR | 24008 | |
| sterilization pouch 5" x 10" | VWR | 24010 | |
| absorption triangles | Fine Science Tools | 18105-03 | |
| 7 mm wound clip applier | Fisher Scientific | E0522687 | |
| 1,000 7 mm wound clips | Fisher Scientific | E0522687 | |
| betadine (4 oz) | can be purchased through any global vendor | ||
| sterile gloves | can be purchased through any global vendor | ||
| eppendorfs | can be purchased through any global vendor | ||
| 1/2 cc Lo-Dose insulin syringe | Fisher Scientific | 12-826-79 | |
| small weigh boat | can be purchased through any global vendor | ||
| lactated ringers | can be purchased through any global vendor | ||
| hepranized saline solution (.1 µL; hep + 9.9 µL; NaCl) | can be purchased through any global vendor | ||
| phosphate buffered saline | can be purchased through any global vendor | ||
| pentobarbital | can be purchased through any global vendor | ||
| Wild M650 microscope w/ boom stand | Leica | ||
| Digi-Med BPA-400 analyzer & systems integrator | Micro-Med | SYS-400 | |
| TXD-310 (Digi-Med Transducer) | Micro-Med | TXD-300 | |
| Computer | Dell | ||
| microbead instrument sterilizer | VWR | 11156-002 | |
| Oster A5 clippers w. size 40 blade | VWR | 10749-020 | |
| circulating heating pad 18 x 26 | Harvard | py872-5272 | |
| rectal thermometer | Kent Scientific | RET-3 |
References
- Chang, R., Cardenas, J. C., Wade, C. E., Holcomb, J. B. Advances in the understanding of trauma-induced coagulopathy. Blood. 128 (8), 1043-1049 (2016).
- Kutcher, M. E., et al. A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices. JAMA surgery. 148 (9), 834-840 (2013).
- Tsukamoto, T., Pape, H. C. Animal Models for Trauma Research. Shock. 31 (1), 3-10 (2009).
- Darwiche, S. S., et al. Pseudofracture: an acute peripheral tissue trauma model. J Vis Exp. (50), (2011).
- Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. -S., Ayala, A. Shock and Hemorrhage: an Overview of Animal Models. Shock. 24, Suppl 1. 33-39 (2005).
- Kohut, L. K., Darwiche, S. S., Brumfield, J. M., Frank, A. M., Billiar, T. R. Fixed volume or fixed pressure: a murine model of hemorrhagic shock. J Vis Exp. (52), (2011).
- Matsuoka, T., Hildreth, J., Wisner, D. H. Liver injury as a model of uncontrolled hemorrhagic shock: resuscitation with different hypertonic regimens. J Trauma. 39 (4), 674-680 (1995).
- Komachi, T., et al. Adhesive and Robust Multilayered Poly(lactic acid) Nanosheets for Hemostatic Dressing in Liver Injury Model. J. Biomed. Mater. Res. Part B Appl. Biomater. , (2016).
- Orfanos, N. F., et al. The effects of antioxidants on a porcine model of liver hemorrhage. J Trauma Acute Care Surg. 80 (6), 964-971 (2016).
- Morgan, C. E., Prakash, V. S., Vercammen, J. M., Pritts, T., Kibbe, M. R. Development and validation of 4 different rat models of uncontrolled hemorrhage. JAMA Surgery. 150 (4), 316-324 (2015).
- Rosselli, D. D., Brainard, B. M., Schmiedt, C. W. Efficacy of a topical bovine-derived thrombin solution as a hemostatic agent in a rodent model of hepatic injury. Can J Vet Res. 14 (14), 303-308 (2015).
- Sheppard, F. R., et al. Development of a Nonhuman Primate (Rhesus Macaque) Model of Uncontrolled Traumatic Liver Hemorrhage. Shock. 44, 114-122 (2015).
- Nemzek-Hamlin, J. A., Hwang, H., Hampel, J. A., Yu, B., Raghavendran, K. Development of a murine model of blunt hepatic trauma. Comp Med. 63 (5), 398-408 (2013).
- Vogel, S., et al. Platelet-derived HMGB1 is a critical mediator of thrombosis. J Clin Invest. 125 (12), (2015).
- Modery-Pawlowski, C. L., Tian, L. L., Ravikumar, M., Wong, T. L., Sen Gupta, A. In vitro and in vivo hemostatic capabilities of a functionally integrated platelet-mimetic liposomal nanoconstruct. Biomaterials. 34 (12), 3031-3041 (2013).
