Summary
Este protocolo describe un método para recoger fluido intersticial cardíaco del corazón de rata perfundido aislado. Para separar físicamente el transudato intersticial del perfusado de efluente venoso coronario, se invierte el corazón perfundido de Langendorff y se recoge el transudato (líquido intersticial) formado en la superficie cardiaca usando un tapón de látex blando.
Abstract
El presente protocolo describe un enfoque único que permite la recolección de transudado cardíaco (TC) del corazón de rata aislado, con solución salina perfundida. Después del aislamiento y la perfusión retrógrada del corazón de acuerdo con la técnica de Langendorff, el corazón se invierte en una posición invertida y se estabiliza mecánicamente mediante un catéter de balón insertado en el ventrículo izquierdo. Luego, se coloca una tapa delgada de látex - previamente moldeada para que coincida con el tamaño promedio del corazón de la rata - sobre la superficie epicárdica. La salida de la tapa de látex está conectada a tubos de silicio, con la abertura distal 10 cm por debajo del nivel de base del corazón, creando una ligera succión. La TC producida continuamente en la superficie epicárdica se recoge en viales enfriados con hielo para un análisis posterior. La tasa de formación de TC varió de 17 a 147 μL / min (n = 14) en los corazones control y en infarto, lo que representa 0,1-1% del perfusato de efluente venoso coronario. Análisis proteómico y alto perfoLa cromatografía líquida de rmance (HPLC) reveló que la CT recogida contiene un amplio espectro de proteínas y metabolitos purinérgicos.
Introduction
La insuficiencia cardíaca (IC) es la principal causa de muerte en humanos en todo el mundo 1 . La IC suele producirse a causa de miocarditis, inseminación isquémica al miocardio y remodelado ventricular izquierdo, lo que lleva al deterioro progresivo de la función contráctil cardíaca ya la calidad de vida de los pacientes. Aunque los avances en cardiología y cirugía cardíaca han reducido notablemente la mortalidad por HF, sirven meramente como "retardadores" transitorios de un proceso de enfermedad inevitablemente progresivo que tiene una morbilidad significativa. Por lo tanto, la falta actual de tratamiento efectivo subraya la necesidad de identificar nuevos objetivos moleculares que pueden prevenir o incluso revertir la IC. Esto incluye cambios en la matriz extracelular, la respuesta inmune no controlada del corazón, y las interacciones entre las células cardíacas y no cardíacas [ 2] .
Es importante reconocer que el microambiente que las células cardíacas están expuestas a la direcciónTamente la respuesta inmune y regenerativa del corazón lesionado. En el corazón aislado, de perfusión salina, se genera CT en la superficie del corazón en forma de pequeñas gotitas que se derivan del espacio intersticial fluido ( es decir, microambiente), tanto en condiciones fisiológicas como fisiopatológicas 3 , 4 , 5 . Por lo tanto, el análisis de la CT ( es decir, el líquido intersticial) puede ayudar a identificar los factores que regulan el metabolismo cardíaco y la función contráctil 6 o influyen en las funciones de las células inmunes después de la migración en el corazón lesionado. Potencialmente, esto puede conducir al desarrollo de nuevas estrategias terapéuticas para el tratamiento de la IC.
La recolección de TC a partir de corazones murinos es técnicamente difícil. En los corazones normales de Langendorff-perfundidos, la colección exclusiva de CT es difícil debido a que la mezcla de la CT con la coronariaEl perfusato de efluente venoso diluye impredeciblemente cualquier concentración de metabolitos / enzimas liberados del espacio intersticial. Una estrategia posible para superar esta limitación es excluir el efluente venoso mediante la cánula pulmonar y la ligadura simultánea de la vena pulmonar 7 . Sin embargo, este método enfrenta dificultades asociadas con la canulación y la ligadura de la arteria y vena pulmonar, provocando una fuga potencial de efluente venoso en el transudado cardíaco. El concepto de usar un modelo de corazón reverso fue introducido por primera vez por el grupo de Kammermeier, que invirtió el corazón aislado y perfundido en una posición invertida y colocó una delgada capa de látex en la superficie epicárdica para tomar continuamente CT sin la contaminación del efluente venoso 8 , 9 . Usando este procedimiento, se demostró que la TC proporciona una medida muy sensible de los metabolitos liberados desde el corazón 9 ,La transferencia capilar de ácidos grasos 8 , y partículas virales 10 .
Más recientemente, los factores parácrinos que pueden regular la respuesta inmune local y aumentar la angiogénesis cardíaca 11 se han implicado en los efectos beneficiosos de la terapia basada en células madre para la enfermedad cardíaca. El análisis de la TC en el corazón invertido puede ayudar a identificar químicamente estos factores paracrinos individuales. Además, la TC puede ayudar a identificar los factores implicados en la activación in vivo de las células inmunes en el corazón.
La descripción detallada de la colección de CT desde la superficie del corazón, proporcionada aquí, es experimentalmente útil para los investigadores que estudian la interacción de células inmunitarias, fibroblastos, células endoteliales y cardiomiocitos en relación con la función cardíaca global. Como se mencionó anteriormente, el fluido intersticial lleva la información para la comunicación de célula a célula dentro del corazón,Que se puede evaluar convenientemente mediante la recolección de CT. La descripción técnica detallada, incluyendo un protocolo de vídeo de cómo recolectar CT del corazón invertido, debe facilitar la aplicación futura de esta técnica única.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos los experimentos fueron aprobados por la agencia reguladora local ( LANUV de Nordrhein-Westfalen, Alemania) y se realizaron de acuerdo con las directrices de uso animal. Los animales fueron alimentados con una dieta estándar de chow y recibieron agua del grifo ad libitum . Todos los equipos y productos químicos necesarios para cada paso del experimento están disponibles en la Tabla de Materiales .
1. Preparación de la Caperuza de Látex y del Balón Intraventricular
- Haga un molde de aluminio usando una fresadora que coincida con el tamaño promedio del corazón de la rata (peso corporal de 300-350 g). Pulir el molde con papel de esmeril superfino (10/0).
NOTA: Las métricas detalladas del molde se muestran en la Figura 1A . - Fije verticalmente el cuello del molde de aluminio a la fresadora para preparar la tapa de látex.
NOTA: La fresadora hace que el molde gire lentamente. Alternativamente, se puede usar un motor eléctrico. Li - Verter 20 ml de látex líquido (adquirido comercialmente, véase la tabla de materiales ) en un vaso de precipitados de vidrio de 50 ml.
- Baje el molde hasta que todo el cuerpo del molde se sumerja en la solución de látex.
- Levante lentamente el molde (5 cm / min) mientras gira.
- Mantenga girando el molde durante 15 min más, hasta que el látex en la superficie del molde se solidifique.
- Añadir alrededor de 1 g de talco en polvo a la superficie del molde (ya cubierto por una fina película de látex) para evitar daños mientras se desprende.
- Desprenda suavemente con los dedos la tapa de látex ya secada de la superficie del molde; La tapa de látex está ahora lista para su uso ( Figura 1B ).
- Conecte la salida de la tapa de látex a una tubería de silicio de 15 cm (ID = 0,2 mm), utilizada posteriormente para la recolección de CT.
- Llenar el globo de látex ventricular con agua y fijarlo firmemente en una cánula metálica en forma de L conectada a una jeringa llena de agua de 1 ml (> Figura 1C).
NOTA: Esto se usará para asegurar el posicionamiento vertical del corazón (ver abajo). - Asegúrese de que el globo esté hermético realizando varias pruebas de desinflado / inflado con la jeringa de 1 mL adjunta.
- Conecte la cánula, a través de una parada de tres vías, a un transductor de presión para la futura medición de la presión desarrollada intraventricular ( Figura 1C ).
2. Preparación del tampón de Krebs-Henseleit (KHB) y del sistema de perfusión de Langendorff
- Configure un sistema de perfusión Langendorff utilizando el modo de flujo constante (impulsado por una bomba de rodillo) o de presión constante (generado por la presión estática en una columna de vidrio).
NOTA: Los detalles de la preparación del corazón de Langendorff se han descrito previamente 12 . - Preparar 2 L de un KHB modificado (en mM: 116,02 NaCl, 4,63 KCl, 1,10 MgSO4,7H2O, 1,21 K2HPO4 ₂ $ 2H $ ₂ $ O, 24,88 NaHCO $ ₃ $ , 8,30 D-glucosa y 2,0 piruvato sódico).
- Pesar todos los productos químicos, pero CaCl 2 y disolverlos en 1,8 L de agua doblemente destilada en un matraz de 2-L.
- Burbujear el medio con carbógeno (95% O 2 /5% CO 2 ) durante al menos 5 min para equilibrar (pH: 7,4) bajo agitación magnética.
- Se a~naden 0,74 g de CaCl2.2H2O y se lleva el volumen total a 2 l con agua doblemente destilada.
- Seguir agitando y burbujeando el medio con carbógeno durante 5 minutos adicionales.
- Filtrar el KHB a través de un filtro de 0,2 μm para eliminar partículas pequeñas que pueden obstruir la microcirculación del corazón.
- Preparación del sistema de perfusión de Langendorff.
- Colocar el KHB filtrado en un baño de agua precalentado (38 ° C); Seguir burbujeando con carbógeno para generar una presión de 100 cmH 2 O insidEl depósito KHB.
- Conecte el depósito a la columna de vidrio para establecer una presión hidrostática de 100 cmH 2 O para la perfusión de Langendorff con KHB; Continuar burbujeando el KHB dentro de la columna con carbógeno.
- Ajuste la temperatura del sistema de calentamiento para que la temperatura en la salida de la cánula aórtica sea 37 ° C.
- Asegúrese de que el sistema de tubos esté libre de burbujas.
- Oxígene el KHB con carbógeno durante 5 minutos más, hasta que el PO 2 en el KHB alcance 500-600 mmHg (medido por un analizador de gases de sangre).
- Configurar el sistema de perfusión para funcionar ya sea a una presión constante de 100 cmH 2 O o con un flujo constante de alrededor de 10-20 ml / min mediante conmutación manual. Alternativamente, utilice un controlador de bomba intercambiable STH para cambiar instantáneamente al modo de perfusión.
3. Aislamiento y Canulación del Corazón
NOTA: ratas Wistar macho con pesos corporales de 300-350 g, de manera que los tamaños de los corazones coincidían con el tapón de látex pre-moldeado. Las ratas se sometieron a una ligadura de la izquierda arterial descendente (LAD) durante 50 minutos, seguido de reperfusión o fueron operados simulada. Detalles de la metodología para la inducción de infarto de miocardio (IM) se informó en otro lugar [ 13] . Los experimentos de corazón invertido en los animales de infarto se realizaron 5 días después de la operación.
- Anestesiar las ratas usando un vaporizador de isoflurano (2% V / V) conectado a una cámara de retención de animales (20 L).
- Transferir las ratas a una mesa de operaciones (no a temperatura controlada) después de una anestesia profunda.
- Levante la piel y el músculo justo debajo del esternón usando fórceps y corte alrededor del borde inferior de las costillas con tijeras pesadas.
- Usando unas tijeras finas, haga un pequeño corte en el diafragma, en el borde de la costilla. Corte las costillas caudalmente para hacer una solapa de toda la pared ventral del pecho.
- Agarre suavemente el corazón con el pulgarNd índice y dedos del medio y levantar lentamente hacia arriba para que los vasos cardíacos se vuelven ligeramente estirado.
- Excise el corazón hasta que la aorta esté totalmente expuesta.
- Colocar el corazón en un vaso de precipitados de 100 ml que contiene 50 ml de KHB helado (4 ° C) y moverlo al aparato de perfusión.
- Inmediatamente monte el corazón a través de la aorta en una cánula de goteo y apriétela firmemente con una sutura (4-0). Evite las burbujas de aire que entren en el corazón.
- Aplicar presión de perfusión constante (100 cmH 2 O). Alternativamente, puede aplicarse un caudal completo (comenzando con 20 ml / min).
Nota: El tiempo desde la apertura del tórax hasta la fijación del corazón a la cánula de perfusión debe tomar unos 3 min en manos de un operador experimentado.
4. Modelo de corazón invertido
- Gire suavemente la cánula aórtica hasta que la pared posterior del corazón esté en la vista frontal .
- Quitar el tejido conectivo con tijerasPara exponer la apertura de la aurícula izquierda, haciéndola lista para la canulación intraventricular.
- Inserte el globo de látex desinflado unido a un catéter rígido a través de la aurícula izquierda en el ventrículo izquierdo.
- Inflar el globo hasta que llene toda la cavidad ventricular (el volumen de inflado está pre-marcado en la jeringa).
- Invertir el corazón hasta que esté al revés, apoyándolo por el catéter de balón intraventricular.
- Como se demuestra en la figura 1C , estabilizar mecánicamente el corazón invertido en posición vertical usando el balón intraventricular con un catéter metálico rígido.
- Ajustar la posición del corazón para evitar la torsión excesiva de la raíz aórtica.
- Ajustar la presión diastólica a 3-5 mmHg (medida por el balón intraventricular, ver Figura 1C ).
- Observe la superficie epicárdica del corazón y asegúrese de que se formen gotitas pequeñas.
- Coloque la tapa de látexNto la superficie del corazón empujándola suavemente para cubrir el corazón entero usando los dedos.
- Asegúrese de que la tapa de látex cubra la mayor parte de la superficie ventricular.
- Retire las burbujas de aire, si las hubiere, dentro de la tapa y el tubo, succionando suavemente con una jeringa de 1 ml.
- Ajustar la abertura distal de la tubería que deja CT a 10 cm por debajo del nivel horizontal del corazón.
NOTA: Este procedimiento asegura una ligera succión por presión hidrostática negativa. - Recoger las gotas de CT en un tubo de recogida de 1,5 ml colocado en hielo mezclado 1: 1 con NaCl. Recoger alrededor de 0.15-1.5 ml de CT.
NOTA: La mezcla de hielo / NaCl estabiliza la temperatura en el tubo de recolección por debajo de cero (aproximadamente -4 ° C).
NOTA: El tiempo de muestreo depende del propósito experimental. El caudal de la TC es de aproximadamente 27 ± 20 μL / min en animales simulados (n = 3) y 100 ± 47 μL / min para los animales coronarios (n = 11). - Pesar y congelar instantáneamente muestras CTEn nitrógeno líquido y almacenarlos a -80 ° C para mediciones posteriores.
5. Análisis de la CT
- Utilizar el líquido CT para el análisis de metabolitos, dependiendo de la pregunta científica.
NOTA: Los datos mostrados en la Figura 2 y la Figura 3 se recogieron de una perfusión de presión constante (100 cmH2O), y se recogieron aproximadamente 0,15-1,5 ml de líquido CT en un periodo de 10 min. Este tiempo y volumen fueron suficientes para el análisis proteómico (mínimo: 50 μl, Figura 2 ) 14 y HPLC (mínimo: 20 μl, Figura 3 ) 15 de varias purinas.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
El modelo de corazón invertido permite la recolección de transudado intersticial cardíaco en un corazón de rata aislado, retro-perfundido ( Figura 1A- C ). Cuando se perfundía a una presión constante de 100 cmH $ ₂ $ O, la velocidad de formación de líquido intersticial varió entre 17 y 147 μL / min, llegando a 0,1-1% del efluente venoso coronario en el corazón aislado.
Se encontró que el contenido de proteína de la TC, medida con el ensayo de ácido bicinconínico (BCA), era de 1,08 pm 0,40 mg / ml (n = 6). Análisis de electroforesis en gel unidimensional (SDS-PAGE) reveló un amplio espectro de proteínas presentes en el transudato cardíaco ( Figura 2A ]. Se realizó electroforesis bidimensional en gel de diferencia de fluorescencia (2D-DIGE) en la TC a partir del corazón sometido a 50 minutos de isquemia / reperfusión. Como se muestra en Xfig "> Figura 2B, se encontró que varias proteínas fueron reguladas positivamente en la TC de corazones isquémicos, entre las proteínas identificadas, el 70,1% eran proteínas de la matriz extracelular, el 4,6% eran proteínas de la membrana celular, el 17,2% eran proteínas citoplásmicas y el 2,3% eran nucleares ( Tabla 1 ).
Las purinas se han considerado durante mucho tiempo como moléculas de señalización pivotales que regulan la respuesta inmune cardíaca, el tono vasomotor y la función cardíaca, particularmente después de la lesión isquémica. La recolección de CT permite la medición de una variedad de metabolitos presentes en el líquido intersticial cardíaco en condiciones fisiopatológicas, como el MI. Como se muestra en la Figura 3 , la concentración de AMP, GMP, NADP, adenosina, hipoxantina y ácido úrico medida por HPLC, donde más alta en el corazón isquémico, que es similar a los resultados informados anteriormente utilizando otros métodos 16 ,Clase = "xref"> 17.
Tabla 1: Lista de proteínas upregulated en la TC de los corazones isquémicos. CT de corazones isquémicos se analizó por 2D-DIGE y se identificó por la proteómica. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
Figura 1: Dibujos esquemáticos del modelo de corazón invertido. ( A ) Se construyó un molde de aluminio a partir de un corazón de rata de forma y tamaño adecuados. ( B ) Después de sumergir el molde en una solución de látex, se moldeó una tapa de látex, con un espesor de aproximadamente 0,01 mm. ( C ) En una LEl corazón fue perfundido a través de la aorta utilizando una cánula aórtica, que posteriormente fue invertida en una posición invertida y fue apoyada mecánicamente por un balón intra-ventricular colocado en el ventrículo izquierdo. El desarrollo de la presión intraventricular se controló a través de un transductor de presión. La tapa de látex cubría casi el 90% de la superficie tanto del ventrículo derecho como del izquierdo, y la salida estaba conectada a un tubo de silicio (ID = 0,2 mm), con la abertura distal a 10 cm por debajo de la base del corazón. Esto generó una presión hidrostática ligeramente negativa. El transudato cardiaco Se recoge habitualmente en un tubo de 1,5 ml enfriado con hielo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: PrAnálisis oteomic de la CT. Las proteínas en la TC se separaron por SDS-PAGE ( A ) y se identificaron mediante análisis 2D-DIGE ( B ). Para (A), los carriles 1-4 indican muestras cardiacas de corazones individuales (1 y 2 = farsa, 3 y 4 = infarto). Para (B), se realizó 2D-DIGE en la TC de un corazón infartado. La identidad proteica se confirmó por cromatografía líquida (LC) -MS / MS 14 , 15 . Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Purinas en la TC. Varias purinas presentes en la CT se analizaron por HPLC. La HPLC representativa se extiende desde la simulación (azul) y el infarto (negro) del corazón muestran que el corazón infartado exhibe una mayorConcentración intersticial de AMP y adenosina, pero no hipoxantina. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
El modelo de corazón invertido se basa en la bien establecida técnica de perfusión de corazón de Langendorff 12 y se realiza simplemente invirtiendo el corazón en una posición invertida y manteniendo esta posición usando un catéter de balón intra-ventricular rígido. De esta manera, el transudato intersticial cardíaco puede separarse físicamente del perfusado de efluente venoso coronario, goteando por gravedad desde la base del corazón 9 . El CT se puede recoger continuamente por medio de una cápsula delgada y flexible del látex colocada en la superficie de todo el corazón.
El método es fácil de realizar, con un coste mínimo además del del aparato Langendorff. Sin embargo, algunos pasos son técnicamente críticos para obtener resultados reproducibles y estables. Estos incluyen la garantía de que la tapa de látex se ajusta adecuadamente a la forma de los corazones y cubre aproximadamente el 90% de la superficie de los ventrículos, no las aurículas. El tiempo de excEl corazón del animal a la realización de la retro-perfusión debe ser inferior a 3 min, ya que la isquemia prolongada conlleva el riesgo de alterar el metabolismo cardíaco y la formación de transudato cardíaco. La presión diastólica del ventrículo izquierdo, medida por el balón intraventricular, debe ajustarse para llenar la cavidad ventricular (3-5 mmHg). Un globo excesivamente inflado puede alterar el flujo coronario por compresión vascular. El vial de muestreo (tubo de 1,5 ml) se debe mantener en hielo para evitar cualquier posible degradación de los metabolitos y proteínas de interés.
Además, los experimentos exitosos son críticamente dependientes de una buena manipulación manual durante la preparación, aislamiento y canulación del corazón. Esto requiere práctica. Para proteger los corazones de daño isquémico, todas las preparaciones deben realizarse con KHB helado. Dado que el tamaño de los corazones puede variar entre ratas, a pesar de peso corporal similar, es aconsejable tener tapas de látex preparadas con ligeroY diferentes dimensiones que se adaptan a los diferentes tamaños de los corazones.
El método aislado de corazón invertido se ha descrito previamente para el corazón aislado de rata 5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10 y de cobaya 16 y se usó para diferentes propósitos. En nuestra descripción actual de la metodología, hemos introducido algunas modificaciones en la configuración experimental y en el procesamiento de muestras. Por ejemplo, la canulación de la arteria pulmonar, tal como fue introducida por de Deckere et al. 7 , no se realizó aquí, ya que la posición invertida del corazón impide la contaminación potencial con perfusado de efluente venoso. El dispositivo de recogida de CT se simplificó introduciendo una ligera presión negativa al bajar la abertura del tubo tubular CTNg a 10 cm debajo del corazón reverso. Esto hace que sea más fácil enfriar inmediatamente las muestras de transudado. Para asegurar el enfriamiento rápido de la muestra de CT, las copas de recogida se preenfriaron a una temperatura de -4ºC colocándolas en una mezcla de hielo de igual volumen y NaCl ( es decir, una relación 1: 1). Esto permitió el enfriamiento rápido de las muestras CT recogidas.
Generalmente, se debe tener en cuenta que el corazón de rata aislado difiere de las condiciones fisiológicas in vivo , en que la formación de fluido intersticial es más probable que sea menor que en el corazón perfundido con solución salina. Por lo tanto, la TC formada por el corazón aislado puede no imitar completamente la verdadera composición del fluido intersticial in vivo . Adicionalmente, la configuración actual no permite la exclusión completa de la contaminación potencial con el perfusato de efluente venoso. Sin embargo, puesto que la salida venosa se encuentra en la base cardiaca (el nivel más bajo del corazón erguido), no creemosQue la contaminación contribuye al proceso de recolección.
El presente protocolo describe un método único para muestrear fluido intersticial cardíaco, que contiene una multitud de metabolitos y proteínas liberadas en el líquido intersticial por cardiomiocitos y células no cardiacas, tales como células inmunes, células endoteliales, células de músculo liso vascular, fibroblastos y Pericitos El transudato intersticial cardíaco se forma como resultado del transporte de fluido a través de la barrera endotelial 10 , junto con una pequeña fracción de fluido linfático. Contiene una mezcla de metabolitos cardíacos 7 , factores solubles en el espacio intersticial y secretos de células cardíacas y / o no cardíacas 9 . Por lo tanto, varios tipos de células contribuyen a la formación de CT. Además, hay varios factores que afectan la tasa de formación. En primer lugar, la presión oncótica parece ser un determinante importante que regula el trans capilarYa que el aumento de la presión oncótica mediante la adición de dextrano o albúmina al medio de perfusión redujo significativamente la formación de CT 9,10 . En segundo lugar, un aumento de la permeabilidad vascular durante la hipoxia 9 , 16 , incluyendo MI, aumenta la extravasación del perfusado y, por tanto, la formación de CT. Por lo tanto, en estudios futuros, el aumento de la presión oncótica puede ser un medio adecuado para minimizar el volumen de CT, con lo que se enriquecen las moléculas diana de interés.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.
Acknowledgments
Este estudio fue financiado por NSFC 81570244, FoKo 23/2013 y SFB 1116 / B01 y por el Instituto de Investigación Cardiovascular de Düsseldorf (CARID).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Latex Solution | ProChemie | Z-Latex LA-TZ | http://kautschukgesellschaft.de/%E2%80%A8z-latex-la-tz |
| Aluminum Mold | Home made | - | Reverse heart model |
| Universal Ovens | Memmert | UNB 400 | Reverse heart model |
| Latex Balloon | Hugo Sachs | Size 4 | Reverse heart model |
| Milling Machine | Proxxon | MF70 | Reverse heart model |
| Sodium Chloride | Sigma | SZBD0810V | Chemicals |
| Sodium Hydrogen Carbonate | Roth | 68852 | Chemicals |
| Potassium Chloride | Merck | 49361 | Chemicals |
| Magnesium Sulphate Heptahydrate | Merck | 58861 | Chemicals |
| Potassium Dihydrogen Phosphate | Merck | 48731 | Chemicals |
| D(+)-Glucose Anhydrous | Merck | 83371 | Chemicals |
| Calcium Chloride Dihydrate | Fluka | 21097 | Chemicals |
| Balance | VWR | SE 1202 | Weighing chemicals |
| Double Distilled Water | Millpore | - | Disolving chemicals |
| Medical Pressure Transducer | Gold | - | Langendorff apparatus |
| Medical Flow Probe | Transonic | 3PXN | Langendorff apparatus |
| Heating Circulating Bath | Haake | B3 ; DC1 | Langendorff apparatus |
| Laboratory and Vaccum Tubing | Tygon | R-3603 | Langendorff apparatus |
| Animal Research Flowmeters | Transonic | T206 | Langendorff apparatus |
| PowerLab Data Acquisition Device | AD Instruments | Chart 7.1 | Langendorff apparatus |
| LabChart Data Acquisition Software | AD Instruments | Chart 7.1 | Langendorff apparatus |
| Peristaltic Pump | Glison | MINIPULS 3 | Langendorff apparatus |
| Glass Water Column | home made | - | Langendorff apparatus |
| Water Bath Protective Agent | VWR | 462-7000 | Langendorff apparatus |
| Sterile Disposable Filters (0.2 µm) | Thermo Scientific | 595-4520 | Langendorff apparatus |
| Blood gas analyzers | Radiometer | ABL90 FLEX PLUS | Gas analyzer |
| 70% ethanol | VWR | UN1170 | Cleaning tubings |
| 100% ethanol | Merck | 64-17-5 | Cleaning tubings |
| Wistar Rats | Janvier | - | Animals |
| Stainless Scissors | AESCULAP | BC702R | Surgical Instruments |
| Stainless Scissors | AESCULAP | BC257R | Surgical Instruments |
| Big Forceps | AESCULAP | - | Surgical Instruments |
| 8m/m Stainless Forceps | F.S.T | 11052-10 | Surgical Instruments |
| superfine (10/0) emery paper | 3M | 051111-11694 | Reverse heart model |
References
- Henkel, D. M., Redfield, M. M., Weston, S. A., Gerber, Y., Roger, V. L. Death in heart failure: a community perspective. Circ Heart Fail. 1 (2), 91-97 (2008).
- Limana, F., et al. Myocardial infarction induces embryonic reprogramming of epicardial c-kit(+) cells: role of the pericardial fluid. J Mol Cell Cardiol. 48 (4), 609-618 (2010).
- Brunner, F. Cardiac tissue endothelin-1 levels under basal, stimulated, and ischemic conditions. J Cardiovasc Pharmacol. 26, Suppl 3. S44-S46 (1995).
- de Lannoy, L. M., et al. Renin-angiotensin system components in the interstitial fluid of the isolated perfused rat heart. Local production of angiotensin I. Hypertension. 29 (6), 1240-1251 (1997).
- Strupp, M., Kammermeier, H. Interstitial Lactate And Glucose-Concentrations Of the Isolated-Perfused Rat-Heart before, during And after Anoxia. Pflugers Arch. 423 (3-4), 232-237 (1993).
- Wienen, W., Jungling, E., Kammermeier, H. Enzyme-Release into the Interstitial Space of the Isolated Rat-Heart Induced by Changes in Contractile Performance. Cardiovasc Res. 28 (8), 1292-1298 (1994).
- De Deckere, E. A., Ten Hoor,, P, A modified Langendorff technique for metabolic investigations. Pflugers Arch. 370 (1), 103-105 (1977).
- Tschubar, F., Rose, H., Kammermeier, H. Fatty acid transfer across the myocardial capillary wall. J Mol Cell Cardiol. 25 (4), 355-366 (1993).
- Wienen, W., Kammermeier, H. Intra- and extracellular markers in interstitial transudate of perfused rat hearts. Am J Physiol. 254 (4 Pt 2), H785-H794 (1988).
- Sasse, A., Ding, Z. P., Wallich, M., Godecke, A., Schrader, J. Vascular transfer of adenovirus is augmented by nitric oxide in the rat heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (3), H1362-H1368 (2004).
- Gnecchi, M., Zhang, Z., Ni, A., Dzau, V. J. Paracrine mechanisms in adult stem cell signaling and therapy. Circ Res. 103 (11), 1204-1219 (2008).
- Herr, D. J., Aune, S. E., Menick, D. R. Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts. J Vis Exp. (101), e52908 (2015).
- Ding, Z., et al. Epicardium-Derived Cells Formed After Myocardial Injury Display Phagocytic Activity Permitting In Vivo Labeling and Tracking. Stem Cells Transl Med. 5 (5), 639-650 (2016).
- Hartwig, S., et al. Secretome profiling of primary human skeletal muscle cells. Biochim Biophys Acta. 1844 (5), 1011-1017 (2014).
- Smolenski, R. T., Lachno, D. R., Ledingham, S. J. M., Yacoub, M. H. Determination of sixteen nucleotides, nucleosides and bases using high-performance liquid chromatography and its application to the study of purine metabolism in hearts for transplantation. J Chromatogr. 527 (2), 414-420 (1990).
- Decking, U. K., Juengling, E., Kammermeier, H. Interstitial transudate concentration of adenosine and inosine in rat and guinea pig hearts. Am J Physiol. 254 (6 Pt 2), H1125-H1132 (1988).
- Heller, L. J., Mohrman, D. E. Estimates of interstitial adenosine from surface exudates of isolated rat hearts. J Mol Cell Cardiol. 20 (6), 509-523 (1988).
