Summary
L’utilité d’une méthode analytique pour déterminer l’arsenic inorganique dans un large éventail de matrices alimentaires est démontrée. La méthode consiste à extraction sélective de l’arsenic inorganique dans le chloroforme avec une détermination finale par spectrométrie d’absorption atomique génération hydrure.
Abstract
L’autorité européenne de sécurité des aliments (EFSA) a souligné dans son avis scientifique sur l’Arsenic dans les aliments que pour étayer une évaluation de son exposition à l’arsenic inorganique dans l’alimentation, informations sur la répartition des espèces d’arsenic dans divers types d’aliments doivent être générée. Une méthode, déjà validée dans un essai collectif, a été appliquée pour déterminer l’arsenic inorganique dans une grande variété de matrices alimentaires, portant sur les céréales, les champignons et les aliments d’origine marine (31 échantillons au total). La méthode est basée sur la détection par spectrométrie d’absorption atomique-génération d’injection-hydrure flux du SAI sélectivement extraites en chloroforme après digestion des protéines avec HCl concentré. La méthode est caractérisée par une limite de quantification de 10 µg/kg poids sec, qui a permis la quantification de l’arsenic inorganique dans une grande quantité de matrices alimentaires. Les informations sont fournies sur les cotes de performance accordées aux résultats obtenus avec cette méthode et qui ont été signalés par différents laboratoires dans plusieurs tests de compétence. Le pourcentage de résultats satisfaisants obtenus avec la méthode discutée est supérieur à celui des résultats obtenus avec d’autres approches analytiques.
Introduction
Depuis janvier 2016 de teneurs maximales pour l’arsenic inorganique (iAs) dans plusieurs produits de riz ont été inclus dans Règlement (CE) 1881/2006 de la Commission mise en teneurs maximales pour certains contaminants dans les denrées alimentaires1 avec 0,10 µg/L de riz destinés à la production d’aliments pour nourrissons et jeunes enfants, 0,20 µg/L pour le non étuvé riz blanchi (riz poli ou blanc), 0,25 µg/L pour le riz étuvé et riz décortiqué et 0,30 µg/L pour les gaufres de riz, riz gaufres, craquelins de riz et gâteaux de riz. Cette mise à jour de la législation européenne pour les contaminants dans les denrées alimentaires a suivi l’avis scientifique sur l’Arsenic dans la nourriture de l' autorité européenne de sécurité des aliments (EFSA)2 à qui il est estimé que l’exposition par voie alimentaire aux iAs pour le consommateur moyen et élevé en L’Europe est telle que peut présenter un risque pour certains consommateurs, en gardant à l’esprit que l’exposition chronique aux iAs provoque le cancer du poumon, la peau et la vessie et des lésions cutanées. Dans le rapport scientifique de l’EFSA sur l’exposition alimentaire à l’arsenic inorganique dans la population européenne3, publiée en 2014, il est conclu que les principaux contributeurs à l’iAs dans le régime alimentaire pour les consommateurs de tous âges sont faites de céréales autres que les produits transformés riz et qu’aussi le riz, le lait, produits laitiers et eau potable contribuent de manière significative à l’apport de l’iAs, avec lait et produits laitiers étant les principaux contributeurs pour les tout-petits et les enfants.
En 2010, le laboratoire de référence de l’Union européenne pour les métaux lourds dans les alimentations animale et humaine, EURL-HM, a couru une aptitude test, IMEP-107, pour la détermination des espèces exotiques envahissantes dans le riz, démontrant qu’il était possible de déterminer des iAs au riz avec suffisamment de précision, indépendamment de la méthode d’analyse utilisée4.
Plusieurs méthodes analytiques ont été validés pour la détermination des espèces exotiques envahissantes dans les denrées alimentaires. La Chine a été le premier pays à introduire dans sa législation une teneur maximale pour le service iAs dans le riz. Pour permettre la mise en œuvre de la législation, une méthode normalisée a été publiée en 2003 pour la détermination de la norme dite « abio-arsenic »5. Le Comité européen de normalisation (CEN), publié en 2008 une méthode normalisée, EN 15517:2008, pour la détermination des espèces exotiques envahissantes dans les algues,6. Les deux méthodes sont basées sur l’utilisation des conditions optimisées pour générer l’arsine qu’à partir de iAs. Dans ce chemin de séparation des espèces exotiques envahissantes d’autres espèces d’arsenic qui peuvent également générer des hydrures de l’arsenic n’est pas nécessaire. La décision définitive se faite par fluorescence atomique5 ou par spectrométrie d’absorption atomique de la génération de la hydrure, HG-AAS6. Toutefois, il est difficile de définir les conditions exactes pour générer l’hydrure d’arsenic sans subir d’interférence des autres composés de l’arsenic et de toutes les fractions de masse de iAs chez les algues a signalé à l’IMEP-112 (PT organisé par l’EURL-HM) obtient avec ces deux méthodes , ont été marqués comme non satisfaisant7. Espèce organique de l’arsenic, tels que l’acide monomethylarsonic (MMA), l’acide diméthylarsinique (DMA) et les arsénosucres présents dans les échantillons d’algues, peut générer des hydrures volatils trop et pourrait intervenir dans la détermination des espèces exotiques envahissantes, conduisant à un biais positif dans les résultats de8 .
CEN a publié récemment, une nouvelle méthode standard, EN 16802:2016, pour la détermination des espèces exotiques envahissantes dans les aliments d’origine marine et végétale à l’aide de HPLC-ICP-MS,9. Pas tous les laboratoires sont équipés de ce type d’instrumentation et méthodes non coûteux, simples sont nécessaires, en particulier dans les pays moins les infrastructures de laboratoire avancés.
En 2012, CEN a normalisé une méthode pour la détermination des espèces exotiques envahissantes dans les aliments des animaux par HG-AAS après extraction micro-ondes et hors ligne de séparation des espèces exotiques envahissantes par extraction en phase solide (SPE), EN 16278:201210. Cette méthode qui s’est avéré être en forme pour l’analyse des iAs dans l’alimentation pourrait n’ont pas la sensibilité requise pour déterminer des iAs dans les denrées alimentaires d’origine non marins, qui, selon l’EFSA, semble être les principaux contributeurs alimentaires en Europe3. Toutefois, le même groupe qui a développé et validé EN 16278:2012 testé et correctement appliquées et validé la méthode pour déterminer l’iAs en fruits de mer et de riz dans un essai collaboratif11,12.
Une autre méthode pour la détermination des espèces exotiques envahissantes dans les matrices alimentaires après extraction sélective des espèces exotiques envahissantes dans le chloroforme et davantage de quantification par PA-SAA, a été validée récemment par le Centre commun de recherche (CCR) dans un essai collaboratif13. La sélectivité de la méthode est meilleure que celle du PA-SAA direct et facile à mettre en œuvre ne nécessitant ne pas l’utilisation d’instruments sophistiqués tels que l’HPLC-ICP-MS. Dans ce manuscrit, la possibilité d’utiliser cette méthode pour déterminer les iAs dans un large éventail de matrices alimentaires : légumes, les céréales, les champignons et les aliments d’origine marine, a été évaluée. De plus, la performance des laboratoires qui a utilisé la méthode lors de tests d’aptitude organisés par l’EURL-HM et le CCR couvrant plusieurs matrices est décrite.
Protocol
Remarque : tous les matériaux utilisés doivent être décontaminés à l’aide de 10 % (m/v) HNO 3 et rincé au moins deux fois avec de l’eau désionisée.
1. hydrolyse
- peser env. 0,5 à 1 g d’échantillon lyophilisé (ou la quantité équivalente d’échantillon fraîchement homogénéisé par exemple 1 à 4 g) dans un tube à centrifuger en polypropylène 50 mL avec vis Cap.
- Ajouter 4,1 mL d’eau désionisée.
- Agiter avec un agitateur mécanique pendant environ 5 min jusqu'à ce que l’échantillon soit complètement humide.
- Ajouter 18,4 mL d’acide chlorhydrique concentré (HCl), pas moins de 37 % m / v.
- Agiter avec un agitateur mécanique pendant 15 min.
- Laissez reposer pendant 12 à 15 h (par exemple la nuit).
2. Extraction
- Ajouter 2 mL d’acide bromhydrique (HBr) pas moins que 48 % m/v et 1 mL de sulfate d’hydrazine (N 2 H 6 SO 4) solution (15 mg/mL) à l’échantillon hydrolysée.
- Agiter pendant 30 s avec un agitateur mécanique.
- Ajouter 10 mL de chloroforme (CHCl 3).
- Agiter pendant 5 min avec un agitateur mécanique.
- Centrifuger pendant 5 min à 800 x g.
- Pipette la phase chloroformique (phase inférieure) dans un autre tube à centrifuger en polypropylène 50 mL.
- Rajouter 10 mL de chloroforme à la phase acide restante et répéter l’extraction. À la fin, environ 20 mL de chloroforme aurait dû être perçue. Prendre soin d’éviter la contamination croisée de la phase acide.
3. Nettoyage de la Phase chloroformique
- centrifugeuse les phases de mise en commun de chloroforme pendant 5 min à 800 x g. Le temps de centrifugation ou la vitesse peut être augmentée si nécessaire pour obtenir une séparation nette entre les deux phases.
- Éliminer tous les résidus de phase acide restant sur le chloroforme avec une pipette de 1 mL. Cette étape est fondamentale. Les résidus éventuels de phase acide restant dans la phase chloroformique conduira à surestimées iAs résultats car toutes les autres espèces d’arsenic dans l’échantillon sont présents dans la phase acide.
- Filtre à travers une membrane hydrophobe de PTFE (25 mm de diamètre) pour enlever les résidus restants de phase solide ou acide présents dans la phase chloroformique et recueillir la phase chloroformique dans un tube à centrifuger en polypropylène 50 mL.
4. Dos-extraction
- Ajouter 10 mL de 1 M de HCl à iAs retour extrait la phase chloroformique recueillis après l’étape de filtration.
- Agiter pendant 5 min avec un agitateur mécanique.
- Centrifuger pendant 5 min à 800 x g.
- , Déposer la phase acide (phase supérieure) et verser dans un bécher de 250 mL verre (par exemple en Pyrex) pour la minéralisation.
- Répéter l’arrière-extraction et combiner les phases de HCl collectées.
5. La minéralisation de l’échantillon
Remarque : cette étape permet d’éliminer les interférences et préconcentration dans les échantillons dans lequel la fraction massique de l’iAs est proche ou inférieure à la limite de quantification, et il est souvent omis par les laboratoires qui utilisent ce protocole avec ICP-MS pour une décision définitive au lieu de HG-AAS.
- Suspendre 20 g de nitrate de magnésium hexahydraté [Mg (NO 3) 2 6 H 2 O] et 2 g d’oxyde de magnésium (MgO) dans 100 mL d’eau désionisée. Ajouter 2,5 mL de cette suspension à la carafe en verre. Agiter la suspension tout en ajoutant pour éviter la précipitation.
- Ajouter 10 mL de concentré HNO 3 d’au moins 65 % m/v et évaporer à sec dans un bain de sable (ou une plaque thermique), en évitant les saillies. Pour vérifier que les échantillons sont totalement sèches, de placer un verre de montre sur le becher de verre et de vérifier qu’aucune condensation ne se forme.
- Couvrir les béchers avec verres de montre et les placer dans un four à moufle à une température initiale ne dépassant ne pas 150 ºC et augmenter progressivement la température jusqu'à 425 ± 25 ° C à raison de 50 ° C/h. entretien à 425 ° C pendant 12 h. Cette étape est critique. Pour éviter les saillies, le taux d’augmentation de température doit être strictement appliqué.
- Autoriser les cendres se refroidir à température ambiante.
- Ajouter 0,5 mL d’eau désionisée de mouiller les cendres et ajouter ensuite 5 mL de 6 M HCL. Prendre soin de récupérer toutes les cendres des parois de la carafe en verre. Dissoudre la cendre complètement, secouant si nécessaire.
- Ajouter 5 mL de réduire préalablement agent, préparée en dissolvant 5 g d’iodure de potassium (KI) et 5 g d’acide ascorbique dans 100 mL d’eau désionisée, et attendre 30 min pour atteindre une réduction quantitative des espèces exotiques envahissantes à As (III).
- Filtrer la solution à travers un papier de Whatman numéro 1 ou l’équivalent et ramasser dans un tube à centrifuger en polypropylène 50 mL. Rincer le becher de verre deux fois avec 6 M HCl. collecter les liquides de rinçage dans un 25 mL tube et faire jusqu'à un volume final avec du HCl 6 M
Remarque : quand la concentration de iAs dans un échantillon devrait être proche ou inférieure à la limite de quantification de la méthode (0,010 mg/kg) , ou au contraire, haute, les étapes de minéralisation 5,5 à 5,7 doivent être modifiées en utilisant les volumes donnés dans le tableau 1, qui fournirait une limite inférieure de la quantification. Les échantillons préalablement réduites et re-dissous sont stables pendant 24 h à 4 ° C. Au moins deux blancs doivent être utilisés pour le processus de toute analyse.
6. Calibration
Remarque : À des fins de quantification utiliser une courbe de calibration externe d’As (III) dans la gamme de 0,5 - 10 µg/L. utiliser une solution étalon certifiée disponible dans le commerce d’As (v) 1000 mg/L pour construire l’étalonnage courbe d’application dont les dilutions successives.
- Préparer un 10 mg/L As (v) solution étalon de pipetage 1 mL de la solution étalon de 1 000 mg/L dans une fiole jaugée de 100 mL et le remplir jusqu'à la marque avec du HCl 6 M.
- Préparer un 0,1 mg/L As (v) solution étalon de pipetage 1 mL de la solution étalon d’As (v) dans une fiole jaugée de 100 mL 10 mg/L et remplir jusqu’au repère avec du HCl 6 M.
- Préparer un 25 µg/L As (v) solution étalon pipette 25 mL de la solution étalon d’As (v) dans une fiole jaugée de 100 mL de 0,1 mg/L et remplir jusqu’au repère avec du HCl 6 M.
- Préparer la courbe d’étalonnage de l’As (III) comme suit : pipette entre les 25 µg/L As (v) solution titrée les volumes indiqués dans le tableau 2 dans la fiole jaugée de 50 mL, ajouter 10 mL de la solution des réducteur dans chaque fiole jaugée, attendre 30 min, puis compléter au trait avec du HCl 6 M. Autres volumes conviennent pourvu qu’ils maintiennent les proportions décrites ci-dessus.
- Préparer un étalonnage vide comme suit : pipette 10 mL HCl de 6 M et 10 mL réduisant la solution dans une fiole jaugée de 50 mL. Attendre 30 min et remplir ensuite à la marque avec 6 M.
- Utiliser les normes marquées ainsi QC1, QC2 dans le tableau 2 dans le contrôle de la qualité : QC1 assure que la quantification au niveau de faible concentration est exact et QC2, veille à ce que la réponse est stable à des concentrations élevées, avec aucune dérive significative dans temps.
7. Détermination
spectromètre d’absorption- utilisation an atomique équipé d’un échantillonneur automatique, un système de génération d’hydrure injection débit et une cellule de quartz electro-thermique chauffé à des fins de détection et de quantification, suite à l’instrumental les conditions pour la quantification des espèces exotiques envahissantes par FI-HG-AAS telles qu’énumérées dans le tableau 3.
8. Quantification
- calculer l’iAfraction massique de s dans les échantillons analysés (exprimée en mg/kg), à l’aide de l’équation suivante :
où :
C x : Concentration dans l’extrait (µg/L), calculée à partir de la courbe d’étalonnage
C BI : Concentration dans l’échantillon témoin réactif (µg/L), extrapolée à partir de la courbe d’étalonnage
V: volume Final de l’étape de minéralisation d’échantillon (5,7), habituellement V = 25 mL
w: poids d’échantillon ( en grammes)
Representative Results
La méthode a été appliquée afin de déterminer la fraction massique de iAs dans plusieurs produits alimentaires achetés auprès de divers marchés espagnols. Les résultats obtenus avec cette méthode pour une série de matrices différentes sont classés dans le tableau 4 suivant les catégories utilisées par l’EFSA3 dans un rapport dans lequel l’exposition alimentaire à l’arsenic inorganique dans la population européenne est évaluée sur la base des données communiquées par les laboratoires de contrôle officiel (OCL). Les résultats dans le tableau 4 représentent la moyenne des trois répétitions ± l’écart type de reproductibilité (SR) pour les catégories d’aliments différents, calculées lors de l’essai collectif dans lequel la présente méthode a été validée13. Les résultats présentés au tableau 4 sont en bon accord avec les autres déjà publiées dans semblable matrices11,12,14.
Les résultats obtenus pour le service iAs dans différents types de riz parce que les limites maximales sont inclus pour eux dans la législation européenne aux contaminants dans les denrées alimentaires1sont particulièrement intéressantes. Valeurs les plus élevées étant obtenues pour le riz brun et le plus bas pour le riz blanc, en accord avec les conclusions de l' OCLs3. Les niveaux les plus élevés ont été trouvés pour la mauvaise herbe de mer Hizikia fusiforme, dont la consommation a été déconseillée par plusieurs autorités comme indiqué dans le rapport de l’EFSA.
La performance des laboratoires qui ont participé au PTs organisée par l’EURL-HM et le CCR et qui utilise cette méthode pour la détermination des espèces exotiques envahissantes, a été comparée à la performance des laboratoires à l’aide d’autres méthodes. La plupart des autres méthodes reposent sur l’HPLC-ICP-MS (environ 50 % des résultats évalués) et PA-SAA sans précédente séparation des espèces exotiques envahissantes d’autres espèces d’arsenic (25 % du total), Figure 1. Autres approches utilisées (environ 15 % des résultats évalués), reposaient sur l’atomisation électrothermique (ETAAS), la détection par fluorescence et ICP couplée à la spectrométrie d’émission atomique (ICP-AES), avec ou sans production d’hydrures et sont évalués ensemble sous le nom de « Autres méthodes » parce que les numéros individuels seraient trop peu nombreux pour être d’importance statistique.
Certains laboratoires qui ont utilisé la méthode évaluée a présenté quelques variations au protocole original et utilisé ICP-MS au lieu de FI-HG-AAS. Fréquemment, ces laboratoires ne s’appliquait pas l’étape de calcination (étape 5 dans le protocole) et vient de présenter la phase de HCl 1 M dans l’ICP-MS. Les PTs évalués couverts diverses matrices : riz15,16, blé, épinards, algues17 et chocolat18.
La performance des laboratoires a été exprimée en z-score :
Où :
xlab est le résultat du mesurage rapporté par un participant à un PT
Xref est la valeur assignée (utilisée pour les laboratoires de référence). Dans tous les PTs traitées dans cet article, la valeur assignée a été créée par un groupe de laboratoires spécialisés dans le domaine de l’analyse de iAs à l’aide de différentes méthodes analytiques.
Σ est l’écart-type pour l’évaluation de l’aptitude, fixée par le fournisseur de PT en tenant compte de l’état de la technique dans une certaine zone d’analyse. Dans les PTs a examiné dans le présent document σ a 15 % de la valeur attribuée pour le riz et le blé, 22 % chez les algues et 25 % pour le chocolat et les épinards.
L’interprétation du score z se faite selon la norme ISO 17043 : 201019:
| score | ≤ 2 satisfaisant (S) performance
2 < | score | < 3 douteuse des performances (Q)
| score | ≥ 3 insatisfaisants (U)
Soixante-quinze pour cent des résultats obtenus avec la méthode décrite ci-dessus, a obtenu un z-score satisfaisant. La détermination de la fraction massique de iAs chez les algues s’est avéré être difficile comme prévu, compte tenu de la répartition complexe des espèces d’arsenic dans des matrices d’origine marine. Deux sur les trois valeurs rapportées à l’IMEP-112 pour iAs chez les algues, à l’aide de cette méthode, a obtenu un score z insatisfaisant. La même difficulté a été observée entre les résultats obtenus avec d’autres méthodes. À l’exclusion des résultats rapportés pour iAs chez les algues, 85 % des résultats obtenus avec la méthode évaluée étaient satisfaisants.
Figure 1 : Comparaison des Performances (exprimée en z-scores), des laboratoires prenant Part aux PTs (IMEP-107, IMEP-112, EURL-HM-20 et IRMM-PT-43) avec la méthode décrite dans cet article et avec les autres méthodes couramment appliquées. S: satisfaisante, Q: discutable et U: insatisfaisante. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| Attendue fraction massique de l’iAs inférieure à 0,010 mg/kg |
Attendue fraction massique de l’iAs plus élevé que ce qui est couvert par la courbe d’étalonnage |
|
| volume HCL 6 mol L-1 utilisé pour dissoudre à nouveau les cendres (mL) | 2 | 10 |
| Avant réduction de volume de l’agent (mL) | 2 | 10 |
| Volume final (mL) | 10 | 50 |
Tableau 1 : Modifications du protocole lors de l’analyse des échantillons dans lesquels très faible ou très élevé iAs Concentrations devraient.
| Concentration dans le courbe d’étalonnage (µg/L) |
Aliquote (mL) |
| 0,5 | 1 |
| 1 | 2 (QC1) |
| 2.5 | 5 |
| 5 | 10 (QC2) |
| 7.5 | 15 |
| 10 | 20 |
| Tous les As (III) solutions d’étalonnage doivent être fraîchement préparées avant chaque étalonnage. | |
Tableau 2 : Parties aliquotes à prélever de la solution étalon de l’As (v) 25 µg/L pour construire la courbe d’étalonnage d’As (III) dans un volume final de 50 mL.
Génération d’hydrure
spectromètre
Tableau 3 : Conditions instrumentales utilisées pour le service iAs Quantification par HG-AAS.
| Alimentaire | J’ai-comme (µg/kg de poids frais) | |
| Céréales et produits à base de céréales | ||
| Riz | Blanc | 113 ± 18 |
| ± 73 12 | ||
| ± 56 9 | ||
| Brown | 197 ± 32 | |
| 125 ± 20 | ||
| 275 ± 44 | ||
| Étuvé | 134 ± 21 | |
| 159 ± 25 | ||
| Gaufrettes | 162 ± 26 | |
| 127 ± 20 | ||
| Légumes et légumes produits | ||
| Champignons déshydratés | Boletus edulis | 174 ± 10 |
| Galocybe gambosa | 74 ± 4 | |
| Marasmius oreades | 104 ± 6 | |
| Cantharellus lutescens | 16 ± 1 | |
| Lentinula edodes | ± 96 6 | |
| Herbe de mer | Hizikia fusiforme | 97000 ± 14550 |
| 44943 ± 6742 | ||
| Fucus vesiculosus | 288 ± 43 | |
| 433 ± 65 | ||
| Poissons et fruits de mer | ||
| Chair de poisson | Mulet à grosse tête | ± 53 12 |
| 21 ± 5 | ||
| Anguille d’Europe | ± 72 16 | |
| 42 ± 9 | ||
| Écrevisses | 33 ± 7 | |
| 20 ± 4 | ||
| Thon | 11 ± 2 | |
| 5 ± 1 | ||
| Mollusques | Palourde | 243 ± 54 |
| ± 133 29 | ||
| Moule | ± 32 32 | |
| 139 ± 31 | ||
Tableau 4 : Résultats obtenus pour une variété de différentes Matrices appliquant la méthode décrite.
Discussion
Une étape cruciale dans le protocole décrit est le nettoyage de la phase de chloroforme (étape 3.2) parce que n’importe quelle phase acide résidus restant dans la phase chloroformique conduira à surestimées iAs résultats puisque toutes les autres espèces d’arsenic dans l’échantillon sont présents dans l’acide phase. Cela est particulièrement important lors de l’analyse des échantillons marins en raison de la présence d’une multitude d’espèces organiques, ce qui pourraient expliquer la plus grande partie de la fraction massique de l’arsenic présente dans l’échantillon. L’utilisation d’une membrane hydrophobe de PTFE (3.3) est d’une importance primordiale. Si une émulsion se forme lors de l’extraction des espèces exotiques envahissantes dans le chloroforme, la vitesse de centrifugation (3.1) peut être augmentée. Autres approches traditionnelles afin d’éliminer les émulsions peuvent également être appliqués. Une autre étape critique est la minéralisation (étape 5.3). Le taux d’augmentation de température doit être strictement appliqué afin d’éviter des saillies qui permettrait de réduire le recouvrement iAs menant à une polarisation négative incontrôlée et pourraient être dangereuses pour l’analyste.
Comme déjà mentionné certains laboratoires ont utilisé la méthode évaluée à l’aide de ICP-MS au lieu de FI-HG-AAS. Dans ce cas l’étape de calcination (étape 5 dans le protocole) n’est pas nécessaire et la phase de HCl 1 M peut être introduite dans l’ICP-MS. Dans le cas de PA-SAA, en raison de sa limite de détection plus élevé, une étape de préconcentration qui élimine également les interférences possibles, est nécessaire.
Le pourcentage de résultats satisfaisants obtenus avec la méthode décrite dans cet article, avec ou sans les résultats rapportés pour les algues, est comparable à celle de l’HPLC-ICP-MS et supérieur à celui de PA-SAA. Cette dernière technique (PA-SAA) est largement disponible mais sujettes aux interférences des espèces l’arsenic organiques, en particulier dans les denrées alimentaires avec un mode de répartition des espèces complexes de l’arsenic. Le plus faible pourcentage de résultats satisfaisants caractérise ceux obtenus avec les « Autres méthodes », mais il faut garder à l’esprit qu’il couvre plusieurs approches analytiques, chacun d'entre eux représenté par une petite quantité de résultats, Figure 1. La méthode présentée dans cet article est une alternative à la plus sophistiquée/cher HPLC-ICP-MS, étant toujours caractérisée par un rendement similaire, même dans des matrices complexes. L’utilisation de techniques de trait d’Union, tels que l’HPLC-ICP-MS, nécessite souvent des opérateurs hautement qualifiés et infrastructures coûteuses. La méthode présentée dans cet article peut être implémentée par n’importe quel analyste une formation de base en chimie analytique.
Il y a quelques inconvénients principaux associés à la méthode. C’est fastidieux, puisque plusieurs étapes doivent être suivies afin d’isoler les iAs d’autres espèces d’arsenic et de concentré avant iAs jusqu’au niveau même sup-ppm. Elle implique l’utilisation du chloroforme. Il y a une tendance à éviter l’utilisation de composés chlorés dans les laboratoires, en raison des effets négatifs sur la santé qu’ils pourraient avoir. Néanmoins, si les bonnes pratiques de laboratoire sont conservés et les échantillons sont manipulés dans les hottes, les effets négatifs pourraient être évités. MMA interviendra dans la détermination des espèces exotiques envahissantes. Il faut garder à l’esprit lors de l’analyse des échantillons dans lesquels MMA pourrait être présent, tels que les algues, les poissons et les fruits de mer. Toutefois, le MMA est normalement présent en petites quantités qui seraient couverts par l’incertitude liée aux résultats obtenus pour le service iAs.
Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs remercient Dr F. Cordeiro du CCR pour les discussions utiles sur le traitement statistique des données. Laboratoires spécialisés dans l’analyse des espèces exotiques envahissantes dans les matrices biologiques qui ont fourni des résultats pour être utilisé comme valeur assignée dans PTs et les laboratoires qui ont participé aux PTs étudiés sont reconnus.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Deionised water | Any available | 18.2 MΩ cm | |
| Concentrated hydrochloric acid (HCl). | Any available | Not less than 37 % m/v, c(HCl) = 12 mol/L, with a density of approx. ρ (HCl) 1.15 g/L |
|
| Concentrated nitric acid (HNO3) | Any available | Not less that 65 % m/v, c(HNO3) = 14 mol/L, with a densitiy of approx. ρ 1.38 g/L |
|
| Chloroform | Any available | Harmful by inhalation and if swallowed. Irritating to skin. Wear suitable protective clothing and gloves. |
|
| Hydrogen bromide (HBr) | Any available | Not less than 48 % m/v | |
| Hydrazine sulphate (N2H6SO4) | Any available | Harmful if swallowed. Causes burns. May cause cancer. |
|
| Magnesium nitrate hexahydrate [Mg(NO3)6H2O] | Any available | ||
| Magnesium oxide (MgO) | Any available | ||
| Potassium iodide (KI) | Any available | ||
| Ascorbic acid (C6H8O6) | Any available | ||
| Sodium hydroxide (NaOH) | Any available | ||
| Sodium borohydride (NaBH4) | Any available | ||
| Arsenic (V) standard solution | Any available | 1,000 mg/L Use certified standard solutions commercially available |
|
| Centrifuge | Any available | ||
| Mechanical shaker | Any available | ||
| Sand bath | Any available | ||
| Muffle furnace | Any available | ||
| Polypropylene centrifuge (PC) tubes | Any available | 50 mL with screw cap | |
| Syringe filters with hydrophobic PTFE membrane | Any available | 25 mm diameter | |
| Pyrex glass beaker | Any available | Tall form 250 mL, capable of withstanding 500 °C |
|
| Watch glasses | Any available | ||
| Volumetric flasks | Any available | 10, 25, 100 or 200, Class A. |
|
| Plastic funnels | Any available | ||
| Whatman n° 1 paper or equivalent | Any available | ||
| Atomic absorption spectrometer equipped with a flow injection system (FI-AAS) | Any available |
References
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