Summary
Aquí describimos un nuevo modelo murino diabético utilizando ratones sin pelo en tiempo real, no invasivo, vigilancia de infecciones de la herida del biofilm de bioluminiscente Pseudomonas aeruginosa. Este método puede adaptarse para evaluar infección de otras especies de bacterias y microorganismos modificados genéticamente, como los biofilms multiespecies y comprobar la eficacia de estrategias antibiofilm.
Abstract
La presencia de bacterias como biofilms estructurados en heridas crónicas, especialmente en pacientes diabéticos, se piensa para prevenir la cicatrización y resolución. Modelos de heridas crónicas de ratón se han utilizado para entender las interacciones subyacentes entre los microorganismos y el huésped. Los modelos desarrollados hasta la fecha se basan en el uso de animales de pelo y terminal colección de tejido de la herida para la determinación de bacterias viables. Mientras que el conocimiento significativo se ha ganado con estos modelos, este procedimiento experimental requiere un gran número de animales y muestreo es desperdiciador de tiempo. Hemos desarrollado un nuevo modelo murino que incorpora varias innovaciones óptima para evaluar progresión de biofilm en heridas crónicas: un) utiliza ratones sin pelo, eliminando la necesidad de depilación; b) biopelículas preformadas se aplica a las heridas, lo que permite la evaluación inmediata de la persistencia y efecto de estas comunidades en host; c) vigila evolución biofilm mediante la cuantificación de producción de luz por una cepa bioluminiscente mediante ingeniería genética de Pseudomonas aeruginosa, que permite el monitoreo en tiempo real de la infección, reduciendo así el número de animales requeridos por el estudio. En este modelo, una sola herida de toda profundidad se produce en la espalda de ratones sin pelo diabetes inducida por STZ e inoculada con biopelículas de la cepa bioluminiscente de p. aeruginosa 41 de Xen. Salida de luz de las heridas se registra diariamente en un en vivo sistema de imagen, permitiendo una visualización rápida de biofilm en vivo y en situ y localización de biofilm de bacterias en las heridas. Este novedoso método es flexible ya que puede ser utilizado para el estudio de otros microorganismos, incluyendo especies genéticamente y biofilms multiespecies y puede ser de especial valor en la prueba anti-biofilm estrategias incluyendo antimicrobianos vendajes oclusivos.
Introduction
Los biofilms son comunidades complejas de microorganismos embebidos en una matriz de sustancias poliméricas que se han destacado como un factor que contribuye a la resolución pobre de heridas crónicas1. El estudio de estas poblaciones microbianas altamente organizadas y persistente es particularmente importante para los pacientes diabéticos, donde la mala circulación en las extremidades y alteración mecanismos sensoriales periféricos conducen a lesiones no detectadas2. En los Estados Unidos, se estima que 15% de los pacientes diabéticos desarrollará al menos una úlcera durante el curso de sus vidas. Esto se traduce en un gasto económico de cerca de 28 billones de dólares en tratamiento3,4, por no mencionar la carga emocional y social inconmensurable. Comprender los factores que permiten a las comunidades microbianas a persistir en el lecho de la herida y el impacto de estos biofilms en los eventos de sanación es imprescindible para la mejor atención para los pacientes afectados e impulsar el desarrollo de nuevos enfoques de tratamiento. Por lo tanto, es primordial el establecimiento de modelos reproducibles y traducible en vivo para explorar las interacciones bacterianas-host.
Modelos murinos se han desarrollado con éxito para estudiar el impacto de los biofilms en heridas crónicas. Estos modelos, sin embargo, a menudo utilizan especies con pelos y evaluación el despacho de biofilm por cantidad placa de células bacterianas viables del tejido suprimido de animales sacrificados, haciéndolos lentos y costosos.
Una alternativa de la biofotónica para el muestreo de punto final de los animales en la evaluación de la infección primero fue propuesta por Contag et al. (1995) 5 , que desarrolló un método para capturar de la luminescencia de constitutivamente bioluminiscente Salmonella typhimurium para medir la eficacia del tratamiento antibiótico. Otros estudios aprovechando las bacterias emiten bioluminiscencia seguido. Por ejemplo, Rochetta et al. (2001) 6 validado un modelo de infección para estudiar infecciones de muslo de Escherichia coli en ratones mediante la medición de luminiscencia con un intensificado dispositivo acoplado de carga y posteriormente, Kadurugamuwa et al. (2003) 7 tomó ventaja del fotón emisión de propiedades de una ingeniería cepa de Staphylococcus aureus para investigar la eficacia de varios antibióticos en un modelo de catéter herida en ratones.
El método caracterizado aquí presenta un protocolo sencillo para inducir diabetes en ratones sin pelo, producir y sembrar las heridas con formadas biofilms bioluminiscentes de p. aeruginosa y biofotónica control de la infección usando un en vivo sistema de imagen. Ofrece un directo, rápido, en situ, proceso cuantitativo y no invasiva para evaluar biofilms en heridas crónicas y además, permite el análisis adicional tales como la proyección de imagen microscópica de curación de la heridas, colección de sangre intermitente para las mediciones del cytokine y colección de tejido terminal para histología.
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Protocol
experimentos con animales fueron aprobados por el cuidado de Animal institucional y Comité de uso de Michigan State University.
1. preparación de vendajes oclusivos y separadores de silicona
- cortar el apósito oclusivo transparente hacer cuadrados aproximadamente 1 cm x 1 cm con las tijeras.
- Corte 10 mm círculos en una hoja de silicona espesor de 0,5 mm mediante una biopsia punch. Centro de 10 mm una biopsia 5 mm perforar en el centro del círculo de 10 mm y presione firmemente para crear un orificio para formar un " dona "-como el disco que se utilizará como una tablilla de.
2. animales de experimentación
- uso 8 semana de edad (22-26 g) ratones SKH-1 machos de un criador comercial. Mantener ratones en condiciones estándar de 21 ° C y un ciclo de luz-oscuridad de 12 h con acceso libre al alimento y al agua.
- Para inducir diabetes, inyección intraperitoneal de ratones con una solución del streptozotocin (STZ) 13 mg/ml 25% glucosa (250 μl / ratón) durante 5 días consecutivos.
- Hacer la solución STZ diluyendo 65 μg de STZ en 5 μl de 100 mM ácido cítrico, pH 4.5.
- Ajustar el volumen inyectado para cada ratón a una masa final de 65 mg STZ por 1 kg de peso corporal de ratón. Inyectar a los ratones de control 100 mM ácido cítrico solución pH 4.5 en los mismos días.
- Confirmar hiperglucemia por sangre monitoreo de glucosa con un glucómetro 14 días después de la última inyección de STZ. Ratones diabéticos pueden tener poliuria y así su ropa de cama puede necesitar ser cambiado más con frecuencia para eliminar la humedad y sus pesos deben ser supervisados 3 veces a la semana.
3. Biofilms
- preparación de Biofilm
- crece Colonia biofilms 8 para inocular las heridas. Dos días antes del inicio de la cirugía una cultura noche de bioluminiscente Xen 41 en caldo de soja tríptica (TSB) de p. aeruginosa se incubó a 37 ° C y agitación a 200 rpm y esterilización de filtros de membrana de policarbonato con tamaño de poro de 0,2 μm por la exposición a los rayos UV luz en una campana de seguridad biológica durante 15 min por cada lado.
- Un día antes de la cirugía de centrífuga noche cultura a 20.000 x g durante 2 min y lavar 3 veces con 1 mL de Dulbelcco ' fosfato s tampón salino (DPBS) mediante pipeteo arriba y abajo.
- Diluir la suspensión en DPBS a una absorbancia de 0.05 a 600 nm.
- Pipeta 10 μl de la cultura diluida en cada membrana sobre una placa de agar (TSA) de soja tríptico. Después de dejar que se seque, incubar las membranas a 35 ° C por 72 h para crecer biofilms transfiriendo a las placas TSA frescas cada 24 h.
- Curva estándar
- antes de comenzar el experimento, realizar una curva estándar para correlacionar conteo bacteriano y bioluminiscencia.
- Preparar los biofilms como se describe en 3.1.
- Hacer diluciones seriadas de biofilms que van de 1/2 a 1/24 por mezcla de biofilm con DPBS y Vortex hasta que se produce una solución visualmente homogénea. Pipeta de 200μL de las soluciones diluidas en una placa de 96 pocillos negra y la imagen con el en vivo sistema de imagen.
- Difundir las diluciones de placa en las placas TSA e incubar a 35 ° C durante 24 h.
- Contar colonias formando unidades (UFC) con placas y crear una curva estándar para correlacionar conteo bacteriano y bioluminiscencia.
4. Cirugía de la herida
- inducir anestesia general con isoflurano en el 95% oxygen/5% CO 2 (para evitar la muerte por cetoacidosis) con un caudal de 1 L/min y mantener la anestesia con isoflurano 1-3%. Mantener animales en esteras de calor durante la cirugía.
- Asegurar los reflejos pedales profundo del ratón se suprimen pellizcando los pies con las pinzas y coloque el ratón en la posición propensa.
- Administrar meloxicam (0,2 mg/kg) vía la inyección sub cutánea (30 μl) para controlar el dolor.
- Limpiar la piel de la espalda con povidona-yodo al 10% tres veces y una almohadilla de isopropanol.
- Utilizar un punch de biopsia estéril 4 mm para delinear un patrón circular para la herida en un lado del ratón ' línea media de la s a la altura de los hombros. El patrón del esquema con un marcador permanente.
- Utilizar fórceps dentados para levantar la piel en el contorno y iris tijeras para crear una herida de espesor total que se extiende a través del tejido subcutáneo incluyendo el panniculus carnosus y suprimir la parte circular de tejido.
- Aplicar un pegamento adhesivo médico piel impermeable sobre la piel de los ratones y colocar la férula de silicona aplicando presión suave. Cubrir la herida con un apósito oclusivo transparente. Después de la cirugía, la jaula individualmente los animales.
5. Postoperatorio
- administrar meloxicam (0,2 mg/kg) una vez al día vía la inyección sub cutánea para el alivio del dolor postoperatorio durante los próximos 2 días.
- Animales monitor todos los días de manifestaciones de dolor y pérdida de peso. Animales diabéticos necesitan inyecciones de insulina cuando han perdido 15% o más del peso corporal.
6. Preparación del inóculo de biofilm e infección
- inocular ratones 48 h después de la cirugía, como se describe en los pasos siguientes.
- Rascado 72 h biofilms de las membranas con una espátula estéril, colocar en un tubo de microcentrífuga y diluir 1:2 en DPBS. Mezclar mediante pipeteo brevemente arriba y abajo.
- Placa de propagación inóculo en placas de TSA para calcular las UFC total. Para asegurar que las cuentas son exactas, romper el biofilm inóculo más por una serie de dos pasos de Vortex 1 minuto intercalados por un paso de sonicación de 2 min a 40 kHz en un limpiador ultrasónico.
- Quitar la cubierta del apósito la herida y silicona férula y toman una micrografía de la herida con un microscopio con cámara adjunta utilizando una regla como referencia.
- Cortar las puntas de puntas de pipeta de 200 μl y pipetee 10 μl del inóculo de biofilm en cada herida.
- Ratón de la imagen utilizando el en vivo utilizando la configuración automática del sistema de imagen: tiempo de exposición 5-300 s, con binning mediano, 1 f/stop y filtro abierto y el campo visual C (12,9 x 12,9 cm).
- Cubierta la herida con vendaje fresco.
7. Herida medición y proyección de imagen
- evaluar los signos clínicos de animales diario 9.
- Proporcionar alimentos, agua y cambio jaulas según sea necesario.
- Verificación de integridad de apósitos diariamente. Cuando la preparación está presente, sólo bioluminiscencia puede ser medido debido a oclusión de la herida. En el día 8, se quitan y no sustituida que permite medición de encierro de la herida.
- Pesar animales día.
- Para todos los días, poner ratones individualmente en una cámara de aislamiento equipado con un filtro HEPA y el en vivo sistema de imagen todos los días o día por medio hasta valores de luminosidad inferiores a nivel de fondo de la imagen.
- Día 8, después de inducir anestesia general y tomar fotografías de la herida con un microscopio con cámara adjunta utilizando una regla como referencia cada otro día hasta que sanen las heridas.
8. El análisis histológico
- Euthanize los ratones con un caudal de 2 l/min de CO 2 en una eutanasia del compartimiento después de luminiscencia cae por debajo de los niveles de fondo y las heridas se curaron completamente. Confirman muerte por dislocación cervical como un segundo método de la eutanasia.
- Utilizar tijeras de iris para crear una supresión amplia, a todo alrededor y debajo del área de la herida (alrededor de 1 cm de diámetro) y preservar el tejido en paraformaldehído al 4% para análisis histológico.
- Otros análisis: detección de citocinas
- recoger sangre retro-orbitally de animales bajo anestesia usando un tubo capilar de vidrio y transferir a tubos tratados con EDTA.
- Centrifugar sangre a 2.000 rpm por 20 min a 4 ° C y la congelación de plasma para la detección del cytokine.
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Representative Results
En el desarrollo de este nuevo modelo, observamos muchas ventajas en la utilización sin pelo SKH-1 en ratones C57BL/6J, que hemos utilizado en el pasado. Animales sometidos a inyecciones de STZ normalmente experimentan pérdida de peso gradual con la aparición de la diabetes; sin embargo, en la herida cura experimentos previamente llevó a cabo por nuestros laboratorios reproduciendo el modelo presentado por Dunn et al. (2012) 9 uso de pérdida de peso drástica de C57BL/6J se observó (figura 1). Por el contrario, cuando el uso de este herida modelo con ratones SKH-1 se observó una pérdida de peso menor estadísticamente significativo (P < 0.0001, prueba U de Mann-Whitney). Además, no hay muertes ocurrieron en la cohorte diabética de ratones SKH-1 infectada con p. aeruginosa Xen 41 biofilms mientras que se observó una tasa de mortalidad de 40% para los ratones C57BL/6J infectados en experimentos anteriores (figura 2).
Otra ventaja para el modelo presentado aquí es que el procedimiento experimental para el paso de eliminación de pelo obligatorio para ratones C57BL/6J es innecesario para los ratones SKH-1. Aunque en los experimentos anteriores con ratones de pelo fue dada especial atención para minimizar la irritación de la piel, algunos inevitablemente daño (figura 3). En particular, sin embargo, la mayor ventaja en la utilización de ratones sin pelo en este modelo es la eliminación del problema de crecimiento observado en los estudios de cicatrización a largo plazo. En nuestra experiencia con ratones C57BL/6J, re-crecimiento del pelo varía de animal a animal pero dada la naturaleza a largo plazo de los estudios, siempre ocurrió e interfiere con las mediciones de área herida o infectaron herida dislocada férulas o vendajes para cubrir heridas, potencialmente dando por resultado la desecación de la herida (figura 4).
En el modelo curativo SKH-1 herida, después se confirma la diabetes, la cirugía puede fácilmente ejecutar para crear un circular espesor completo de la herida en la parte posterior del animal. La férula de silicona se mantiene en su lugar mediante un adhesivo médico piel impermeable y evita el contacto directo de la preparación oclusiva con el lecho de la herida recién creado (figura 5).
P. aeruginosa Xen 41 bioluminiscentes biofilms cultivados en las membranas de policarbonato (figura 6) son fácilmente y asépticamente transferidos a una jeringa para ser preparado para su entrega a las heridas y los ratones inoculados son monitoreados diariamente para clínica signos de infección (figura 7). Para este modelo, hemos implementado dos fases distintas. En la primera fase, después de la inoculación de la biopelícula, la herida fue rodeada por una tablilla cubierta con un apósito oclusivo transparente. Esto resulta en la acumulación de pus que ocluye la herida. Las heridas que contienen el biofilm se reflejada diariamente con el en vivo de sistema para supervisar el desarrollo de la infección y evaluar la evolución de la biopelícula (figura 8 y figura 9). Bioluminiscencia, como flujo total (p/s), puede ser correlacionado con densidad bacteriana usando una curva estándar (figura 10).
En el día 8, la férula y el vendaje fueron quitados para permitir una visualización de la cicatrización de heridas. Bioluminescence se cae posteriormente debido a la pérdida de pus alrededor de la herida; sin embargo, las bacterias seguía siendo asociadas con la herida según lo determinado por la histología. Este enfoque de quitar el apósito para medir la cicatrización se ha utilizado en otras heridas crónicas curativo estudios (REFs). Progresión de la cicatrización puede determinarse tomando fotografías con una cámara acoplada a un microscopio (figura 11).
Figura 1: pérdida de peso porcentaje comparativo de ratones diabéticos SKH-1 y C57BL/6J. Día cero corresponde al peso en el día de la última (5th) inyección de STZ. n = 10 ratones SKH-1 y n = 12 ratones de C57BL/6J. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: tasas de supervivencia por ciento de ratones diabéticos SKH-1 y C57BL/6J después de la aplicación de biopelículas de p. aeruginosa Xen 41 (día 1). n = 5 ratones SKH-1 y n = 10 ratones de C57BL/6J. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Laceraciones de la piel en el futuro herido área después de afeitarse y usar crema depilatoria en ratones C57BL/6J. (A): día del procedimiento. (B): 4 días después del procedimiento. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: (A) ratón C57BL/6J de con una tablilla parcialmente quitado herida. (B) elevación de la férula reveló una herida curada rodeada de pelo ha crecido totalmente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: procedimiento quirúrgico para herir ratones SKH-1. (A) demarcación con punch de biopsia; (B) esquema de la demarcación; (C) hiriendo a terminado; (D) aplicación de adhesivo médico piel impermeable; Férula de encolado (E); Herida (F) cubierta con apósito oclusivo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: preparación del inóculo de biofilm. (A) 72 h Colonia biofilms de Pseudomonas aeruginosa Xen 41 en las membranas de policarbonato; (B) medición del biofilm mediante un syrinGE. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7: ratón diabético SKH-1 6 días después de que herida fue inoculada con la biopelícula de p. aeruginosa Xen 41. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8: monitorización de la infección del biofilm por seguimiento evolución de bioluminiscencia en el tiempo en diabéticos ratones SKH-1. (A) día de la aplicación de la biopelícula; (B) 5 días post-biofilm; (C) 8 días post-biofilm; (D) 12 días post-biofilm; (E) 16 días post-biofilm; (F) 20 días post-biofilm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 9: Total flujo de heridas en ratones diabéticos SKH-1 infectados con p. aeruginosa Xen 41 biofilms durante el curso del experimento. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 10: Estimado de UFC por herida usando una curva estándar de bioluminiscencia por UFC produce con biopelículas de p. aeruginosa Xen 41. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 11: micrografía cronología de las heridas infectadas con p. aeruginosa Xen 41 biofilms en diabético ratones SKH-1 mostrando progresión de la curación. Los días después de la infección del biofilm se indican en la esquina inferior izquierda de cada imagen. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Aquí describimos un nuevo modelo de ratón para el estudio de biofilms en las heridas crónicas diabéticos que tiene muchas ventajas para crear un modelo flexible, reproducible y traducible.
La primera innovación es el uso de ratones sin pelo. Se han desarrollado otros modelos de ratón para el estudio de heridas crónicas diabéticos10,11, pero todos se han basado en el uso de ratones de pelo que requieren la eliminación de la piel por procesos que involucran ya sea encerado o recorte de pelo combinado con cremas depilatorias. Este paso es no sólo lento y desordenado pero potencialmente lesiona la piel de los animales en el área donde se colocará la herida. Mientras que los ratones sin pelo han sido utilizados en una serie de estudios de carcinogénesis12,13, estos ratones no se han utilizado para evaluar persistencia de biofilm en las heridas crónicas. Otro problema común resuelto mediante el uso de animales sin pelo, especialmente en estudios a largo plazo, es re-crecimiento del cabello en el área de la herida, que puede comprometer la evaluación de la cicatrización y perturbar el vendaje.
Animales SKH-1 también resultados favorables a la inducida por STZ diabetes tipo y, en comparación con ratones C57BL/6J, tuvieron pérdida de peso menor estadísticamente significativo durante el curso del experimento, que dosis con insulina innecesario. Este es un rasgo particularmente interesante como tratamiento con insulina puede afectar potencialmente el resultado de la infección según lo evidenciado por Watters et al (2014)14 que se describe un aumento en los conteos bacterianos en animales diabéticos tratados con insulina infectados con P. aeruginosa biofilms en comparación con no homólogos de insulina. Además, en nuestro modelo, hubo una drástica reducción de las tasas de mortalidad en la cohorte sin pelo indicando que los animales son potencialmente más resistentes en relación con la infección.
Una segunda característica de este modelo es la aplicación de mezcla de inóculo medido biopelículas preformadas para infectar las heridas en contraste con las células planctónicas de crecido. Entregando una comunidad bacteriana ya metabólicamente complejo y estructurada a la herida, las células bacterianas son capaces de evadir el sistema inmune y los efectos inmediatos de las biopelículas en las lesiones pueden ser determinados.
La tercera ventaja de este nuevo modelo de la herida es el uso de una cepa microbiana capaz de producir bioluminiscencia que puede medirse con un en vivo sistema espacial localizar y cuantificar las bacterias de imagen. Esto permite un seguimiento en tiempo real de la evolución del biofilm con el tiempo. La cepa de p. aeruginosa Xen 41 posee una copia estable de la operón Luminiscencias p. luxCDABE en el cromosoma bacteriano que se traduce en la emisión constitutiva de luminiscencia, que puede ser capturada por la cámara ultra sensible en el sistema de proyección de imagen. En tiempo real, no invasivo, en situ permite medición de biofilm por bioluminiscencia aunque la tablilla y la cubierta estén en su lugar. Esta característica disminuye drásticamente el número de animales necesarios por estudio, ya no es necesario sacrificar animales en ciertos puntos del tiempo para el control del biofilm. Sin embargo, la presencia de biofilm y pus había ocluida medida la cicatrización de heridas. En este estudio, retiramos el vendaje en el día 8 para permitir la visualización de la cicatrización, pero este parámetro se puede modificar dependiendo de las preguntas que se están abordadas.
Por último, como el sistema de proyección de imagen es capaz de detectar bioluminiscencia hasta 2,5 cm de profundidad, el modelo recién propuesto es susceptible de prueba de tratamientos antimicrobianos ya sea en forma de solución o gel o incorporado a vendajes oclusivos. Un modelo de control de infección en tiempo real permite una flexibilidad mucho mayor medir el impacto de diferentes concentraciones de dosis y duraciones en contraposición a un análisis de punto final estático. Este modelo puede contribuir a la validación de potenciales nuevos tratamientos para erradicar biopelículas en las heridas crónicas.
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Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros que compiten.
Acknowledgments
Los autores desean agradecer a la Asociación Americana de Diabetes para apoyar este trabajo (Grant # #7-13-BS-180), la Michigan estado Universidad tecnología de apoyo Centro de investigación para proporcionar capacitación y acceso al en vivo sistema de imagen y la Michigan estado Universidad investigación histopatología laboratorio para el procesamiento de las biopsias de ratón para la examinación histopatológica.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Opsite | Smith & Nephew | Model 66000041 | Smith & Nephew Flexfix Opsite Transparent Adhesive Film Roll 4" x 11yards |
| SKH-1 mice Crl:SKH1-Hrhr | Charles River Breeding Laboratories | SKH1 | Hairless mice, 8 weeks old |
| Streptozotocin (STZ) | Sigma Aldrich | S0130-1G | Streptozocin powder, 1g |
| AccuChek glucometer | Accu-Chek Roche | Art No. 05046025001 | ACCU-CHEK CompactPlus Diabetes Monitoring Care Kit |
| Pseudomonas aeruginosa Xen 41 | Perkin Elmer | 119229 | Bioluminescent Pseudomonas aeruginosa |
| Polycarbonate membrane filters | Sigma Aldrich | P9199 | Millipore polycarbonate membrane filters with 0.2 μm pore size |
| Dulbelcco phosphate buffer saline (DPBS) | Sigma Aldrich | D8537 | PBS |
| Tryptic soy agar | Sigma Aldrich | 22091 | Culture agar |
| Meloxicam | Henry Schein Animal Health | 49755 | Eloxiject (Meloxicam) 5mg/mL, solution for injection |
| 10% povidone-iodine (Betadine) | Purdue Products LP | 301879-OA | Swabstick, Betadine Solution. Antiseptic. Individ. Wrapped, 200/case |
| 4% paraformaldehyde | Fisher Scientific | AAJ61899AK | Alfa Aesar Paraformaldehyde, 4% in PBS |
| Capillary glass tube | Fisher Scientific | 22-362-566 | Heparinized Micro-Hematocrit Capillary Tubes |
| Silicone to make splints | Invitrogen Life Technologies Corp | P-18178 | Press-to-Seal Silicone Sheet, 13cm x 18cm, 0.5mm thick, set of 5 sheets |
| Tryptic soy broth | Sigma Aldrich | 22092 | Culture broth |
| IVIS Spectrum | Perkin Elmer | 124262 | In vivo imaging system |
| IVIS Spectrum Isolation chamber | Perkin Elmer | 123997 | XIC-3 animal isolation chamber |
| HEPA filter | Teleflex | 28022 | Gibeck ISO-Gard HEPA Light number 28022 |
| Biopsy punches | VWR International Inc | 21909-142 | Disposable Biopsy Punch, 5mm, Sterile, pack of 50. |
| Biopsy punches | VWR International Inc | 21909-140 | Disposable Biopsy Punch, 4mm, Sterile, pack of 50. |
| Glucose | J.T.Baker | 1916-01 | Dextrose, Anhydrous, Powder |
| Citric acid | Sigma Aldrich | C2404-100G | Citric Acid |
| Mastisol | Eloquest Healthcare | HRI 0496-0523-48 | Mastisol Medical Liquid Adhesive 2/3 mL vial, box of 48 |
| Corning 96-well black plates | Fisher Scientific | 07-200-567 | 96-well clear bottom black polysterene microplates |
| 25 gauge 5/8 inch needle | BD | 305122 | Regular bevel needle |
| Bransonic M Ultrasonic Cleaning Bath | Branson Ultrasonics | N/A | Ultrasonic Cleaner |
References
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