Summary
Ce protocole décrit l'implantation du maillage dans le septum rectovaginal ovins en utilisant une seule technique d'incision vaginale, avec et sans l'insertion guidée par le trocart des bras d'ancrage.
Abstract
Ce protocole décrit l'insertion de maille dans le septum rectovaginal chez le mouton en utilisant une seule technique d'incision vaginale, avec et sans l'insertion guidée par les trocarts des bras d'ancrage. Le mouton parous a subi la dissection du septum rectovaginal, suivi de l'insertion d'un implant avec ou sans quatre bras d'ancrage, tous deux conçus pour s'adapter à l'anatomie ovine. Les bras d'ancrage ont été mis en place à l'aide d'un trocart et d'une technique "à l'extérieur". Les bras crâniens ont été passés à travers les muscles obturateur, gracilis et adducteur magnus. Les bras caudaux ont été fixés près du ligament sacrotubeux, à travers les muscles du coccygeus. Cette technique permet d'imiter les interventions chirurgicales chez les femmes souffrant de prolapsus d'organe pelvien. Les espaces anatomiques et les éléments sont facilement identifiables. La partie la plus critique de la procédure est l'insertion du trocart crânien, qui peut facilement pénétrer dans la cavité péritonéale ou dans les organes pelviens environnants. ThiS peut être évité par une dissection rétropéritonéale plus étendue et en guidant le trocart plus latéralement. Cette approche n'est conçue que pour le test expérimental d'implants novateurs dans de grands modèles animaux, car l'insertion guidée par un trocart n'est actuellement pas utilisée cliniquement.
Introduction
Le prolapsus de l'organe pelvien est cliniquement diagnostiqué dans la moitié des femmes qui ont eu au moins un accouchement vaginal, mais subjectivement, cela nuit à la moitié des femmes 1 . L'essentiel de la thérapie est la reconstruction chirurgicale en utilisant des tissus indigènes ou des matériaux d'implant, mais chacune de ces méthodes a ses limites, y compris la récurrence ou les complications locales 2 , 3 , 4 . L'implant idéal n'a pas encore été identifié; Par conséquent, il existe une demande continue pour l'innovation des produits et pour le développement d'un pipeline approprié pour l'expérimentation préclinique avant l'introduction de nouveaux produits et techniques sur le marché. L'une des étapes de cette piste est l'évaluation expérimentale sur les modèles animaux 5 , 6 appropriés. Idéalement, ils devraient imiter les environnements anatomiques, biomécaniques et biologiques. Quand il s'agit deE évaluation expérimentale des implants nouveaux, ils sont généralement testés d'abord dans des modèles plus petits, soit pour la biocompatibilité, soit pour la reconstruction des défauts de la paroi abdominale. Ce type d'expériences a été critiqué, car les implants ne sont pas insérés dans la zone d'intérêt ( c'est-à-dire le vagin) 7 . Les modèles de chirurgie vagale sont plus rares, certainement lorsque l'objectif de l'expérience est de documenter les caractéristiques biomécaniques des explants. Pour cette raison, il y a eu un passage des lapins au mouton 8 . Les brebis adultes sont des modèles à gros animaux avec un vagin de taille raisonnable et accessible. Ils peuvent être utilisés pour l'évaluation à mi-parcours d'implants nouveaux, et il est possible de reproduire des expositions vaginales avec certains matériaux 9 , 10 , 11 , 12 , 13 . Non seulement les dimensions et l'anatomieDu vagin des ovins et du plancher pelvien sont comparables à ceux des humains, mais aussi l'apparition spontanée de prolapsus, qui se produit chez 15% des brebis. Les facteurs de risque de prolapsus se chevauchent ( c'est-à-dire multipartite, antécédents de POP, augmentation de la pression intra-abdominale induite par un poids corporel plus élevé ou lors du pâturage sur les collines et effets comparables des œstrogènes phyto) 6 , 14 . En Europe, les moutons sont la seule alternative raisonnable, car la recherche sur les primates non humains a été presque complètement interdite. Ici, le modèle a été pris un peu plus loin en imitant l'insertion transvaginale des implants en utilisant des trocarts et des guides pour le placement sans tension des mailles dans le septum recto-vaginal. Ceci a été suivi par la fixation de l'implant en utilisant l'ancrage avec les bras à travers les ligaments des muscles, ce qui peut être considéré comme équivalent à la pratique clinique 15 , 16 . Jusqu'à présent, cette techniqueN'a pas été étudié, bien que beaucoup croient que des complications spécifiques peuvent se produire en raison de l'utilisation de ces bandes plus longues et / ou du piercing des structures anatomiques.
Dans une étude anatomique détaillée antérieure, le plancher pelvien ovins a été comparé au bassin féminin 17 . En ce qui concerne l'ancrage de l'implant, les moutons n'ont pas le ligament sacrospinique, mais ils ont un ligament sacrotubeux très développé et large. Le nerf pudendal court ventralement, ce qui rend dangereux d'utiliser ce point de repère comme point de suspension. À l'inverse, le muscle coccygeus et son fascia, ainsi que la membrane obturatrice, sont accessibles par l'espace rectovaginal. Ici, l'accès et la position des structures anatomiques pour la fixation des bras d'ancrage sont proposés. Les instruments qui peuvent être utilisés pour positionner le maillage sont discutés. Enfin, la relation des bras ou des trocarts aux structures anatomiques adjacentes, telles que les vaisseaux et les nerfs, uneAinsi que des complications intra-opératoires potentielles, sont également décrits.
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Protocol
L'approbation éthique de cette expérience a été obtenue auprès du Comité d'éthique de l'expérimentation animale du KU Leuven (P065 / 2013). Les animaux ont été traités conformément aux directives nationales actuelles sur le bien-être des animaux.
1. Matériel et animal expérimental
- Préparation chirurgicale
- Dans le théâtre chirurgical, couvre une table avec un drap stérile et préparez un trocart stérile incurvé ( Figure 1 , panneau A), des instruments chirurgicaux stériles, des sutures et de la gaze stérile. Effectuer toute la procédure chirurgicale dans des conditions stériles si l'expérience comprend un suivi. Placez tous les instruments sur la table pour être prêts à être utilisés pendant la chirurgie.
- Enlevez un implant rectangulaire stérile et / ou un implant avec des bras d'ancrage de l'emballage stérile et mettez-les sur la table couverts de draps stériles ( Figure 1B , C et D ).
Figure 1: Trocarts et Implants. ( A ) Dessin schématique du trocart. ( B ) implant en fluorure de polyvinylidène en forme de H (PVDF), avec un détail de la partie centrale (panneau C ). Sa forme a été inspirée par les maillages à quatre bras actuellement disponibles pour la réparation des prolapsus transvaginales. Le corps rectangulaire (30 x 40 mm 2 ) est prolongé latéralement par quatre bras tendus (150 x 10 mm 2 ). Les dimensions des bras sont conçues pour être suffisamment longues pour percer les structures de suspension concernées, sur la base d'études anatomiques antérieures 17 . ( D ) L'implant rectangulaire (30 x 40 mm 2 ). Les deux implants étaient constitués de fluorure de polyvinylidène; Les caractéristiques et propriétés du textile se trouvent dans le tableau 1 .
- Animal expérimental (EwE, 45-60 kg)
- Administrer une prémédication de 1 mL de 15 mg / mL de sulfate d'atropine et 1 ml / 50 kg de HCl de xylazine par voie intramusculaire (im) 30 min avant l'intervention chirurgicale.
- Après 30 minutes, assurez-vous que la prémédication a rendu les moutons léthargiques et endormis.
- Insérer un cathéter intraveineux dans la veine jugulaire et administrer 0,075 ml / kg de Ketamine 100 mg / ml de HCl. Confirmer l'anesthésie profonde en observant le manque de réaction aux stimuli douloureux.
- Déplacez l'animal sur la table chirurgicale et sécurisez ses voies respiratoires par intubation. Maintenir l'anesthésie avec 2,5% d'isoflurane dans 5 L / min d'oxygène.
- Garder la ligne intraveineuse insérée dans la veine jugulaire et fournir 500 ml de solution saline à un débit de 150 mL / h.
- Administrer des antibiotiques prophylactiques im (clavulanate d'amoxicilline, 7 mg / kg) et des analgésiques post-opératoires (buprénorfin et chlorocrésol, 1 mL) ou l'équivalent selon les protocoles locaux.
- Placez l'animal en allumageUne position de hotomy sur la fin de la table chirurgicale et sécuriser ses membres, avec les hanches en hyper-flexion, en utilisant des cordes ( Figure 2 , panneau A).
- Vider manuellement la vessie et le rectum en les enfonçant trans-vaginalement.
- Raser le périnée, la partie médiale de la cuisse et la queue se plie et désinfecter avec de la polyvidone iodique à 7,5% ( figure 2 , panneau B et C).
Figure 2: Chirurgie animale. ( A ) Un mouton placé en position couchée, les hanches hyper-flexibles en sécurisant les membres inférieurs. ( B ) Les points d'entrée externes pour l'insertion du trocart sont du côté ventral (flèche vide) et dorsalement sur les plis latéraux de la queue (flèche complète). ( C ) Position des points d'insertion ventrale; La ligne pointillée dans le milieu représenteLe plan midsagittal de l'animal. ( D ) Tabouret rectovaginal dissous. ( E ) Insertion du trocart ventral à travers les muscles du côté médian de la cuisse, du foramen obturateur et de l'espace paravaginal. La trajectoire du trocart perçant est contrôlée par le doigt. ( F et G ) Une fois que le trocart est en place, l'écharpe de fil (flèche ouverte) est avancée et chargée avec le bras de la maille vaginale. ( H ) Position finale des bras ventral (flèches complètes) et dorsal (flèche vide). ( I ) La partie centrale est placée sans tension entre la paroi vaginale et l'adventice rectale.
- Préparer le personnel pour une intervention chirurgicale dans des conditions stériles. Mettez un capuchon chirurgical et masque buccal, lavez-vous les mains pour une opération chirurgicale, et mettez une robe chirurgicale et des gants stériles.
- Couvrir l'animal avec un drap stérile et faire une ouverture au-dessus des organes génitauxhiatus.
2. Procédure chirurgicale
- Préparation du septum rectovaginal
- Saisissez la paroi vagale dorsale 3 cm cranial à l'anneau hyménal en utilisant la pince Allis.
- Prenez une seringue chargée avec 10 ml de solution saline et munie d'une aiguille de 22 G. Insérez-le à travers l'épithélium vaginal (environ 3 à 4 mm de profondeur) et dans la ligne médiane du septum rectovaginal, 1,5 cm cranial à l'anneau hyméné.
- Effectuer une "dissection d'aqua" par injection de solution saline dans le septum rectovaginal 11 .
- Faire une incision de la ligne médiane de 3 cm de long sur l'épithélium vaginal, commencer le caudal à la pince Allis (étape 2.1.1) et se terminer à l'anneau hyméné en utilisant un scalpel. Entrez l'espace recto-vaginal à travers cette incision.
- Placez le rétracteur auto-retenant (voir la table des matières ) sur le périnée et placez quatre crochets de maintien aigus dans l'incision vaginale pour le garder ouvert. Avec votre doigt, dissérez sans frein le fascia recto-vaginal de la paroi vaginale latéralement vers les parois latérales pelviennes et cranialement jusqu'à l'aspect caudal du cul-de-sac. Créez un espace approprié pour la partie centrale 30 x 40 mm 2 du maillage ( Figure 2 , panneau D).
- Effectuer une hémostase avec une pince hémostatique ou une ligature hémostatique croisée chaque fois que cela est nécessaire.
REMARQUE: Des petits saigneurs peuvent être serrés avec la pince hémostatique. Cela écrase le vaisseau et déclenche la cascade naturelle de la coagulation. Pour un saignement plus fort, saisissez le vaisseau saignant avec une pince et placez une ligature croisée, en le fixant avec un nœud carré. À ce stade, on peut insérer l'implant rectangulaire (étape 2.2) ou continuer avec la dissection pour insérer l'implant avec des bras d'ancrage (étape 2.3).
- Insertion de maille plate
- Insérez le rétracteur vaginal dans l'incision vaginale pour permettre une meilleure vue deLa partie crânienne de la zone disséquée.
- Suture le coin crânien gauche et droit de l'implant avec une simple suture de polypropylène 3/0 interrompue sur les côtés gauche et droit de l'aspect le plus crânien de l'espace recto-vaginal disséqué. Couper le matériau de suture résiduel. Gardez la suture loin de la lumière vaginale ( c'est-à-dire ne pénètre pas dans la paroi vaginale).
NOTE: L'implant est toujours suturé sur le tissu conjonctif comprenant le septum recto-vaginal. La paroi vaginale n'est pas pénétrée si le matériau de suture ne peut être vu dans le vagin. - Ajoutez une suture interrompue simple supplémentaire à mi-chemin le long de l'aspect crânien de l'implant.
- Suture les bords latéraux de l'implant à mi-chemin sur le tissu conjonctif environnant avec un simple polypropylène interrompu 3/0. Gardez l'implant aussi plat que possible et sans tension.
- Suture les coins gauche et droit de la caudale avec des sutures de polypropylène 3/0 interrompues simples à gauche et à droiteCôtés de l'aspect le plus caudal de l'espace rectovaginal.
- Ajoutez une suture interrompue simple supplémentaire à mi-chemin le long de l'aspect caudal de l'implant.
- Fermez les incisions vaginales avec une suture de polyglactine 3/0 en cours d'exécution.
- Insertion et ancrage de l'implant avec les bras (technique guidée par le trocart).
- Continuer la dissection de l'espace recto-vaginal créée à l'étape 2.1 cranio-ventrally pour atteindre l'aspect médian du foramen obturateur, qui peut facilement être palpé.
- Dissectionnez l'espace caudo-latéralement pour atteindre l'aspect caudal du ligament sacrotubeux et du muscle coccygeus situé au caudal.
- Avec un no. 24, faites quatre incisions de 1 cm de largeur sur le côté vulvaire, en coupant la peau et le fascia musculaire superficiel ( Figure 2 , panneau B et C).
- Faire deux incisions "ventrales" sur l'aspect médian de la cuisse, à proximité de 4 cm de cranio de la bordure caudale oF l'arc sciatique ( c'est-à - dire la bordure inférieure de la symphyse) et 3 cm latéral de la ligne médiane ( figure 2 , panneau C).
- Effectuez deux incisions "dorsales" au niveau de l'insertion des plis de la queue, 2 cm à l'intérieur du tubercule ischiadicum, qui peut être facilement palpé ( figure 2 , panneau B).
- Placez un trocart incurvé à travers une des incisions ventral ( Figure 2 , panneau E).
- Passez le trocart à travers le muscle adducteur magnus, l'obturateur externe et l'aspect médian du foramen obturateur.
- Contrôler la progression du trocart avec un doigt inséré à travers l'incision vaginale. Guidez sa pointe sur l'arc tendineux du muscle élévateur ani ( Figure 2 , panneau E).
- Déposer le fil de guidage dans l'incision de la paroi vaginale et le charger avec le bras de tissu crânien ipsilatéral correspondant ( Figure 2 , panneau F).
- Poussez le trocart chargé avec le mEsh bras à travers les structures ci-dessus. Gardez le bras sans tension.
- Répétez le processus avec le deuxième bras crânien à travers l'incision ventrale de l'autre côté de l'animal.
- À travers une des incisions dorsales, passez le trocart à travers le muscle coccygeus, juste distal au ligament sacrotubeux ( Figure 2 , panneau G).
- Exposez le fil guide à travers l'incision vaginale, saisissez le bras dorsal de la maille et retirez-le. Gardez le bras sans tension et répétez de l'autre côté.
- Réglez la position du maillage en l'aplatissant et en appliquant une tension aux bras, mais gardez le maillage sans tension ( Figure 2, panneau I, Figure 3 ).
- Fixez le corps de la maille avec une simple suture de polypropylène 3/0 interrompue au milieu de sa bordure caudale, en la fixant sur le tissu conjonctif environnant.
- Couper les bras au niveau de la peau et fermer toutes les incisions cutanées avec un simple polygone interrompu 3/0Sutures d'ecaprone ( figure 2 , panneau H).
- Fermez l'incision vaginale avec une suture en polyglecaprone 3/0 en cours d'exécution.
Figure 3: Illustration schématique du pieu d'ovine, avec les bras crâniens passant par le forment de l'obturateur et les bras caudaux passant par les replis de la queue. Le large ligament sacrotubeux est en bleu. Le panneau plus petit illustre la position des bras sur un animal en position couchée, juste avant de raccourcir la quantité excessive de matière. Le panneau principal montre la même chose mais avec la peau et les muscles enlevés.
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Representative Results
Gestion dans une configuration d'observation plus longue
Après la procédure chirurgicale, un emballage vaginal (un paquet de gaze trempé dans une solution saline insérée dans le vagin immédiatement après la chirurgie) peut être inséré pendant 24 heures pour sécuriser la position de l'implant. Le mouton doit être placé dans une cage de récupération et sa fonction respiratoire est suivie jusqu'à la récupération complète. Plus tard, il est possible de placer les moutons dans l'écurie et de lui permettre de se déplacer librement, de boire et de manger à volonté . L'emballage vaginal, si présent, doit être retiré 24 h après la chirurgie. Les moutons devraient recevoir des analgésiques (buprénorfin et chlorocrésol, 1 mL, im) pendant au moins trois jours postopératoires. Au cours de la première semaine postopératoire, l'animal doit être vérifié tous les jours, puis chaque semaine jusqu'à la fin de l'expérience.
SurgFaisabilité
Au cours de la procédure, il n'y a eu aucun problème avec l'insertion de mailles dans l'un des animaux. Il n'y avait presque aucun saignement pendant la dissection du septum rectovaginal et des espaces paravaginaires. Il a été possible d'identifier l'aspect médian du foramen obturateur par la dissection. En outre, l'insertion du trocart était simple, avec une différence de résistance entre les muscles les plus confortables et le fascia plus résistant des muscles individuels. Bien que la trajectoire initiale à travers les muscles soit moins contrôlée, la pointe du trocart devient palpable une fois en contact avec le muscle obturateur. Les bras dorsaux ont été placés sans complications ni obstacles.
Positionnement et résultats des mailles lors des dissimulations ultérieures
Pour enquêter sur le bon positionnement deL'implant avec les bras d'ancrage, considéré comme plus difficile à réaliser, trois animaux ont été euthanasiés par injection intraveineuse de 1,0 ml d'un mélange de chlorhydrate d'embutramide-mébozonium-tétracaïne. Après l'euthanasie, la zone chirurgicale a été soigneusement disséquée pour explorer la position du maillage et l'effet de l'insertion des bras du maillage à travers les structures anatomiques pertinentes. La distance la plus courte des bras ventral de l'artère obturatrice et du nerf au vaisseau pudendal interne a été mesurée avec une règle, et leur relation avec l'arc tendineux du levator ani a été étudiée. Dorsally, le nerf pudendal et l'artère pudendale interne ont été identifiés, et la distance avec eux a été mesurée avec une règle.
Des saignements pertinents ne se sont pas produits chez aucune poule, ni aucune blessure intra-opératoire sur le nerf, l'intestin ou la vessie. Dans le premier mouton, le bras crânien traversait l'asp caudalEct du cul-de-sac, mais les entrailles sont demeurées intactes. Cela a été évité dans le prochain mouton en guidant la pointe du trocart plus latéralement loin du cul-de-sac . Les autres passages du bras ont été identifiés dans les structures anatomiques précédemment décrites, loin des nerfs et des vaisseaux pelvien. Les bras crâniens traversent l'aspect caudal du foramen obturateur ( Figure 4 , panneau A). Le point d'entrée du trocart était au niveau de l'arc tendineux du levateur ani, 2 à 2,5 cm de caudale au canal obturateur et des vaisseaux obturateurs et du nerf ( figure 4 , panneau B). Une fois dans l'espace paravaginal, le bras a été placé entre 1 et 1,5 cm ventral dans l'artère et la veine pudue et 1 cm latéral à l'artère vaginale. Les bras caudaux passent 1 cm de caudal à l'aspect caudal du large ligament sacrotubeux, directement à travers le muscle coccygeus. À cet endroit, il n'y a aucun navire ou nerf majeur à proximité. Le nerf pudendal est situé oN la surface interne de la partie caudale du ligament sacrotubeux.
La partie centrale de la maille a été placée à plat, sa partie crânienne s'étendant rétropéritonéalement sous l'extrémité caudale du cul-de-sac et sa partie caudale vers le bas le long du septum rectovaginal. Aucune perforation rectale n'a eu lieu ( Figure 4 , panneau D).
Figure 4. Dissection anatomique sur une hémisection pelvienne . A: le paroi latérale pelvienne latérale après le retrait du péritoine pariétal et du tissu adipeux rétropéritonéal. Le pubis (P) se trouve au sommet de la figure et le vagin (V) est déplacé vers le milieu pour révéler le passage du bras crânien (flèche complète). Le bras passe à travers l'arc tendineux du levateur ani. L'axe vert correspond à la position de la p interneUdendal, la broche bleue marque l'artère vaginale, et la broche jaune est placée dans le levier ani. B: le paroi latérale pelvienne après le retrait du bras (course marquée d'une ligne jaune). Le point d'entrée est situé dans l'aspect caudal du foramen obturateur (marqué par quatre broches bleues). Le nerf obturateur et les vaisseaux (ligne rouge) traversent son aspect crânien. Les vaisseaux pudendaux et vaginaux internes (ligne verte et bleue, respectivement) sont dorsaux au bras. Le muscle obturateur (OM) et le levier ani muscle (LAM) sont également indiqués. C: Le cours du bras (flèche ouverte) à travers les muscles médians de la cuisse. Le muscle gracilis est déplacé vers le milieu pour afficher le sens du bras à travers le demi-tendon et le muscle adducteur. D: La partie centrale de l'implant (flèche ouverte) est placée entre le vagin (V), le péritoine pariétal et le rectum (R).
| Maillage rectangulaire | Maillot de bras | ||
| Corps central | Bras | ||
| Dimensions (mm x mm) | 30 x 40 | 30 x 40 | 10 x 150 |
| Épaisseur (mm) | 0,54 | 0,54 | 0,7 |
| Poids (g / m 2 ) | 83 | 83 | 73 |
| Taille de pores (mm 2 ) | 2,5 x 2,5 | 2,5 x 2,5 | 1,0 x 1,4 |
| Rigidité (N / mm) | 0,3 | 0,3 | 14,7 |
| Indice anisotrope60; | 1.3 | 1.3 | 7.5 |
Tableau 1: Propriétés des matériaux secs.
Le tableau montre les propriétés du matériau du maillage rectangulaire et le maillage avec les bras d'ancrage. La rigidité et l'indice anisotropique ont été obtenus auprès de Maurer et al 18 .
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Discussion
Ici, nous décrivons une procédure expérimentale chez le mouton, visant à imiter la dissection vaginale et l'insertion de maille transvaginale d'un implant avec ou sans bras d'ancrage. Les étapes et les instruments suivants ont été inspirés par des interventions chirurgicales faites pour le POP et l'incontinence urinaire 15 , 16 , 19 , 20 . Après des dissections anatomiques initiales, il y a eu encore des problèmes lors de l'insertion du maillage expérimental. Dans le premier animal, une perforation dans la cavité péritonéale au niveau de cul-de-sac a été trouvée. Cela a déjà été décrit cliniquement chez les femmes 21 . Dans les procédures ultérieures, cela a été évité en guidant la pointe du trocart plus latéralement ( c'est-à-dire plus près de la paroi latérale pelvienne). Dans les moutons postérieurs, aucune autre complication n'a été observée.
Les structures anatomiques les plus redoutées nousLe nerf obturateur et l'artère. Chez l'homme, la distance entre le trocart / implant et le canal obturateur est de 1,9 à 3,0 cm 22 . La forte variabilité de la position du trocart / implant chez les femmes a été expliquée précédemment par le positionnement exact des jambes ou la trajectoire de l'aiguille. Par conséquent, les membres postérieurs des moutons ont été sécurisés en hyper-flexion aux hanches pour permettre un meilleur accès au vagin. Dans cette position, le muscle gracilis est déplacé cranialement. En conséquence, le trocart a traversé le muscle adducteur magnus, qui est indivisible mais bien développé chez les moutons 23 . Un passage plus crânien du trocart est possible mais peut nuire aux structures du canal obturateur.
De manière similaire à ce qui est décrit cliniquement, les bras ont réparé l'implant à des emplacements anatomiques donnés, correspondant aux attaches naturelles du septum rectovaginal chez le mouton 23 . L'implant est plat, soutenant apparemment la pParoi vaginale antérieure sans s'étendre plus latéralement. Par conséquent, il n'a pas eu tendance à se replier. Il est possible d'utiliser des implants plus gros. Cependant, comme cela a été démontré précédemment chez les moutons, les implants plus gros sont associés à une rétractation allant jusqu'à 50% et à d'autres complications locales liées au greffon 9 .
Une enquête antérieure sur les nouveaux implants dans divers modèles animaux comprenait le mouton comme modèle de chirurgie vaginale. L'un des objectifs de ce travail était de réparer les implants d'une manière similaire à celle clinique ( c'est-à-dire en transfixant les bras de la maille aux structures anatomiques du bassin). Cette procédure n'a pas été décrite précédemment dans un modèle de mouton. Cette chirurgie suit une stratégie similaire à celle utilisée pour introduire les nouvelles chirurgies assistées par des aiguilles et des trocarts dans la pratique clinique 15 . Cependant, ces résultats semblent moins pertinents qu'il y a quelques années, comme l'utilisation d'implants vaginaux et donc de procédures guidées par un trocartSont en baisse rapide en raison des avertissements sanitaires consécutifs de la FDA et du SCENIHR 24 , 25 .
Bien que nous décrivons ici la technique, le nombre d'animaux dans cette expérience était très limité, de sorte que le niveau total de variabilité anatomique pourrait ne pas être représenté ici. Une autre limitation est que cette technique décrit une procédure de compartiment postérieur, qui peut être moins pratiquée. Il y a quelques rapports sur la chirurgie dans le compartiment antérieur chez le mouton 13 , mais des implants plus petits ont généralement été utilisés et les complications étaient plus fréquentes. Bien que ces résultats puissent être suffisants pour planifier d'autres expériences, la faisabilité d'un placement antérieur de maille vaginale peut également avoir été informative.
En conclusion, il s'agit d'une description d'une technique chirurgicale sûre et réalisable dans le modèle animal ovine pour une chirurgie vaginale qui permet une transgression vaginale et trocartée,Insertion d'implant vaginal libre. Les structures comparables comparables pourraient être aveuglément percées sans risques évidents pour les lésions des vaisseaux, des nerfs ou des organes. Ce modèle peut évidemment également être utilisé pour la chirurgie vaginale simulée en utilisant des tissus indigènes.
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Disclosures
Ce programme de recherche sur le modèle des ovins a été soutenu par une subvention inconditionnelle de Medri et Blasingame, Burch, Garrard et Ashley (Atlanta GA, États-Unis). Les accords sont gérés par l'intermédiaire du bureau de transfert de la recherche et du développement de Louvain. Les commanditaires n'ont pas gêné la planification, l'exécution ou la déclaration de cette expérience, ni les résultats. NS et LH sont bénéficiaires d'une subvention de la CE dans le cadre FP7 (projet Bip-Upy, NMP3-LA-2012-310389). AF a été soutenu par une subvention de la CE dans le programme de partenariat industriel-universitaire (251356).
Acknowledgments
Nous remercions Ivan Laermans, Rosita Kinart, Ann Lissens (Centre for Surgical Technologies, KU Leuven, Louvain, Belgique). Jo Verbinnen et Kristof Reyniers (Institut Vesalius d'Anatomie, Faculté de Médecine, KU Leuven, Louvain, Belgique) ont fourni un soutien technique lors de l'expérimentation. Nous remercions Leen Mortier pour l'aide en matière de gestion des données et des manuscrits. Nous remercions FEG Textiltechniken de fabriquer des mailles prototypes, de les stériliser et de les faire don de manière inconditionnelle pour la recherche.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animals: | |||
| parous female sheep (45 - 65 kg) | Zoötechnical Institute of the KU Leuven | NA | experimetnal animal |
| Sterile clothing: | |||
| sterile drape 45 x 75 cm | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 33002 | other material |
| sterile OR drape 150 x 180 cm | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 33009 | other material |
| sterile glowes 2x | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 16652 | other material |
| sterile surgical gown 2x | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 19342 | other material |
| surgical head cap 2x | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 17427 | other material |
| surgical face mask 2x | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 11983 | other material |
| Other surgical material | |||
| implant | FEG Textiltechnik GmbH, Aachen, Germany | NA | purposely designed implant |
| 3/0 polypropylene suture | Prolene, Ethicon, Diegem, Belgium | 8762H | suture material |
| 3/0 polygecaprone suture | Vicryl, Ethicon | J311H | suture material |
| gauze swabs 10 x 10 cm 10x, 12-ply | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 11574 | other material |
| syringe 10 mL | Becton Dickinsosn S.A., Madrid, Spain | 300613 | aqua-dissection |
| needle 16 gauge | Terumo, Leuven, Belgium | NN-2238R | aqua-dissection |
| Surgical equipment: | |||
| blade no.22 | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 10022-00 | surgical instruments |
| Allis tissue forceps 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 11091-15 | surgical instruments |
| Standart pattern forceps 1 x 2 theeth 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 11023-14 | surgical instruments |
| Standart pattern forceps straight serrated 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 11000-14 | surgical instruments |
| Scalpel handle 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 10004-13 | surgical instruments |
| Halstead-Mosquito forceps 2x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 13008-12 | surgical instruments |
| Standart pattern scissors 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 14001-14 | surgical instruments |
| Metzenbaum scissors 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 14016-18 | surgical instruments |
| Crile Wood needle holder 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 12003-15 | surgical instruments |
| Kell forceps 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 13018-14 | surgical instruments |
| Long Starr Self-Retaining Retractor with eight 5 mm sharp stay hooks | Cooper Surgical, Tumbull, USA | 3704 | surgical instruments |
| Heaney Simon Vaginal Retractor | Medical supplies & equipments co., Katy, Texas, USA | 403-129FSI | surgical instruments |
| Trocar (Insnare) | Bard, West Sussex, United Kingdom | NA | any trocar on market for transvaginal mesh implantation |
| Medication: | |||
| amoxilicilline clavulanate 1000 mg / 300 mL (Ampiciline) | GSK, Wavre, Belgium | NA | antibiotics |
| buprenorfin 0.3 mg/mL + chlorocresol 1.35 mg/mL (Vetregesic) | Ecuphar, Oostkamp, Belgium | NA | analgesia |
| ketamin HCL 100 mg/mL (Ketamine 1000) | Ceva Sante Animale, Brussels, Belgium | NA | anesthesia |
| isoflurane (IsoFlo) | Abbott Laboratories Ltd, Maidenhead, Berkshire, UK | NA | anesthesia |
| polyvidone iodium 7.5% (Braunol) | B. Braun Medical, Machelen, Belgium | NA | local desinfection |
| saline solution 500 mL | B. Braun Medical, Machelen, Belgium | NA | aqua-dissection |
| Xxylazine HCl , 1 mL/50 kg | Vexylan, Ceva Sante Animale, Belgium | NA | premedication |
| atropine Sulfate 15 mg/mL (), | Viatris, Belgium | NA | premedication |
References
- Glazener, C., et al. Childbirth and prolapse: Long-term associations with the symptoms and objective measurement of pelvic organ prolapse. BJOG An Int. J. Obstet. Gynaecol. 120 (2), 161-168 (2013).
- Jia, X., et al. Efficacy and safety of using mesh or grafts in surgery for anterior and/or posterior vaginal wall prolapse: systematic review and meta-analysis. BJOG. 115 (11), 1350-1361 (2008).
- Maher, C., et al. Transvaginal mesh or grafts compared with native tissue repair for vaginal prolapse. Review. 2 (2), 10-13 (2016).
- Nieminen, K., et al. Outcomes after anterior vaginal wall repair with mesh: a randomized, controlled trial with a 3 year follow-up. Am. J. Obstet. Gynecol. 203 (3), e1-e8 (2010).
- Abramowitch, S. D., Feola, A., Jallah, Z., Moalli, P. A. Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: a review. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 144, S146-S158 (2009).
- Couri, B., Lenis, A., Borazjani, A., Paraiso, M. F. R., Damaser, M. S. Animal models of female pelvic organ prolapse: lessons learned. Expert Rev. Obs. Gynecol. 7 (3), 249-260 (2012).
- Deprest, J., et al. The biology behind fascial defects and the use of implants in pelvic organ prolapse repair. Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 17, S16-S25 (2006).
- Ozog, Y., Mazza, E., De Ridder, D., Deprest, J. Biomechanical effects of polyglecaprone fibers in a polypropylene mesh after abdominal and rectovaginal implantation in a rabbit. Int. Urogynecol. J. 23 (10), 1397-1402 (2012).
- Manodoro, S., et al. Graft-related complications and biaxial tensiometry following experimental vaginal implantation of flat mesh of variable dimensions. BJOG. 120 (2), 244-250 (2013).
- Endo, M., et al. Cross-linked xenogenic collagen implantation in the sheep model for vaginal surgery. Gynecol. Surg. , 113-122 (2015).
- Feola, A., et al. Host reaction to vaginally inserted collagen containing polypropylene implants in sheep. Am. J. Obstet. Gynecol. 212 (4), e1-e474 (2015).
- Barnhart, K. T., et al. Baseline dimensions of the human vagina. Hum. Reprod. 21 (6), 1618-1622 (2006).
- Tayrac, R., Alves, A., Thérin, M. Collagen-coated vs noncoated low-weight polypropylene meshes in a sheep model for vaginal surgery. A pilot study. Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 18 (5), 513-520 (2007).
- Sobiraj, A., Busse, G., I, H. B. O. S. E. D. Ivastigation into the blood plasma profiles progesterone in sheep sufferingform vaignal inversion and prolapse. Br. Vet. J. 142 (142), 218-223 (1986).
- Reisenauer, C., Kirschniak, A., Drews, U., Wallwiener, D. Anatomical conditions for pelvic floor reconstruction with polypropylene implant and its application for the treatment of vaginal prolapse. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 131, 214-225 (2007).
- Carey, M., Slack, M., Higgs, P., Wynn-Williams, M., Cornish, A. Vaginal surgery for pelvic organ prolapse using mesh and a vaginal support device. BJOG An Int. J. Obstet. Gynaecol. 115 (3), 391-397 (2008).
- Urbankova, I., et al. Comparative anatomy of the ovine and female pelvis. Gynecol. Obstet. Invest. , in press (2016).
- Maurer, M. M., Röhrnbauer, B., Feola, a, Deprest, J., Mazza, E. Mechanical biocompatibility of prosthetic meshes: A comprehensive protocol for mechanical characterization. J. Mech. Behav. Biomed. Mater. 40, 42-58 (2014).
- Leval, J. Novel Surgical Technique for the Treatment of Female Stress Urinary Incontinence. Transobturator Vaginal Tape Inside-Out. Eur. Urol. 44 (6), 724-730 (2003).
- Reisenauer, C., Kirschniak, A., Drews, U., Wallwiener, D. Transobturator vaginal tape inside-out. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 127 (1), 123-129 (2006).
- Bafghi, A., et al. Bowel perforation as late complication of tension-free vaginal tape. J Gynecol Obs. Biol Reprod. 34 (6), 606-607 (2005).
- Hinoul, P., Vanormelingen, L., Roovers, J. P., de Jonge, E., Smajda, S. Anatomical variability in the trajectory of the inside-out transobturator vaginal tape technique (TVT-O). Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 18 (10), 1201-1206 (2007).
- Schaller, O., et al. Illustrated Veterinary Anatomical Nomenclature. , Verlag Enke. Stuttgart, Germany. (2007).
- Serious Complications Associated with Transvaginal Placement of Surgical Mesh for Pelvic Organ Prolapse. FDA Safety Communication. , Available from: http://www.fda.gov/MedicalDevices/Safety/AlertsandNotices/PublicHealthNotifications/ucm061976.htm (2016).
- Reinier, M., Groep, G. Final Opinion on the use of meshes in urogynecological surgery. SCENIHR- European Commission. , (2016).
