Summary
Este manuscrito ofrece un procedimiento quirúrgico de dos pasos detallados para realizar nefrectomía parcial deth de ratón 5/6 (PNx) con la ligadura del polo. Cuatro semanas después de la cirugía, en comparación con ratones sham-funcionado, los ratones PNx desarrollaron fibrosis cardiaca, hipertrofia cardiaca, deterioro de la función renal, anemia y disminución de la función sistólica y diastólica de corazón.
Abstract
Enfermedad renal crónica (ERC) es un gran factor de riesgo para eventos cardiovasculares y mortalidad y se desarrolla progresivamente al fenotipo clínico llamado "Cardiomiopatía urémica". Aquí describimos un modelo experimental de ratón CKD, denominado 5/6th nefrectomía parcial (PNx) con la ligadura del polo, que desarrolló cardiomiopatía urémica en la cirugía después de cuatro semanas. Este modelo PNx realizó una cirugía de dos etapas. En cirugía del paso uno, se unen ambos polos del riñón izquierdo. En la cirugía de paso y dos, que se realizó 7 días después de la cirugía de un paso, el riñón derecho fue quitado. Para la cirugía simulada, se realizaron los mismos procedimientos de la cirugía pero sin poste ligadura del riñón izquierdo o extirpación del riñón derecho. Los procedimientos quirúrgicos son más fácil y menos desperdiciadora de tiempo, en comparación con otros métodos. Sin embargo, el remanente de la masa renal funcional no se controla tan fácilmente como la ligadura de la arteria renal. Cuatro semanas después de la cirugía, en comparación con los ratones sham-funcionado, los ratones PNx desarrollaron fibrosis cardiaca, hipertrofia cardiaca, deterioro de la función renal, anemia y disminución de la función sistólica y diastólica de corazón.
Introduction
CKD, también conocida como insuficiencia renal crónica, es una pérdida progresiva de la función renal con el tiempo que eventualmente se convierte en insuficiencia renal permanente. CKD, de Estados tempranos de enfermedad renal de la etapa de insuficiencia renal terminal (ESRD), es un gran factor de riesgo para eventos cardiovasculares y mortalidad y se desarrolla progresivamente al fenotipo clínico llamado "Cardiomiopatía urémica"1, 2,3. La miocardiopatía urémica en pacientes con ERC o ESRD se asocia con anormalidades cardiovasculares, principalmente causadas por sobrecarga de presión ventricular izquierdo de (LV) o volumen, conduce a la hipertrofia del LV (HVI), dilatación del LV y disfunción sistólica del LV4 ,5,6. La fibrosis cardiaca es otro proceso patológico común de cardiomiopatía urémica que reduce la compliance cardiaca resultando en disfunción diastólica ventricular. Fibrosis cardiaca severa puede conducir a la muerte súbita incluso en aquellos sin síntomas cardiacos7.
El 5/6th PNx es un modelo de animal CKD comúnmente utilizado para los estudios en animales con insuficiencia renal, miocardiopatía urémica y la hipertensión. PNx se logra la ablación de parénquima renal 5/6. El modelo de la rata fue desarrollado inicialmente con los dos más comunes protocolos emplean siendo la resección quirúrgica o el infarto. El modelo PNx de rata es un modelo muy útil para el estudio de la miocardiopatía urémica con sustanciales elevaciones en la presión arterial, hipertrofia cardiaca y deterioro de la función diastólico. Más tarde, se desarrollaron modelos de PNx ratón, operados con las técnicas similares como el modelo de la rata, debido a la amplia disponibilidad y la facilidad de hacer manipulaciones genéticas en el sistema de ratón.
Está bien documentado que el estrés oxidante sistémica es una constante de ambos de8,y miocardiopatía urémica9. Además, el estrés oxidante contribuye al síndrome urémico10y juega un papel fundamental en la patogenia de las anormalidades cardíacas en cardiomiopatía urémica11,12,13. A este punto, hemos demostrado que el roedor 5/6th modelo PNx causas características fisiológicas, morfológicas y bioquímicas de la miocardiopatía urémica14,15,16, 17. en el ratón PNx modelo aquí descrito, ratones PNx funciona desarrollaron estrés oxidativo significativo, al menos parcialmente mediado por la Na/K-ATPasa, señalando la función, que es crítica en la miocardiopatía urémica experimental PNx-mediada. Atenuación de la señalización de Na/K-ATPasa no sólo reduce la amplificación oxidativa, sino que también mejora los cambios fenotípicas en cardiomiopatía urémica experimental mediada PNx18.
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Protocol
todos los cuidado de los animales y los experimentos fueron aprobados por el cuidado institucional de la Universidad Marshall los animales y el Comité uso (IACUC) según la guía de institutos nacionales de salud (NIH) para el cuidado y uso de animales de laboratorio. Ratones C57BL/6 machos (10-12 semanas) fueron alojados en un centro animal libre de patógeno en designadas habitaciones equipadas con jaulas que suministran aire purificado en un ciclo de 12 h luz/oscuridad. Alimentos y agua fueron suministrados ad libitum.
1. preparación de cirugía
Nota: los instrumentos quirúrgicos y materiales se obtienen de diferentes fuentes que no son específicas a las operaciones de cirugía. Instrumentos y materiales de otras fuentes pueden utilizarse también para el mismo propósito. Ver la Tabla de materiales para obtener una lista de instrumentos quirúrgicos.
Tabla- preparación para la cirugía de
- lugar esta al alcance de la operación: calentamiento pad, lámpara halógena, tanque de oxígeno y tanque de isoflurano, vaporizador de isoflurano, podadoras de pelo, crema del retiro del pelo, escalas, esterilizados funcionamiento conjunto, lino quirúrgico esterilizado, torundas de algodón, alcohol al 70%, solución de polyhydroxydine (que contiene yodo al 1%), solución de NaCl al 0.9%, 1 mL jeringas y agujas (30 G), 3-0 y 4-0 suturas seda, buprenorfina y penicilina, ungüento antibiótico, y ungüento oftálmico lubricante.
- Limpiar una jaula y coloque una almohadilla de calor debajo de la ropa de cama para ratones de vivienda después de la cirugía.
2. Paso una cirugía: ligadura de poste de la izquierda riñón
Nota: mantener las condiciones estériles durante la cirugía. Cubrir los instrumentos quirúrgicos autoclave con un paño estéril. Tener más de un conjunto de instrumentos quirúrgicos en la mano para que más de una cirugía evitar la contaminación cruzada durante la cirugía. Si los instrumentos deben ser utilizados de nuevo, en el caso de múltiples cirugías, desinfectar los instrumentos con solución de betadine y etanol al 70% y luego esterilizar en un esterilizador de bolas de vidrio germinator para desinfectar la zona de corte con etanol al 70% de 5 minutos. Una bata, mascarilla (a cubierta de la nariz y la boca), cap (para cubrir la cabeza) y un par de guantes estériles. Cambiar los guantes después de cada cirugía.
- Lavar y desinfectar las manos y usar guantes quirúrgicos estériles. Use un cabezal y una máscara de.
- Desinfectar la mesa con alcohol al 70%. Aplicar ungüento oftálmico lubricante en ambos ojos del ratón para evitar la sequedad del ojo bajo anestesia.
- Colocar el ratón en una cámara de inducción de un sistema de vaporizador de isoflurano e inducir la anestesia con una mezcla de 2.5% isoflurano con oxígeno al 100% (0.8 - 1.2 L/min) durante 1-2 minutos
Nota: La eficacia de la anestesia fue determinada por la ausencia del reflejo de dolor provocada por pellizcar la cola, así como por la ausencia de reflejo palpebral por tocar el párpado de. - Inyectar penicilina (40.000 unidad/kg de peso corporal, IM) y la buprenorfina (0,02 mg/kg de peso, SC) para prevenir la infección y el dolor durante la cirugía.
- Coloque el ratón sobre una almohadilla de calentamiento (establecido inicialmente a 42 ° C) con un termómetro rectal para mantener y controlar la temperatura del cuerpo alrededor de 37 ° C durante el procedimiento. Coloque la punta del ratón en el cono de nariz y ventilar con una mezcla de 0.8-1.2% isoflurano con oxígeno al 100% (0.8-1.2 L/min) durante la cirugía.
- Colocar el ratón en el lado derecho. Afeitar el pelo del área quirúrgica con una recortadora de pelo y luego quitar con la crema depilatoria. Desinfectar el sitio con solución de polyhydroxydine (que contiene yodo al 1%) seguido de etanol al 70%. Alinee el lino quirúrgico esterilizado en el área quirúrgico.
- Hacer una incisión lumbar ~1.0 cm y separar el músculo y la fascia para exponer el riñón izquierdo usando el bisturí y pinzas ( Figura 1a).
- Sacar el riñón izquierdo muy suavemente tirando de la grasa perirrenal con pinzas embotadas pequeñas. En el proceso, para no disturbar la glándula suprarrenal, mueva la glándula suprarrenal hacia arriba del riñón con fórceps.
- Usando fórceps romos, tease suavemente el tejido conectivo y las glándulas suprarrenales del extremo superior del riñón hacia el píloro central del riñón donde los vasos sanguíneos para entrar y salir. Identificar y aislar el uréter.
Nota: El uréter se encuentra alrededor de la mitad inferior del riñón incrustado en el tejido conectivo y claramente visible bajo luz. - Suavemente el tejido conectivo del gancho agarrador y separar el tejido del riñón para asegurarse de que el uréter está ligado no.
- Antes de trompas polar, utilice una regla estéril para identificar la parte 1/3 superior e inferior del riñón. El riñón de ratón es generalmente alrededor de 1,25 a 1,5 cm largo
- Ligan con una seda 3-0 cadena de sutura y con propia fuerza, aproximadamente 0.4 cm de la parte superior hacia la mitad del píloro y del mismo modo, 0.4 cm de la parte inferior hacia el píloro ( Figura 1a, punteada líneas).
- Después de la ligadura de ambos polos ( Figura 1b), permite un tiempo de 2 min de observación para asegurarse de que no hay ningún sangrado.
Nota: En el proceso, es muy importante evitar la ligadura de la glándula suprarrenal, arteria renal y el uréter. Si el uréter izquierdo es ligado, el ratón morirá después del retiro del riñón derecho en el paso dos de la cirugía. La fuerza de ligadura puede restringir el flujo sanguíneo a los polacos sin causar sangrado intra renal. Dentro de 1-2 min después de la ligadura, los polos están descoloridos debido al límite del flujo de sangre a los postes. - Rechazar el riñón izquierdo al lugar original. Cerrar el músculo y la piel con hilos de sutura de seda 4-0 y 3-0, respectivamente. Aplique ungüento antibiótico al área quirúrgico para mejorar la recuperación y desinfección.
- Después de la ligadura, la casa del ratón por separado en una jaula con una lámpara de calor sobre la jaula para que el área de ropa de cama está cerca de 37 ° C (controlar con un termómetro), antes de colocar los animales en jaulas individuales.
Nota: Controlar el ratón hasta que ha recuperado la conciencia suficiente para mantener el recumbency esternal. - Permite fácil acceso a agua y alimento durante la recuperación. Administrar penicilina y buprenorfina cada 12 h durante los primeros 3 días después de la cirugía prevenir la infección y dolor.
Nota: El ratón debe recuperarse del trauma de la cirugía en 2-3 días y debe volver a comer normal, beber y moverse. En este momento, la casa el ratón individualmente para su recuperación completa. Deberá vigilarse lo siguiente: beber, comer, caminar patrones, marcha torpe, espalda jorobada, descarga ocular o nasal y comportamiento agresivo. Eutanasia el ratón si muestra signos de convulsiones, coma, infección intratable, dificultad para caminar, pérdida de la marcha, no se puede comer y beber y pérdida de más del 15% antes de la operación peso.
3. Paso dos cirugía: extirpación del riñón derecho
- siete días más tarde, exponga el riñón derecho como se describe para el riñón izquierdo en pasos 2.1 a 2.10, excepto Coloque el ratón a su izquierda.
- Poner el riñón derecho en la ropa y eliminar grasa y tejido conectivo circundantes con fórceps romos.
- Identificar la arteria renal y la vena y luego colocar dos ligaduras (seda 3-0) cada uno con un solo nudo suelto alrededor de los vasos. Tease suavemente el tejido conjuntivo y suprarrenales glándula del extremo superior del riñón hacia el píloro central del riñón usando fórceps romos. Desplazar el uréter desde el extremo inferior y atar todos los vasos juntos (seda 3-0) sin causar hemorragia.
- Mover los dos nudos de ligadura suelta a lo largo de los vasos. Uno hacia el lado de la aorta abdominal y el otro hacia el lado del riñón.
- Ate el nudo ligadura (hacia el lado de la aorta abdominal) primero con dobles nudos, un nudo sólido va a cambiar el color del riñón derecho. Ate el nudo ligadura (hacia el lado del riñón) con nudos dobles. Deje suficiente espacio entre estos dos nudos dobles para cortar los vasos entre los dos nudos sin cortar los nudos de la ligadura.
- Cortar los vasos renales entre los dos nudos y quitar el riñón derecho. Compruebe la posible sangrado de los vasos renales.
- Secar el riñón derecho con una gasa estéril y pesan lo
- Cerrar la incisión del músculo con la secuencia de sutura de seda 4-0 y cerrar la incisión de piel con cadena de sutura de seda 3-0.
- Casa el ratón por separado en una jaula limpia solitaria con una lámpara de calor sobre la jaula (paso 2.15) con fácil acceso a agua y alimento durante al menos 24 h de recuperación. Administrar penicilina y buprenorfina cada 12 h durante 3 días prevenir la infección y dolor.
Nota: El ratón debe recuperarse del trauma de la cirugía en 2-3 días y debe volver a comer normal, beber y moverse. - Después de la cirugía, seguimiento de los ratones dos veces al día durante tres días y luego una vez al día durante la duración del experimento. Siga los procedimientos de supervisión y tratamiento postquirúrgicos se describe en el paso 2.16.
4. Farsa de cirugía
- para la cirugía del impostor, realizar los mismos procedimientos de la cirugía, incluida la exposición del riñón, disección de tejido y el cierre de la herida, pero sin la ligadura del polo del riñón izquierdo o extirpación de riñón derecho.
5. evaluación de la miocardiopatía urémica Experimental
- un día antes del sacrificio, realizar una ecocardiografía transtorácica y capturar imágenes 18.
Nota: Aquí, la ecocardiografía transtorácica se realizó con un ratón manejo de mesa y el termómetro rectal. Las imágenes ecocardiográficas fueron capturadas utilizando un MHz de 18-38 transductor de frecuencia de funcionamiento conectado a un sistema de proyección de imagen. Espesor relativo (RWT), índice de rendimiento miocárdico (MPI) e índice de la masa de ventrículo izquierdo (IMVI) se calcularon como descrito 18. - En el momento del sacrificio, medir el peso del cuerpo. Miden el hematocrito (HCT) con una centrifugadora HCT según fabricante ' instrucciones. Preparar las muestras de plasma mediante la centrifugación de las muestras de sangre 10 min a 1.500 x g a 4 ° C en una centrífuga refrigerada de mesa de tubos recubiertos de heparina. Medir cistatina C y creatinina BUN usando kits siguiendo el fabricante ' instrucciones. Realizar las mediciones por duplicado.
- Al final del experimento, anestesiar los ratones con ketamina (90 mg/kg, IP) y xylaxine (10 mg/kg, IP) y el sacrificio por toracotomía. Medir el peso del corazón después de haber quitado del pecho. Preparar cardiaco (LV) y homogenados de riñón, así como determinación de colágeno tipo 1 (COL-1), la fosforilación de c-Src y proteína Carbonilación, como se describe antes 18 , 19.
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Representative Results
Los datos indican que este modificado 5/6th modelo PNx por la ligadura del polo es un modelo sencillo y eficaz para investigar la miocardiopatía urémica. En la cirugía después de cuatro semanas, este PNx modelo presenta había deteriorada la función renal, anemia, hipertrofia cardíaca, fibrosis cardíaca y disminución de la función sistólica y diastólica de corazón. A continuación se resumen los resultados.
En la cirugía después de cuatro semanas, los ratones PNx desarrollaron función renal deteriorada, además de los cambios morfológicos y bioquímicos cardiacas que son compatibles con el fenotipo de miocardiopatía urémica humana. Estos cambios PNx-mediada incluyen las siguientes observaciones en comparación con los ratones funcionan sham. En primer lugar, como era de esperar, la cirugía PNx causó un deterioro significativo de la función renal. Como se muestra en la figura 2, la cirugía PNx aumentó significativamente los niveles plasmáticos de Cystatin C (figura 2a, n = 16), creatinina (figura 2b, n = 16), BUN (figura 2c, n = 16), comparado con la farsa cirugía. En segundo lugar, hubo anemia PNx-estimulados demostrada por el HCT significativamente menor en los ratones PNx (figura 2d, n = 8). En tercer lugar, el PNx-mediada de la hipertrofia cardiaca y disfunción diastólica fueron demostrados por un corazón aumento peso corporal peso proporción (figura 3a) y análisis de la ecocardiografía transtorácica (eco) que muestra el importante aumenta en grosor de pared posterior (PWT), anterior de la pared espesor (AWT), RCV (figura 3b), MPI (figura 3c) y el IMVI (figura 3d). No hubo ningún cambio significativo de la fracción de eyección (EF, %). En cuarto lugar, la fibrosis cardíaca mediada por PNx fue demostrada por PNx-inducida aumenta en tipo la expresión de colágeno en los homogenados del LV (figura 4a) y a la izquierda de homogenados de riñón remanente (figura 4b). En quinto lugar, el estrés oxidante desempeña un papel importante en la miocardiopatía urémica experimental. En este modelo PNx, PNx había estimulado significativamente modificación de Carbonilación de proteínas directa de múltiples proteínas (figura 4c) y la activación de c-Src (figura 4d) en homogenados de LV. Cirugía PNx no causó una pérdida significativa de peso corporal en la cirugía después de cuatro semanas. Sin embargo, el modelo PNx por método de la ligadura del Polo no indujo la hipertensión. No hubo diferencias significativas entre la farsa y PNx ratones en BP sistólica, diastólica y media BP (datos no mostrados) medido en un día antes de la cirugía de un paso y un día antes del sacrificio, que es coherente con la idea de que la cepa de ratón C57BL/6 es no un hipertenso establecido modelo20,21. Los datos también sugieren que este modelo PNx es poco probable que un modelo de insuficiencia renal aguda. Por otra parte, los cambios cardiacos PNx-mediada, pero no deterioro de la función renal, fueron atenuados por bloqueo de la activación de c-Src o la inducción de hemo oxigenasa-1 (HO-1)18.
Figura 1 : La ligadura del riñón izquierdo poste. Los cuadros demostraron riñón izquierdo antes de la ligadura (izquierda) y después de la ligadura (derecha). Las líneas de puntillo en el cuadro izquierdo demostraron las líneas Estimado ligadura. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : PNx con la ligadura del polo causada deteriorada la función renal y anemia. En la cirugía después de cuatro semanas, la cirugía PNx aumenta significativamente los niveles plasmáticos de (un) Cystatin C (n = 16), creatinina (b) (n = 16), (c) BUN (n = 16), en comparación con la cirugía simulada. PNx redujo también significativamente (d) hematocrito (HCT) en ratones PNx (n = 8). Los datos se expresaron como media ± SEM. **, p < 0,01, ratones sham operado vs ratones PNx funciona. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : PNx con la ligadura del polo estimulado hipertrofia cardiaca. En la cirugía después de cuatro semanas, la cirugía PNx aumenta significativamente (una) relación de peso de peso corporal de corazón (a, n = 8), (b) espesor relativo (RCV, n = 1 9-21), (c) índice de rendimiento miocárdico (MPI, n = 19-21), y (d) índice de masa de ventrículo izquierdo (IMVI, n = 19-21). Los datos se expresaron como media ± SEM. **, p < 0,01, ratones sham operado vs ratones PNx funciona. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4 : PNx con la ligadura del polo estimulada tipo I expresión de colágeno, proteína Carbonilación y c-Src activación. En la cirugía después de cuatro semanas, el PNx estimulado tipo I expresión de colágeno en los homogenados del ventrículo izquierdo (VI) (a, n = 11) y homogenados de riñón remanente a la izquierda (b, n = 7-10). También en homogenados de LV, el PNx estimuló la Carbonilación de proteínas directa (c, n = 6) y la activación de c-Src (d, n = 6). Los datos se expresaron como media ± SEM. **, p < 0,01, ratones sham operado vs ratones PNx funciona. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
La rata 5/6th modelo PNx ha sido ampliamente utilizado para el estudio de CKD. Debido al mucho más pequeño riñón tamaño en ratón, la ligadura de la arteria clásica y resección de Polo son muy desafiantes en modelos de ratón con posibles altas tasas de mortalidad y pérdida de sangre, sangrado inesperado.
Adoptamos un modelo de ratón PNx con la ligadura del polo a superar la pérdida de sangre hemorragia. Este modelo PNx toma menos tiempo con la tasa de supervivencia mejorada y alta reproducibilidad. Este modelo de ligadura del polo desarrolla los cambios fenotípicos de la miocardiopatía urémica humano en el momento de la cirugía después de cuatro semanas y así proporciona un modelo para estudiar sus mecanismos y terapéutica destinos.
En este modelo PNx, el 5/6th PNx es una estimación aproximada de reducción de masa renal desde y hasta el momento no existe ningún método para calcular exactamente la masa renal remanente de los dos riñones que tienen masas de tamaños diferentes. Sin embargo, la ligadura debe realizarse de una manera muy similar a reducir la variación de la operación. Se estima que mantener aproximadamente el 40% del riñón izquierdo (o aproximadamente el 20% de la masa renal total) puede reducir de manera significativa la tasa de mortalidad (por cerca de 20%) sin sacrificar el desarrollo del fenotipo de miocardiopatía urémica. Otra cuestión es la fuerza de ligadura que requiere práctica.
En comparación con el 5/6th PNx modelos por resección de polo o la ligadura de la arteria renal15,20, el método de la ligadura del polo es fácil, rápido y menos instrumental exigente. Las posibles ventajas de este modelo PNx incluyen los siguientes: 1) evitación de sangre posible sangrado como se ve en el modelo PNx por resección de polo o ligadura de la arteria, 2) deterioró la función renal con aumento en el estrés oxidativo causado por la respuesta de la inflamación a la ligadura del polo, 3) disminuir la tasa de mortalidad (20%) y 4) rápido desarrollo del fenotipo de miocardiopatía urémica. Una ligadura del exitoso Polo muestra un progresivo daño irreversible y la degradación de los polos ligados. Los postes ligados son accesibles en la cirugía después de dos semanas (figura 4) y en su mayoría desaparecen en la cirugía después de cuatro semanas (figura 5). Comparación de los polos ligados en dos semanas y cuatro semanas post-cirugía, indica que la reacción de inflamación que responde a la ligadura del polo.
Este modelo PNx puede ser útil para el estudio de los mecanismos de acción de los fármacos y el análisis de drogas terapéuticas. Recientemente utilizamos este modelo PNx para investigar el papel de la tensión de señalización y oxidativa de Na/K-ATPasa en el desarrollo de la miocardiopatía urémica. Administración de pNaKtide, un antagonista específico de la señalización de Na/K-ATPasa, no sólo impide el desarrollo de cardiomiopatía urémica pero también revierte la aparición de miocardiopatía urémica18.
Los pasos críticos en el protocolo son como sigue: 1) una ligadura más agresiva (remanente masa renal izquierda es menos del 30%) aumentará significativamente la tasa de mortalidad (50%). 2) la fuerza de ligadura requiere práctica para llegar al punto de que la ligadura restringe el suministro de sangre a los postes sin romper el tejido de la cápsula y el riñón. Rompiendo los hilos de tejido de riñón a sangrado intra renal que puede causar la muerte después del retiro del riñón derecho. Un exitoso Polo ligado está decolorado dentro de 1-2 min después de la ligadura, debido al límite del flujo de sangre al polo. 3) especial atención se requiere para no ligar el uréter del riñón izquierdo o dañar el uréter cuando la ligadura de los polos. Un ratón con uréter dañado o ligado no sobrevivirá después del retiro del riñón derecho. Esto puede ser la desventaja más notable del método de la ligadura del polo. 4) mantenimiento de la temperatura corporal durante el proceso de la cirugía y el cuidado después de la cirugía. 5) control de la posible infección con antibióticos.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por NIH R15 1R15DK106666-01A1 (a J. Liu) y NIH to1 HL071556 (a J.I. Shapiro).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Iris Scissors, 11.5 cm, Straight | World Precision Instruments | 501758 | |
| WPI Swiss Tweezers #5 11 cm, 0.1x0.06 mm Tips | World Precision Instruments | 504506 | |
| Jewelers #5 Forceps, 11cm, Straight, Titanium | World Precision Instruments | 555227F | |
| Iris Forceps, 10cm, Straight, Serrated | World Precision Instruments | 15914 | |
| Tweezers #3, 11cm, 0.2x0.4mm Tips | World Precision Instruments | 501976 | |
| Medesy Iris 4.5" Curved Scissors, Stainless Steel | Net23 | 3512 | www.Net32.com |
| Dr. Slick Iris Scissors; 3.5" | Avid Max | 220-1-965-IrisScsrs-P | www.Avid Max.com |
| Miltex Iris Scissors 4 1/8" Curved | 4mdmedical | V95-306 | www.4mdmedical.com |
| 5" Hemostat clap, curved jaw | PJTool | 4355 | www.pjtool.com |
| sklar Knapp Iris scissors, straight and sharp/blunt 4" | Medical Device depot | 64-3430 | www.medicaldevicedepot.com |
| Kelly Hemostatic Forceps straight 5.5" | Pilgtimmedical | FA710-50 | www.pilgtimmedical.com |
| C57BL/6 mice | Hilltop Lab Animals Inc. | ||
| Mouse Handling Table and rectal thermometer | Visualsonics | ||
| MicroScan transducer | Vevo 1100 | MS400 | |
| Vevo 1100 Imaging System | FUJIFILM VisualSonics Inc. | ||
| Cystatin C ELISA kit and mouse creatinine kit | Crystal Chem. Inc. | ||
| Mouse BUN ELISA kit | MyBioSource Inc |
References
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