Summary
Este protocolo describe la implantación de malla en el septo rectovaginal ovino utilizando una única técnica de incisión vaginal, con y sin la inserción guiada por trocar de los brazos de anclaje.
Abstract
Este protocolo describe la inserción de malla en el tabique rectovaginal en ovejas utilizando una única técnica de incisión vaginal, con y sin la inserción guiada por trocar de los brazos de anclaje. La oveja parosa fue sometida a la disección del septo rectovaginal, seguida de la inserción de un implante con o sin cuatro brazos de anclaje, ambos diseñados para adaptarse a la anatomía ovina. Los brazos de anclaje se pusieron en su lugar utilizando un trócar y una técnica de "fuera-en". Los brazos craneales se pasaron a través de los músculos obturador, gracilis y aductor magnus. Los brazos caudales se fijaron cerca del ligamento sacrotuberoso, a través de los músculos coccígeos. Esta técnica permite la imitación de procedimientos quirúrgicos realizados en mujeres que sufren de prolapso de órganos pélvicos. Los espacios y elementos anatómicos son fácilmente identificables. La parte más crítica del procedimiento es la inserción del trocar craneal, que puede penetrar fácilmente en la cavidad peritoneal o en los órganos pélvicos circundantes. EsteS puede evitarse mediante una disección retroperitoneal más extensa y guiando el trocar más lateralmente. Este enfoque está diseñado sólo para pruebas experimentales de nuevos implantes en modelos animales grandes, ya que la inserción guiada por trocar no se utiliza actualmente clínicamente.
Introduction
El prolapso de órganos pélvicos se diagnostica clínicamente en la mitad de las mujeres que han tenido al menos un parto vaginal, pero subjetivamente, se molesta a la mitad de las mujeres en general 1 . El pilar de la terapia es la reconstrucción quirúrgica utilizando tejido nativo o materiales de implante, pero cada uno de estos métodos tiene sus limitaciones, incluyendo recurrencia o complicaciones locales 2 , 3 , 4 . El implante ideal aún no ha sido identificado; Por lo tanto, existe una demanda constante por la innovación de productos y por el desarrollo de una tubería adecuada para la experimentación preclínica antes de la introducción de nuevos productos y técnicas al mercado. Uno de los pasos en esta pista es la evaluación experimental en modelos animales adecuados 5 , 6 . Idealmente, deberían imitar los ambientes anatómicos, biomecánicos y biológicos. Cuando se trata de thY la evaluación experimental de nuevos implantes, se prueban típicamente primero en modelos más pequeños, ya sea para la biocompatibilidad o para la reconstrucción de defectos de la pared abdominal. Ese tipo de experimentos ha sido criticado, porque los implantes no se insertan en el área de interés ( es decir, la vagina) 7 . Los modelos de cirugía vaginal son más escasos, ciertamente cuando el objetivo del experimento es documentar las características biomecánicas de los explantes. Por esta razón, hubo un movimiento de conejos a ovejas 8 . Las ovejas adultas son modelos de animales grandes con una vagina de tamaño razonable y accesible. Pueden utilizarse para la evaluación intermedia de nuevos implantes, y es posible reproducir exposiciones vaginales con ciertos materiales 9 , 10 , 11 , 12 , 13 . No sólo las dimensiones y la anatomíaDe la vagina ovina y del suelo pélvico son comparables a los de los seres humanos, pero también la aparición espontánea de prolapso, que ocurre en el 15% de las ovejas. Los factores de riesgo de prolapso se superponen ( es decir, multiparidad, antecedentes previos de POP, aumento de la presión intraabdominal inducida por un mayor peso corporal o al pastoreo en colinas, y efectos comparables de (fito) estrógenos) 6 , 14 . En Europa, las ovejas son la única alternativa razonable, ya que la investigación sobre primates no humanos ha sido casi completamente prohibida. Aquí, el modelo se dio un paso más allá imitando la inserción transvaginal de implantes utilizando trocares y guías para la libre de tensión de colocación de mallas en el septo recto-vaginal. Esto fue seguido por la fijación del implante utilizando el anclaje con los brazos a través de los ligamentos de los músculos, lo que puede ser considerado equivalente a la práctica clínica [ 15 , 16] . Hasta ahora, esta técnicaNo ha sido estudiado, aunque muchos creen que pueden ocurrir complicaciones específicas debido al uso de estas tiras más largas y / oa la perforación de estructuras anatómicas.
En un estudio anatómico detallado anterior, se comparó el suelo pélvico ovino con la pelvis femenina 17 . Cuando se trata de anclar el implante, las ovejas no tienen el ligamento sacrospinoso, pero tienen un ligamento sacrotuberoso muy bien desarrollado y amplio. El nervio pudendal corre ventral sobre él, lo que hace inseguro utilizar este hito como un punto de suspensión. Por el contrario, el músculo coccígeo y su fascia, así como la membrana obturadora, son accesibles a través del espacio rectovaginal. Aquí se propone el acceso y la posición de las estructuras anatómicas para la fijación de los brazos de anclaje. Se discuten los instrumentos que pueden usarse para posicionar la malla. Por último, la relación de los brazos o trocares con las estructuras anatómicas adyacentes, como los vasos y los nervios,Así como posibles complicaciones intraoperatorias, también se describen.
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Protocol
La aprobación ética de este experimento se obtuvo del Comité de Ética en Experimentación Animal de la KU Leuven (P065 / 2013). Los animales fueron tratados de acuerdo con las directrices nacionales vigentes sobre bienestar animal.
1. El material y el animal experimental
- Preparación de la cirugía
- En el quirófano, cubra una mesa con un paño estéril y prepare un trócar curvo estéril ( Figura 1 , panel A), instrumentos quirúrgicos estériles, suturas y gasa estéril. Realice todo el procedimiento quirúrgico en condiciones estériles si el experimento incluye un seguimiento. Coloque todos los instrumentos sobre la mesa para estar listos para su uso durante la cirugía.
- Retire un implante rectangular estéril y / o un implante con los brazos de anclaje del paquete estéril y colóquelos sobre la mesa cubierta con un paño estéril ( Figura 1B , C y D ).
Figura 1: Trocares e implantes. ( A ) Dibujo esquemático del trocar. ( B ) Implante de fluoruro de polivinilideno en forma de H (PVDF), con un detalle de la parte central (panel C ). Su forma se inspiró en las mallas de cuatro brazos actualmente disponibles para la reparación del prolapso transvaginal. El cuerpo rectangular (30 x 40 mm 2 ) se extiende lateralmente por cuatro brazos extendidos (150 x 10 mm 2 ). Las dimensiones de los brazos están diseñados para ser lo suficientemente largo para perforar las estructuras de suspensión pertinentes, sobre la base de estudios anatómicos anteriores [ 17] . ( D ) El implante rectangular (30 x 40 mm 2 ). Ambos implantes estaban hechos de fluoruro de polivinilideno; Las características y propiedades del textil se encuentran en la Tabla 1 .
- Experimental animal (EwE, 45-60 kg)
- Administrar la premedicación de 1 ml de sulfato de atropina 15 mg / ml y 1 ml / 50 kg de xilazina HCl intramuscularmente (im) 30 min antes del procedimiento quirúrgico.
- Después de 30 min, asegúrese de que la premedicación ha hecho las ovejas letárgicas y con sueño.
- Insertar un catéter intravenoso en la vena yugular y administrar 0,075 ml / kg de ketamina 100 mg / ml de HCl. Confirme la anestesia profunda observando la falta de reacción a los estímulos dolorosos.
- Mueva el animal sobre la mesa quirúrgica y asegure sus vías respiratorias por intubación. Mantener la anestesia con 2,5% de isoflurano en 5 l / min de oxígeno.
- Mantenga la línea intravenosa insertada en la vena yugular y suministre 500 mL de solución salina a un caudal de 150 mL / h.
- Administrar antibióticos profilácticos im (clavulanato de amoxicilina, 7 mg / kg) y analgésicos posoperatorios (buprenorfin y clorocresol, 1 mL) o el equivalente según los protocolos locales.
- Coloque el animal enEn el extremo de la mesa quirúrgica y asegurar sus extremidades, con las caderas en hiper-flexión, utilizando cuerdas ( Figura 2 , panel A).
- Vacíe manualmente la vejiga y el recto empujándolos transvaginalmente.
- Afeitar el perineo, la parte medial del muslo, y los pliegues de la cola y desinfectar con yoduro de polividona 7,5% ( Figura 2 , panel B y C).
Figura 2: Cirugía de animales. ( A ) Oveja colocada en posición supina, con las caderas hiper-flexionadas asegurando los miembros inferiores. ( B ) Los puntos de entrada externos para la inserción del trocar se encuentran en el lado ventral (flecha vacía) y dorsalmente en los pliegues laterales de la cola (flecha completa). ( C ) Posición de los puntos de inserción ventral; La línea discontinua en el medio representaEl plano midsagittal del animal. ( D ) Tabique rectovaginal disecado. ( E ) Inserción del trocar ventral a través de los músculos del lado medial del muslo, el agujero del obturador y el espacio paravaginal. La trayectoria del trocar perforante se controla con el dedo. ( F y G ) Una vez que el trocar está en su lugar, la eslinga de alambre (flecha abierta) se avanza y se carga con el brazo de la malla vaginal. ( H ) Posición final de los brazos ventral (flechas completas) y dorsal (flecha vacía). ( I ) La parte central se coloca libre de tensión entre la pared vaginal y la adventicia rectal.
- Preparar al personal para una cirugía en condiciones estériles. Póngase una gorra quirúrgica y máscara de la boca, se lava las manos para la cirugía y se pone un vestido quirúrgico y guantes estériles.
- Cubrir el animal con un paño estéril y hacer una abertura por encima de los genitaleshiato.
2. Procedimiento quirúrgico
- Preparación del tabique rectovaginal
- Sujete la pared vaginal dorsal 3 cm craneal al anillo himenial usando una pinza Allis.
- Tome una jeringa cargada con 10 ml de solución salina y equipado con una aguja de 22 G. Inserte a través del epitelio vaginal (aproximadamente 3 - 4 mm de profundidad) y en la línea media del septo rectovaginal, 1,5 cm craneal al anillo himenial.
- Realizar "aqua-disección" mediante la inyección de solución salina en el tabique rectovaginal [ 11] .
- Haga una incisión media de 3 cm de longitud sobre el epitelio vaginal, comenzando caudal al fórceps Allis (paso 2.1.1) y terminando en el anillo himenial usando un escalpelo. Introduzca el espacio recto-vaginal a través de esta incisión.
- Coloque el retractor auto-retenedor (vea la Tabla de Materiales ) sobre el perineo y coloque cuatro ganchos afilados en la incisión vaginal para mantenerlo abierto. Con el dedo, disecar sin rodeos la fascia recto-vaginal de la pared vaginal lateralmente hacia las paredes laterales pélvicas y cranealmente hasta el aspecto caudal del callejón sin salida. Crear un espacio adecuado para la parte central de 30 x 40 mm 2 de la malla ( Figura 2 , panel D).
- Realizar la hemostasia con fórceps hemostáticos o una ligadura hemostática entrecruzada siempre que sea necesario.
NOTA: Los sangradores pequeños se pueden sujetar con la pinza hemostática. Esto aplasta el recipiente e inicia la cascada natural de la coagulación. Para un sangrado más fuerte, agarre el vaso sangrante con fórceps y coloque una ligadura entrecruzada, asegurándola con un nudo cuadrado. En este punto, se puede insertar el implante rectangular (paso 2.2) o continuar con la disección para insertar el implante con brazos de anclaje (paso 2.3).
- Inserte el retractor vaginal en la incisión vaginal para permitir una mejorLa parte craneal de la zona diseccionada.
- Suture la esquina craneal izquierda y derecha del implante con una simple sutura de polipropileno 3/0 interrumpida en los lados izquierdo y derecho del aspecto más craneal del espacio recto-vaginal disecado. Cortar el material de sutura residual. Mantenga la sutura lejos del lumen vaginal ( es decir, no penetre la pared vaginal).
NOTA: El implante siempre se sutura al tejido conectivo que comprende el septo recto-vaginal. La pared vaginal no se penetra si el material de sutura no puede ser visto en la vagina. - Añadir una sutura interrumpida simple adicional a mitad de camino a lo largo del aspecto craneal del implante.
- Suturar los bordes laterales del implante a medio camino sobre el tejido conectivo circundante con un simple polipropileno 3/0 interrumpido. Mantenga el implante lo más plano posible y sin tensiones.
- Suture las esquinas caudales izquierda y derecha con simples suturas de polipropileno 3/0 interrumpidas a la izquierda y derechaLados del aspecto más caudal del espacio rectovaginal.
- Añadir una sutura interrumpida simple adicional a mitad de camino a lo largo del aspecto caudal del implante.
- Cierre las incisiones vaginales con una sutura de poliglactina 3/0.
- Continuar la disección del espacio recto-vaginal creado en el paso 2.1 cráneo-ventral para alcanzar la parte medial del agujero obturador, que puede ser fácilmente palpada.
- Diseccionar el espacio caudo-lateralmente para alcanzar el aspecto caudal del ligamento sacrotuberoso y el músculo coccígeo localizado caudalmente.
- Con un no. 24, haga cuatro incisiones de 1 cm de ancho en el lado vulvar, cortando la piel y la fascia muscular superficial ( Figura 2 , panel B y C).
- Hacer dos incisiones "ventrales" en la cara medial del muslo, aproximadamente 4 cm craneal desde el borde caudalF el arco ciático ( es decir , el borde inferior de la sínfisis) ya 3 cm lateral de la línea media ( Figura 2 , panel C).
- Hacer dos incisiones "dorsales" a nivel de la inserción de los pliegues de la cola, 2 cm medial al tubérculo isquiadicum, que puede ser fácilmente palpado ( Figura 2 , panel B).
- Coloque un trocarte curvo a través de una de las incisiones ventrales ( Figura 2 , panel E).
- Pase el trocar por el músculo aductor magno, el obturador externo y la parte medial del agujero obturador.
- Controle la progresión del trocar con un dedo insertado a través de la incisión vaginal. Guíe su punta hacia el arco tendinoso del músculo elevador ani ( Figura 2 , panel E).
- Exponer el hilo guía en la incisión de la pared vaginal y cargarlo con el correspondiente brazo de malla craneal ipsilateral ( Figura 2 , panel F).
- Tire del trocar cargado con el mEsh brazo a través de las estructuras anteriores. Mantenga el brazo libre de tensión.
- Repita el proceso con el segundo brazo craneal a través de la incisión ventral en el otro lado del animal.
- A través de una de las incisiones dorsales, pasar el trocar a través del músculo coccígeo, justo distal al ligamento sacrotuberoso ( Figura 2 , panel G).
- Exponga el hilo guía a través de la incisión vaginal, agarre el brazo dorsal de la malla y extráigalo. Mantenga el brazo libre de tensión y repita en el otro lado.
- Ajuste la posición de la malla aplastándola y aplicando tensión a los brazos, pero mantenga la malla libre de tensión ( Figura 2, panel I, Figura 3 ).
- Fijar el cuerpo de la malla con una simple sutura de polipropileno 3/0 interrumpida en el centro de su borde caudal, asegurándola al tejido conectivo circundante.
- Cortar los brazos a nivel de la piel y cerrar todas las incisiones cutáneas con un simple poligonal 3/0 interrumpidoSuturas de ecaprona ( Figura 2 , panel H).
- Cierre la incisión vaginal con una sutura de poliglecaprona 3/0 en marcha.
Figura 3: Ilustración esquemática de la pelvis ovina, con los brazos craneales pasando a través del foramen obturador y los brazos caudales pasando a través de los pliegues de la cola. El ligamento sacrotuberous ancho está en azul. El panel más pequeño ilustra la posición de los brazos sobre un animal en posición reclinada, justo antes de acortar la cantidad excesiva de material. El panel principal muestra lo mismo, pero con la piel y los músculos eliminados.
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Representative Results
Gestión en una configuración de observación más larga
Después del procedimiento quirúrgico, el empaque vaginal (un paquete de gasa empapado en solución salina insertado en la vagina inmediatamente después de la cirugía) se puede insertar durante 24 horas para asegurar la posición del implante. Las ovejas deben ser colocadas en una jaula de recuperación y su función respiratoria seguida hasta su recuperación completa. Posteriormente, es posible colocar la oveja en el establo y permitirle moverse libremente y beber y comer ad libitum . El empaque vaginal, si está presente, debe retirarse 24 h después de la cirugía. Las ovejas deben recibir analgésicos (buprenorfin y clorocresol, 1 mL, im) durante al menos tres días postoperatorios. Durante la primera semana postoperatoria, el animal debe ser chequeado diariamente, y luego cada semana hasta el final del experimento.
SurgFactibilidad técnica
Durante el procedimiento, no hubo problemas con la inserción de la malla en ninguno de los animales. Casi no hubo sangrado durante la disección del septo rectovaginal y los espacios paravaginales. Fue posible identificar el aspecto medial del agujero obturador a través de la disección. Además, la inserción del trocar era directa, con una diferencia en la resistencia entre los músculos más flexibles y la fascia más resistente de los músculos individuales. Aunque la trayectoria inicial a través de los músculos fue menos controlada, la punta del trocar se palpó una vez en contacto con el músculo obturador. Los brazos dorsales se colocaron sin complicaciones ni obstáculos.
Posicionamiento y resultados de la malla durante las disecciones posteriores
Investigar el correcto posicionamiento deEl implante con los brazos de anclaje, que se consideró más difícil de lograr, se sacrificaron tres animales mediante una inyección intravenosa de 1,0 ml de una mezcla de embutramida-mebezonio-tetracaína hidrocloruro. Después de la eutanasia, el área quirúrgica fue cuidadosamente disecada para explorar la posición de la malla y el efecto de la inserción de los brazos de la malla a través de las estructuras anatómicas relevantes. La distancia más corta de los brazos ventrales desde la arteria obturadora y el nervio hasta el vaso interno pudendal se midió con una regla, y se investigó su relación con el arco tendinoso del elevador ani. Dorsalmente, el nervio pudendo y la arteria pudenda interna fueron identificados, y la distancia a ellos se midió con una regla.
La hemorragia relevante no ocurrió en ninguna de las ovejas, ni hubo ninguna lesión nerviosa, intestinal o vesical intraoperatoria. En la primera oveja, el brazo craneal pasó a través del asp caudalEct del cul-de-sac, pero los intestinos permanecieron intactos. Esto se evitó en la oveja siguiente, guiando la punta del trocar más lateralmente lejos del callejón sin salida . Los otros pasajes del brazo fueron identificados en las estructuras anatómicas descritas anteriormente, lejos de los nervios y vasos pélvicos. Los brazos craneales pasaron a través del aspecto caudal del agujero obturador ( Figura 4 , panel A). El punto de entrada del trocar se encontraba al nivel del arco tendinoso del elevador ani, 2 - 2,5 cm caudal al canal obturador y los vasos obturadores y nervio ( Figura 4 , panel B). Una vez en el espacio paravaginal, el brazo se localizó 1 - 1,5 cm ventral a la arteria y vena pudenda y 1 cm lateral a la arteria vaginal. Los brazos caudales pasaron 1 cm caudal al aspecto caudal del amplio ligamento sacrotuberoso, a través del músculo coccígeo. En ese lugar, no hay grandes vasos o nervios en cualquier lugar cerca. El nervio pudendo se localizaN la superficie interna de la parte caudal del ligamento sacrotubero.
La parte central de la malla se colocó plana, con su parte craneal que se extiende retroperitonealmente bajo el extremo caudal del callejón sin salida y su parte caudal a lo largo del tabique rectovaginal. No se produjeron perforaciones rectales ( Figura 4 , panel D).
Figura 4. Disección anatómica en una hemisección pélvica . A: La pared lateral pélvica lateral después de la extracción del peritoneo parietal y el tejido graso retroperitoneal. El pubis (P) está en la parte superior de la figura y la vagina (V) se mueve medialmente para revelar el curso del brazo craneal (flecha completa). El brazo pasa a través del arco tendinoso del elevador ani. El pin verde corresponde a la posición del p internoUdendal vasos, el pin azul marca la arteria vaginal, y el pin amarillo se coloca en el elevador ani. B: La pared lateral pélvica lateral después de la extracción del brazo (recorrido marcado con una línea amarilla). El punto de entrada está situado en el aspecto caudal del agujero obturador (marcado con cuatro alfileres azules). El nervio obturador y los vasos (línea roja) pasan a través de su aspecto craneal. Los vasos vaginales y vaginales internos (línea verde y azul, respectivamente) son dorsales al brazo. También se indican el músculo obturador (OM) y el músculo elevador ani (LAM). C: El curso del brazo (flecha abierta) a través de los músculos mediales del muslo. El músculo gracilis se mueve medialmente para mostrar el curso del brazo a través del semitendinoso y del músculo aductor magno. D: La parte central del implante (flecha abierta) se coloca entre la vagina (V), el peritoneo parietal y el recto (R).
| Malla rectangular | Arm mesh | ||
| Cuerpo central | Brazos | ||
| Dimensiones (mm x mm) | 30 x 40 | 30 x 40 | 10 x 150 |
| Espesor (mm) | 0,54 | 0,54 | 0,7 |
| Peso (g / m 2) | 83 | 83 | 73 |
| Tamaño de poro (mm 2 ) | 2,5 x 2,5 | 2,5 x 2,5 | 1,0 x 1,4 |
| Rigidez (N / mm) | 0,3 | 0,3 | 14,7 |
| Índice anisotrópico60; | 1.3 | 1.3 | 7,5 |
Tabla 1: Propiedades del material seco.
La tabla muestra las propiedades del material de la malla rectangular y la malla con los brazos de anclaje. La rigidez y el índice anisotrópico se obtuvieron de Maurer et al [ 18] .
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Discussion
En este trabajo se describe un procedimiento experimental en ovinos, destinado a imitar la disección vaginal y la inserción de malla transvaginal de un implante con o sin anclaje de brazos. Los pasos e instrumentos posteriores fueron inspirados por procedimientos quirúrgicos realizados para el POP y la incontinencia urinaria de esfuerzo 15 , 16 , 19 , 20 . Después de las disecciones anatómicas iniciales, todavía existían algunos problemas durante la inserción experimental de malla. En el primer animal, se encontró una perforación en la cavidad peritoneal a nivel de la calle sin salida. Esto se ha descrito anteriormente clínicamente en las mujeres [ 21] . En procedimientos posteriores, esto se evitó guiando la punta del trocar más lateralmente ( es decir, más cerca de la pared lateral pélvica). En ovejas posteriores, no se observaron otras complicaciones.
Las estructuras anatómicas más temidasEl nervio obturador y la arteria. En humanos, la distancia entre el trocar / implante y el conducto obturador es de 1,9-3,0 cm 22 . La alta variabilidad de la posición del trócar / implante en las mujeres se explicó previamente por el posicionamiento exacto de las piernas o la trayectoria de la aguja. Por lo tanto, las extremidades posteriores de las ovejas se aseguraron en hiper-flexión en las caderas para permitir un mayor acceso a la vagina. En esta posición el músculo gracilis se mueve cranealmente. Como consecuencia, el trócar pasó a través del músculo aductor magno, que es indiviso, pero bien desarrollado en las ovejas [ 23] . Un paso más craneal del trocar es posible pero puede dañar estructuras en el conducto obturador.
De manera similar a lo que se describe clínicamente, los brazos fijaron el implante a determinadas localizaciones anatómicas, correspondientes a los apegos naturales del tabique rectovaginal en ovejas 23 . El implante está plano, al parecer apoyando el pPared vaginal osterior sin extenderse lateralmente. En consecuencia, no tenía tendencia a doblarse. Puede ser posible usar implantes más grandes. Sin embargo, como se demostró antes en las ovejas, los implantes más grandes se asocian con una retracción de hasta el 50% y más complicaciones locales relacionadas con el injerto 9 .
La investigación previa de nuevos implantes en varios modelos animales incluyó a las ovejas como modelo para la cirugía vaginal. Un objetivo de este trabajo fue fijar los implantes de manera similar a la clínica ( es decir, transfiriendo los brazos de la malla a estructuras anatómicas en la pelvis). Este procedimiento no se describió anteriormente en un modelo de oveja. Esta cirugía sigue una estrategia similar a la que se utilizó para introducir nuevas cirugías asistida por agujas y trócares en la práctica clínica 15 . Sin embargo, estos hallazgos parecen ser menos relevantes que hace unos años, ya que el uso de implantes vaginales y, por tanto, los procedimientos guiados por trocarEstán cayendo rápidamente debido a las advertencias sanitarias consecutivas por la FDA y SCENIHR 24 , 25 .
Aunque aquí se describe la técnica, el número de animales en este experimento fue muy limitado, por lo que el nivel completo de variabilidad anatómica puede no estar representado aquí. Otra limitación es que esta técnica describe un procedimiento de compartimento posterior, que puede ser menos practicado. Existen algunos informes sobre la cirugía en el compartimento anterior en ovejas 13 , pero se usaron implantes más pequeños y las complicaciones fueron más frecuentes. Aunque estos hallazgos pueden ser suficientes para planificar nuevos experimentos, la viabilidad de la colocación de la malla vaginal anterior también puede haber sido informativa.
En conclusión, se trata de una descripción de una técnica quirúrgica segura y factible en el modelo animal de ovino para la cirugía vaginal que permite transvaginal y trócar guiada por la tensión-Libre de implantes vaginales. Las estructuras comparables relevantes podrían perforarse ciegamente sin riesgos evidentes de lesiones en vasos, nervios u órganos. Por supuesto, este modelo también puede usarse para la cirugía vaginal simulada usando tejido nativo.
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Disclosures
Este programa de investigación sobre el modelo ovino fue apoyado por una subvención incondicional de Medri y Blasingame, Burch, Garrard y Ashley (Atlanta GA, EE.UU.). Los acuerdos se llevan a cabo a través de la oficina de transferencia de Leuven Research and Development. Los patrocinadores no interfirieron con la planificación, ejecución o notificación de este experimento, ni tampoco son los dueños de los resultados. NS y LH son receptores de una subvención de la CE en el marco del 7PM (proyecto Bip-Upy; NMP3-LA-2012-310389). AF fue apoyado por una subvención de la CE en el programa de asociación industria-académico (251356).
Acknowledgments
Agradecemos a Ivan Laermans, a Rosita Kinart, a Ann Lissens (Centro de Tecnologías Quirúrgicas, KU Leuven, Leuven, Bélgica). Jo Verbinnen y Kristof Reyniers (Instituto Vesalius de Anatomía, Facultad de Medicina, KU Leuven, Leuven, Bélgica) proporcionaron apoyo técnico durante el experimento. Damos las gracias a Leen Mortier por la ayuda con los datos y la gestión de manuscritos. Agradecemos a FEG Textiltechniken la fabricación de prototipos de mallas, su esterilización y su donación incondicional para la investigación.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animals: | |||
| parous female sheep (45 - 65 kg) | Zoötechnical Institute of the KU Leuven | NA | experimetnal animal |
| Sterile clothing: | |||
| sterile drape 45 x 75 cm | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 33002 | other material |
| sterile OR drape 150 x 180 cm | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 33009 | other material |
| sterile glowes 2x | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 16652 | other material |
| sterile surgical gown 2x | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 19342 | other material |
| surgical head cap 2x | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 17427 | other material |
| surgical face mask 2x | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 11983 | other material |
| Other surgical material | |||
| implant | FEG Textiltechnik GmbH, Aachen, Germany | NA | purposely designed implant |
| 3/0 polypropylene suture | Prolene, Ethicon, Diegem, Belgium | 8762H | suture material |
| 3/0 polygecaprone suture | Vicryl, Ethicon | J311H | suture material |
| gauze swabs 10 x 10 cm 10x, 12-ply | Lohmann & Rauscher, Regensdorf, Germany | 11574 | other material |
| syringe 10 mL | Becton Dickinsosn S.A., Madrid, Spain | 300613 | aqua-dissection |
| needle 16 gauge | Terumo, Leuven, Belgium | NN-2238R | aqua-dissection |
| Surgical equipment: | |||
| blade no.22 | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 10022-00 | surgical instruments |
| Allis tissue forceps 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 11091-15 | surgical instruments |
| Standart pattern forceps 1 x 2 theeth 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 11023-14 | surgical instruments |
| Standart pattern forceps straight serrated 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 11000-14 | surgical instruments |
| Scalpel handle 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 10004-13 | surgical instruments |
| Halstead-Mosquito forceps 2x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 13008-12 | surgical instruments |
| Standart pattern scissors 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 14001-14 | surgical instruments |
| Metzenbaum scissors 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 14016-18 | surgical instruments |
| Crile Wood needle holder 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 12003-15 | surgical instruments |
| Kell forceps 1x | Fine science isntruments, Heidelberg, Germany | 13018-14 | surgical instruments |
| Long Starr Self-Retaining Retractor with eight 5 mm sharp stay hooks | Cooper Surgical, Tumbull, USA | 3704 | surgical instruments |
| Heaney Simon Vaginal Retractor | Medical supplies & equipments co., Katy, Texas, USA | 403-129FSI | surgical instruments |
| Trocar (Insnare) | Bard, West Sussex, United Kingdom | NA | any trocar on market for transvaginal mesh implantation |
| Medication: | |||
| amoxilicilline clavulanate 1000 mg / 300 mL (Ampiciline) | GSK, Wavre, Belgium | NA | antibiotics |
| buprenorfin 0.3 mg/mL + chlorocresol 1.35 mg/mL (Vetregesic) | Ecuphar, Oostkamp, Belgium | NA | analgesia |
| ketamin HCL 100 mg/mL (Ketamine 1000) | Ceva Sante Animale, Brussels, Belgium | NA | anesthesia |
| isoflurane (IsoFlo) | Abbott Laboratories Ltd, Maidenhead, Berkshire, UK | NA | anesthesia |
| polyvidone iodium 7.5% (Braunol) | B. Braun Medical, Machelen, Belgium | NA | local desinfection |
| saline solution 500 mL | B. Braun Medical, Machelen, Belgium | NA | aqua-dissection |
| Xxylazine HCl , 1 mL/50 kg | Vexylan, Ceva Sante Animale, Belgium | NA | premedication |
| atropine Sulfate 15 mg/mL (), | Viatris, Belgium | NA | premedication |
References
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