Summary
La hemorragia incontrolada, una importante causa de mortalidad entre los pacientes con traumatismo, puede ser modelada usando una laceración hepática estándar en un modelo murino. Este modelo resulta en pérdida de sangre consistente, supervivencia, y permite la prueba de agentes hemostáticos. Este artículo proporciona el proceso paso a paso para realizar este valioso modelo.
Abstract
La hemorragia no controlada es una causa importante de muertes evitables entre los pacientes traumatizados. Hemos desarrollado un modelo murino de hemorragia no controlada a través de una laceración hepática que da como resultado pérdida de sangre consistente, alteraciones hemodinámicas y supervivencia.
Los ratones se someten a una resección normalizada del lóbulo medio izquierdo del hígado. Se les permite sangrar sin intervención mecánica. Los agentes hemostáticos se pueden administrar como terapia de pretratamiento o de rescate dependiendo del interés del investigador. Durante el tiempo de la hemorragia, se realiza monitorización hemodinámica en tiempo real a través de una línea arterial femoral izquierda. Luego se sacrifican los ratones, se cuantifica la pérdida de sangre, se recoge sangre para un análisis posterior y se recogen los órganos para el análisis de la lesión. El diseño experimental se describe para permitir la prueba simultánea de múltiples animales.
Existe hemorragia hepática como modelo de hemorragia incontroladaN en la literatura, principalmente en modelos de ratas y porcinos. Algunos de estos modelos utilizan la monitorización hemodinámica o cuantifican la pérdida de sangre pero carecen de consistencia. El presente modelo incorpora la cuantificación de la pérdida de sangre, monitoreo hemodinámico en tiempo real en un modelo murino que ofrece la ventaja de usar líneas transgénicas y un mecanismo de alto rendimiento para investigar más a fondo los mecanismos fisiopatológicos en la hemorragia no controlada.
Introduction
El trauma es la principal causa de muerte y discapacidad entre los jóvenes de todo el mundo. 1 La hemorragia incontrolada sigue siendo una de las principales causas de mortalidad entre los pacientes traumatizados gravemente heridos. 2 El tratamiento del paciente con trauma hemorrágico es doble: control de la hemorragia quirúrgica y reanimación y reemplazo de sangre perdida.
Los modelos animales de choque hemorrágico han sido la piedra angular en la investigación de trauma y pueden ser utilizados en la evaluación de la fisiopatología y el tratamiento del shock traumático / hemorrágico. 3 , 4 El shock en los modelos animales puede lograrse ampliamente por dos métodos: hemorragia controlada y hemorragia incontrolada. 5 , 6 La hemorragia controlada se realiza mediante la extirpación de un volumen fijo de sangre o por extracción de sangre para lograr una determinada presión sanguínea (presión fija). Mientras que laAlgunos modelos son útiles en la evaluación de los mecanismos y alteraciones inmunitarias en el choque hemorrágico, no son aplicables a la prueba de agentes hemostáticos y no imitan el escenario clínico de hemorragia tras un traumatismo. En este sentido, se buscó desarrollar un modelo de hemorragia incontrolada que nos permitiera probar los cambios hemostáticos y los agentes procoagulantes en un modelo murino. El hígado es una opción atractiva para la hemorragia incontrolada en parte debido a la doble fuente de sangre al hígado y es uno de los órganos intrabdominal más comúnmente lesionados en el trauma romo y penetrante. Dada la alta relevancia clínica, el hígado se ha utilizado como modelo de hemorragia incontrolada, más comúnmente en modelos de ratas y porcinos, pero recientemente también en primates. 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 13 , 14
Los modelos de hemorragia hepática no controlada por ratas y porcinos, aunque valiosos en la observación de prácticas de reanimación y monitorización hemodinámica, son menos ventajosos que un modelo murino por diversas razones, tales como el costo, el número de animales utilizados y lo importante es la falta relativa de líneas transgénicas disponibles para el análisis De señalización celular y molecular específica. El presente modelo murino comparte similitudes importantes con los modelos de hemorragia hepática existentes, incluyendo la laceración estandarizada del hígado, la cuantificación de la pérdida de sangre, el monitoreo hemodinámico y la capacidad para realizar el análisis de supervivencia. Muchos modelos existentes sólo incorporan algunos de estos aspectos mientras que nuestro modelo fue desarrollado para medir muchas de las variaciones fisiológicasBles simultáneamente y en ratones múltiples. Además, el desarrollo de un modelo murino abre la puerta a investigaciones más allá de la reanimación ya mecanismos fisiopatológicos más grandes en hemorragia incontrolada con el potencial de un modelo rentable y de alto rendimiento usando técnicas moleculares avanzadas.
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Protocol
Los ratones se alojaron de acuerdo con las pautas de cuidado de animales de la Universidad de Pittsburgh (Pittsburgh, PA, EE.UU.) y de los Institutos Nacionales de Salud (NIH, Bethesda, MD, EUA) en condiciones libres de patógenos específicos con ciclos de luz y oscuridad de 12 h y libre acceso a Alimentación estándar y agua. Todos los experimentos con animales fueron aprobados y llevados a cabo de acuerdo con las directrices establecidas por el Animal Research and Care Committee en la Universidad de Pittsburgh.
1. Campo quirúrgico y configuración del instrumento
- Esterilice todos los instrumentos quirúrgicos, sutura, gasa, aplicadores de punta de algodón, tubería y conectores de tubería antes del procedimiento.
- Esterilizar instrumentos quirúrgicos, sutura, gasa y aplicadores de punta de algodón en un autoclave. Esterilice los conectores de tubería y tubos con óxido de etileno.
- Campo quirúrgico
- Encienda una almohadilla de calefacción de circulación de agua y ajuste a 37 ° C. Coloque un surgiCal azul encima de ella y luego un paño estéril en la parte superior de la almohadilla azul quirúrgica.
- Abra todos los instrumentos esterilizados sobre el paño estéril. Utilice guantes estériles para evitar que se rompa la esterilidad durante este paso.
- Llenar un recipiente de acero inoxidable con etanol al 70% y dejar de lado. Esto se usará para limpiar instrumentos entre animales.
- Encender el esterilizador de microperlas y dejar calentar a 150 ° C. Esto también se utilizará para limpiar instrumentos entre animales. Si realiza la cirugía en más de 5 ratones, asegúrese de cambiar los instrumentos a un nuevo conjunto estéril.
- Configuración del Transductor
- Conecte un transductor estéril, tubería PE-50, dos agujas 23G y macho-macho luer, y una llave de paso de tres vías. 6
- Calibre y ajuste el transductor según las instrucciones del fabricante.
2. Procedimiento quirúrgico de laceración del hígado
- Inducción y posicionamiento de la anestesia
- Inyectar pentobarbital de sodio por vía intraperitoneal a una dosis de 70 mg / kg. La anestesia debe tener efecto entre 5-10 min; Evalúe la profundidad de la anestesia con un pellizco del dedo del pie. Si el ratón tiene respuesta a la pinza del dedo del pie, se necesita tiempo adicional o anestesia. Si se necesita anestesia adicional durante el procedimiento, suplemento de pentobarbital de sodio. No administre suplementos en cantidades mayores que 0,05 ml para prevenir la sobredosis.
- Después de que el ratón esté completamente bajo anestesia, coloque el ratón en posición supina sobre una placa quirúrgica. Asegure los cuatro miembros del ratón a la tarjeta con cinta adhesiva.
- Afeitar el abdomen y las inglesas bilaterales con una maquinilla de afeitar.
- Remoje la gasa estéril con betadine y aplíquela en el abdomen y las inglesas bilaterales para la cirugía. Para los experimentos de supervivencia, preparar el abdomen y las ingles con betadina seguido de etanol para un total de tres ciclos de preparación.
- Inserte una sonda de temperatura rectal para monitorear la temperatura central durante todo el procedimiento. Mantener el cLa temperatura del mineral entre 35-37 ° C.
- Para la instalación de catéter venoso: rellene la tubería PE-10, una aguja de 30 G y una llave de tres vías con solución de lactato de Ringer de una bolsa intravenosa.
- Para el montaje del catéter arterial: llenar el tubo de PE-10 y la aguja 30G con solución salina heparinizada (dilución 1:10 de 1.000 U de heparina). Se requiere heparina-solución salina para prevenir la coagulación.
- Coloque el ratón debajo de un microscopio de disección.
- Haga una incisión longitudinal de 4-5 mm sobre el músculo de la ingle usando tijeras quirúrgicas de Iris. El uso de fórceps Dumont agarra el tejido adiposo conectado al músculo adductor y tire lateralmente para una exposición limpia del haz femoral. No disecar a través del tejido adiposo ya que esto dará lugar a lesión vascular.
- Cuidadosamente disecar el nervio lejos de la arteria y la vena con la pinza Dumont. Hay un cojín de grasa adyacente al nervio. Coge esto con un Dumont forcep anD tirar lateralmente; Esto extrae el nervio de la arteria creando un plano para la disección. Con otros Dumont forcep disección sin rodeos el tejido conectivo entre el nervio y la arteria.
- No tome el nervio durante esta parte de la disección.
- Bucle tres suturas de seda 6-0 alrededor de la arteria y la vena proximal a la femoral profunda despegue.
- Coloque la sutura 1 de forma más proximal y deje suelta.
- Coloque la sutura 2 más distalmente y ate inmediatamente.
- Coloque la sutura 3 entre la sutura 1 y 2 y deje suelta.
- Haga una arteriotomía en la superficie ventral del vaso. Se recomienda el uso de tijeras microvasculares para realizar la arteriotomía para evitar la transección del vaso.
- Inserte el catéter de tres vías en la arteria. Empate inmediatamente la sutura 1 y 2 para asegurar el catéter en su lugar.
- Conecte el catéter de tres vías al transductor y recoja los datos de la presión arterial basal.
- Repita los pasos 2.2.4 a 2.2.6 en la ingle opuesta. Cannular la vena femoral de manera similar a la arteria. Realizar una venotomía en la superficie ventral del vaso seguido de la inserción del catéter. Este catéter puede utilizarse para la administración de fluidos o fármacos.
- Pre-pesar un tubo que contiene 0,5 ml de PBS, tres triángulos de absorción, y un barco de pesada por ratón.
- Haga una incisión de laparotomía de la línea media ventral comenzando en el proceso xifoide y extendiéndose caudalmente para permitir la exposición del hígado por completo.
- Inserte un triángulo de absorción en el abdomen contra la pared abdominal derecha. Repita en el lado izquierdo.
- Asegúrese de que el triángulo de absorción está alejado del hígado para evitar un efecto hemostático después de que el hígado se laceró.
- Agarre cuidadosamente el lóbulo medio izquierdo del hígado y lacerar el 75% del lóbulo con tijeras quirúrgicas de Iris. Coloque el laceradoD en un tubo que contenía PBS.
- Cierre la pared abdominal con grapas a través de un aplicador de grapas. Agarre la piel y los músculos y dispare la grapa. Hacer esto tan pronto como sea posible después de la laceración del hígado para evitar la pérdida de sangre fuera del abdomen. En experimentos de supervivencia, el abdomen se cierra en dos capas. Una sutura absorbible corriente para el músculo seguida por una capa de sutura no absorbible para la piel proporciona un cierre adecuado.
- Para los ratones que son para los puntos de supervivencia más de 30 min los catéteres femorales deben ser removidos, la arteria y la vena atada con la sutura 3 de la etapa 2.2.6. Las arcadas bilaterales se cierran entonces en dos capas como se describe en el paso anterior.
- Después de un tiempo específico de interés para la hemorragia (30 min a 72 h), retire las grapas. Retire los triángulos de absorción y póngalos en los correspondientes botes pesados previamente pesados. Use triángulos de absorción adicionales para absorber cualquier sangre no absorbida.
- Dejar los ratones que se deben sacrificar a los 30 min en el tablero quirúrgico y bajo supervisión constante y bajo anestesia completa hasta el momento del sacrificio. Los ratones son eutanasiados con una combinación de punción cardiaca y una sobredosis de isoflurano inhalado.
- Coloque los ratones que son para los puntos de tiempo de supervivencia más larga en una jaula de recuperación en la parte superior de una almohadilla de calefacción de circulación de agua. Vigilar constantemente a los ratones durante la recuperación y no dejarlos desatendidos hasta que recuperen la conciencia para mantener la decúbito esternal. Devuelva el ratón a espacio en jaula con otros ratones sólo una vez que se ha recuperado de la anestesia.
- Administrar analgesia postoperatoria con buprenex a 0,1 mg / kg por inyección subcutánea una vez despertado de la anestesia y cada 12 h después de la expiración del sacrificio.
- Permitir a los ratones el libre acceso a los alimentos y el agua después de ser devueltos a suJaulas normales después de la operación.
- En el momento del sacrificio para los ratones de supervivencia, la anestesia se realiza con isoflurano inhalado. Una vez bajo anestesia se recoge sangre a través de una punción cardiaca derecha, la pérdida de sangre se registra como se ha descrito anteriormente y finalmente se asegura la eutanasia con una sobredosis de isoflurano.
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Representative Results
El modelo de laceración hepática produce una pérdida de sangre reproducible y consistente en ratones. La Figura 1A demuestra el peso consistente del hígado lacerado que se puede obtener con una desviación estándar de sólo 0,02 g. Esta consistencia en el peso del hígado lacerado permite la capacidad de reproducir el modelo entre los ratones y en diferentes configuraciones experimentales tales como diferentes protocolos de resucitación. Además, el peso reproducible del hígado lacerado, con un error estándar de sólo 0,01 g proporciona un modelo más estándar para la hemorragia incontrolada que a menudo es difícil de obtener en modelos animales.
La validación de los efectos de sangrado de diferentes protocolos de tratamiento en el modelo se demuestra en la Figura 1B . Los ratones fueron pretratados con heparina (66 unidades, como control positivo para la pérdida de sangre), o el ácido tranexámico anti-fibrinolítico (TXA) (comoNegativo) y una nanopartícula pro-hemostática validada previamente en ensayos de hemorragia venosa de la cola murina. 15 Estos resultados demuestran la capacidad de este modelo para ser utilizado para evaluar los efectos hemostáticos o anticoagulantes en el establecimiento de hemorragia.
La hemorragia no controlada suele ir acompañada de alteraciones hemodinámicas que son importantes para monitorizar. En la Figura 2, la presión arterial media (MAP) de ratones individuales después de la laceración hepática demuestra que se produce una caída precipitada y reproducible en MAP después de la laceración que da como resultado un estado de choque hemorrágico. Esto es importante ya que permite los efectos hemodinámicos de diferentes medidas de reanimación o intervención y permite una importante visión de la fisiología que rodea diversas condiciones experimentales. Si bien hay efectos hemodinámicos significativos después de la laceración hepática hemos encontrado tEl modelo se puede utilizar para evaluar los efectos de supervivencia ya que el modelo se ha evaluado hasta 72 h con una supervivencia del 56% en este momento ( Figura 3 ).
Figura 1: Validación de laceración hepática. ( A ) Pesos representativos del hıgado transectado. El peso medio del hígado fue 0,26 g con una desviación estándar de 0,02 gy un error estándar de la media de 0,01 g. Estos resultados demuestran la consistencia que puede obtenerse con la estimación visual de nuestra laceración del 75%. ( B ) Pérdida de sangre en gramos después del tratamiento previo con heparina, ácido tranexámico y una nanopartícula hemostática previamente validada. La pérdida de sangre media fue de 1,6, 0,60 y 0,65 g, respectivamente. Estos resultados validan la utilidad de este modelo para probar los efectos hemostáticos o anticoagulantes de un fármaco.
Figura 2: Presión arterial media arterial después de la laceración del hígado. Los trazados gráficos de ratones individuales significan trazos de sangre arterial de más de 20 minutos que se sometieron a una operación simulada o la laceración hepática. La laceración hepática es seguida por una caída característica y precipitada de la presión arterial media (MAP) de los ratones que está ausente en los ratones operados simuladamente.
Figura 3: Curva de supervivencia de Kaplan-Meier después de la laceración del hígado. La supervivencia de 72 h en ratones que sufrieron la laceración hepática sin ningún tratamiento fue de 56%.
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Discussion
El modelo de laceración de hígado murino descrito aquí proporciona un modelo fiable y consistente de hemorragia no controlada. Este modelo es sencillo de realizar, pero hay pasos importantes que requieren consideración meticulosa. La parte más difícil técnicamente del modelo es la canulación de los vasos femorales para la monitorización hemodinámica y la administración de fluidos / fármacos. Se debe tener cuidado durante la disección del nervio y la arteriotomía / venotomía. Es importante no tocar el nervio durante la disección de los vasos para evitar el daño nervioso resultante y la posible parálisis, especialmente para los modelos de supervivencia. La arteriotomía y la venotomía requieren un manejo delicado del vaso. Sugerimos el uso de tijeras microvasculares para prevenir la transección accidental del vaso.
Mientras que la laceración hepática es menos difícil técnicamente es importante ser consistente en la parte del modelo para asegurar una hemorragia reproducible y consistente enel ratón. Nuestro modelo se desarrolló con la intención de probar agentes pro-hemostáticos en la reanimación y por lo tanto una importante consideración de colocación incluye asegurar que los triángulos de absorción se colocan lejos del sitio de laceración para evitar un empaque o efecto hemostático mecánico. Evite la manipulación innecesaria de otros órganos y otros lóbulos del hígado para prevenir lesiones no intencionales o sangrado durante esta parte de la cirugía. El abdomen debe cerrarse rápidamente después de la laceración para evitar la pérdida de sangre fuera del abdomen.
Los ratones deben ser monitoreados de cerca durante el procedimiento, pero lo más importante después de la laceración se realiza dado los cambios hemodinámicos significativos que experimentan como lo demostró en la Figura 2 . Nuestra experiencia con estos cambios hemodinámicos significativos es que es improbable que el ratón sobreviva si su MAP cae por debajo de 10 mmHg durante> 30 sy recomendamos el sacrificio del ratón en el que este occUrs. Si un líquido o fármaco debe ser probado para sus efectos hemostáticos recomendamos la administración poco después de la laceración, ya que los ratones tienden a coagular el área lacerada rápidamente. El uso del manejo del dolor es esencial si está interesado en realizar tiempos de observación más largos que los descritos aquí. Además, las extremidades posteriores deben ser monitoreadas para detectar signos de isquemia después de la ligadura de los vasos femorales. Debido a la amplia experiencia con estos procedimientos quirúrgicos, la incidencia de esta complicación en nuestro laboratorio es menos del 1% de todos los animales analizados. 4 , 6
Este modelo tiene una serie de limitaciones importantes, incluyendo el aspecto de la hemorragia incontrolada. Mientras que vemos hemorragia consistente en ratones en términos de pérdida de sangre algunos ratones responden de manera diferente y morirán rápidamente después de la laceración. Otra limitación en el modelo es el tamaño de la laceración hepática. Si bien nuestros datos demuestran un error estándar estrechoR en el peso del hígado resecado, cuando se realiza por diferentes individuos la posibilidad de una mayor variabilidad en el tamaño de la resección y por lo tanto hemorragia ciertamente existe. Además, la curva de aprendizaje para la disección microvascular y la canulación puede ser técnicamente difícil, y estimamos una curva de aprendizaje de 50 animales de nuestra experiencia, con una curva de aprendizaje estimada de 10 ratones para la reproducibilidad de la laceración hepática como se describe. De nuestra experiencia se puede esperar una supervivencia del 56% a las 72 h. Al realizar el modelo para el análisis de la supervivencia, una atención especial a la recuperación de la anestesia y el manejo apropiado del dolor son cruciales. En nuestro modelo actual, no hemos realizado ningún líquido suplementario o resucitación de drogas a los ratones más allá de lo que reciben antes de la laceración del hígado. Es importante observar que los animales deben ser monitoreados de cerca para detectar signos de angustia en la porción de supervivencia del modelo y tratados apropiadamente para el dolor. Pentobarbital es nuestro anestheTic de elección para los puntos temporales que nos interesaron pero otras opciones de anestesia son posibles y pueden afectar los resultados. El control del dolor es importante para controlar que los ratones son capaces de comer y beber libremente, que si no se controla puede conducir a la variabilidad fuera de la hemorragia y el tratamiento de interés. Este modelo también se presta para ser combinado con otros modelos tales como una lesión de tejido blando, pseudofractura o un modelo de politrauma. Además, este modelo podría adaptarse fácilmente para estudiar los efectos de los agentes hemostáticos tópicos en comparación con la intravenosa. Múltiples modificaciones alternativas de este modelo son posibles, pero no se han probado. Aunque los animales en este modelo fueron emparejados para la edad y el peso, es posible que los animales de diversos pesos podrían ser utilizados y el tamaño de la laceración hepática elegida basada en el peso. Resultados similares se pueden esperar de la laceración esplénica para los investigadores que no quieren dañar el hígado dependiendo del punto final de los intereses. Desconexión similarSe han utilizado modelos de hemorragia dirigida en otros animales 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 que proporcionan modificaciones alternativas potenciales al presente modelo. Finalmente, el tamaño de la laceración se puede aumentar para maximizar la pérdida de sangre, sin embargo, hemos encontrado que esto aumenta sustancialmente la mortalidad y que el daño a las venas hepáticas principales con modelos extendidos tienen un mayor grado de variabilidad.
El hígado se ha utilizado en modelos anteriores no controlados; Sin embargo, la mayoría de estos modelos se realizaron en un modelo de rata. Nuestro desarrollo de un descontrolado hígado laceración modelo en ratones permite a los investigadores a tomar ventaja de la riqueza de las razas genéticamente modificadas. Otras ventajas de los modelos murinos incluyen la capacidad de realizar pruebas de alto rendimiento, rentabilidad y facilidad de manejo.Nuestro modelo permite el monitoreo hemodinámico, la cuantificación de la pérdida de sangre, y la evaluación de la mortalidad que los estudios previos suelen incluir sólo uno de estos aspectos de la evaluación. Somos capaces de realizar este modelo en múltiples ratones simultáneamente que permite no sólo de alto rendimiento, pero la disminución de la variabilidad en el modelo.
En conclusión, presentamos aquí un modelo reproducible de hemorragia no controlada utilizando una laceración hepática estándar en un modelo murino. Nuestro modelo es ideal para evaluar nuevos fármacos hemostáticos en el contexto de hemorragia o trauma y puede ser utilizado en una evaluación a corto plazo de la pérdida de sangre o realizado para evaluar los efectos de supervivencia.
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Disclosures
Los autores no tienen intereses financieros que compitan para declarar.
Acknowledgments
El trabajo de este manuscrito fue apoyado por el financiamiento al Dr. Neal por el Programa de Proyecto Piloto del Instituto de Medicina Vascular en Hemostasia y Biología Vascular (P3HVB) y la AAST Research Fellowship. Este trabajo es apoyado por los Institutos Nacionales de Salud de los EE.UU. concede 1 R35 GM119526-01 y UM1HL120877-01.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| SS/45 dumonts | Fine Science Tools | 11203-25 | |
| surgical scissors | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| hemostats | Fine Science Tools | 13009-12 | |
| microscissors | Fine Science Tools | 15000-08 | |
| 0.8 mm curved forceps | Fine Science Tools | 11009-13 | |
| suture reel 6-0 | Fine Science Tools | 18020-60 | |
| suture 4-0 silk w/ needle | Owens Minor | K188H | |
| gauze 4 x 4 | can be purchased through any global vendor | ||
| cotton-tip applicator | can be purchased through any global vendor | ||
| 30 G needle | can be purchased through any global vendor | ||
| 23 G needle | can be purchased through any global vendor | ||
| 10 cc syringe | can be purchased through any global vendor | ||
| 50 cc conical tube | can be purchased through any global vendor | ||
| 1 cc syringe w/ 25G needle | Fisher Scientific | 14-826-88 | |
| Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10) | Fisher Scientific | 14-170-12P | |
| Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50) | Fisher Scientific | 14-170-12B | |
| 3-way stopcock | Fisher Scientific | NC9779127 | |
| surgical blue pad | Fisher Scientific | 50-7105 | |
| Sterile Field dressings | Fisher Scientific | NC9517505 | |
| tape rolls 1" | Corporate Express | MMM26001 | |
| straight side wide mouth jars | VWR | 159000-058 | |
| stainless steel tray 8" x 11" | VWR | 62687-049 | |
| male-male leur lock 3-way | VWR | 20068-909 | |
| sterilization pouch 3" x 8" | VWR | 24008 | |
| sterilization pouch 5" x 10" | VWR | 24010 | |
| absorption triangles | Fine Science Tools | 18105-03 | |
| 7 mm wound clip applier | Fisher Scientific | E0522687 | |
| 1,000 7 mm wound clips | Fisher Scientific | E0522687 | |
| betadine (4 oz) | can be purchased through any global vendor | ||
| sterile gloves | can be purchased through any global vendor | ||
| eppendorfs | can be purchased through any global vendor | ||
| 1/2 cc Lo-Dose insulin syringe | Fisher Scientific | 12-826-79 | |
| small weigh boat | can be purchased through any global vendor | ||
| lactated ringers | can be purchased through any global vendor | ||
| hepranized saline solution (.1 µL; hep + 9.9 µL; NaCl) | can be purchased through any global vendor | ||
| phosphate buffered saline | can be purchased through any global vendor | ||
| pentobarbital | can be purchased through any global vendor | ||
| Wild M650 microscope w/ boom stand | Leica | ||
| Digi-Med BPA-400 analyzer & systems integrator | Micro-Med | SYS-400 | |
| TXD-310 (Digi-Med Transducer) | Micro-Med | TXD-300 | |
| Computer | Dell | ||
| microbead instrument sterilizer | VWR | 11156-002 | |
| Oster A5 clippers w. size 40 blade | VWR | 10749-020 | |
| circulating heating pad 18 x 26 | Harvard | py872-5272 | |
| rectal thermometer | Kent Scientific | RET-3 |
References
- Chang, R., Cardenas, J. C., Wade, C. E., Holcomb, J. B. Advances in the understanding of trauma-induced coagulopathy. Blood. 128 (8), 1043-1049 (2016).
- Kutcher, M. E., et al. A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices. JAMA surgery. 148 (9), 834-840 (2013).
- Tsukamoto, T., Pape, H. C. Animal Models for Trauma Research. Shock. 31 (1), 3-10 (2009).
- Darwiche, S. S., et al. Pseudofracture: an acute peripheral tissue trauma model. J Vis Exp. (50), (2011).
- Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. -S., Ayala, A. Shock and Hemorrhage: an Overview of Animal Models. Shock. 24, Suppl 1. 33-39 (2005).
- Kohut, L. K., Darwiche, S. S., Brumfield, J. M., Frank, A. M., Billiar, T. R. Fixed volume or fixed pressure: a murine model of hemorrhagic shock. J Vis Exp. (52), (2011).
- Matsuoka, T., Hildreth, J., Wisner, D. H. Liver injury as a model of uncontrolled hemorrhagic shock: resuscitation with different hypertonic regimens. J Trauma. 39 (4), 674-680 (1995).
- Komachi, T., et al. Adhesive and Robust Multilayered Poly(lactic acid) Nanosheets for Hemostatic Dressing in Liver Injury Model. J. Biomed. Mater. Res. Part B Appl. Biomater. , (2016).
- Orfanos, N. F., et al. The effects of antioxidants on a porcine model of liver hemorrhage. J Trauma Acute Care Surg. 80 (6), 964-971 (2016).
- Morgan, C. E., Prakash, V. S., Vercammen, J. M., Pritts, T., Kibbe, M. R. Development and validation of 4 different rat models of uncontrolled hemorrhage. JAMA Surgery. 150 (4), 316-324 (2015).
- Rosselli, D. D., Brainard, B. M., Schmiedt, C. W. Efficacy of a topical bovine-derived thrombin solution as a hemostatic agent in a rodent model of hepatic injury. Can J Vet Res. 14 (14), 303-308 (2015).
- Sheppard, F. R., et al. Development of a Nonhuman Primate (Rhesus Macaque) Model of Uncontrolled Traumatic Liver Hemorrhage. Shock. 44, 114-122 (2015).
- Nemzek-Hamlin, J. A., Hwang, H., Hampel, J. A., Yu, B., Raghavendran, K. Development of a murine model of blunt hepatic trauma. Comp Med. 63 (5), 398-408 (2013).
- Vogel, S., et al. Platelet-derived HMGB1 is a critical mediator of thrombosis. J Clin Invest. 125 (12), (2015).
- Modery-Pawlowski, C. L., Tian, L. L., Ravikumar, M., Wong, T. L., Sen Gupta, A. In vitro and in vivo hemostatic capabilities of a functionally integrated platelet-mimetic liposomal nanoconstruct. Biomaterials. 34 (12), 3031-3041 (2013).
