Méthodes et conseils pour l’Administration intraveineuse de Virus Adeno-associé à des Rats et d’évaluation de la Transduction du système nerveux Central

Summary

Méthodes pour une livraison de gène à grande échelle du système nerveux central chez le rat sont couvertes. Dans cet exemple, le but consiste à mimer une maladie qui affecte l’ensemble de la moelle épinière. La transduction généralisée peut être utilisée pour fournir une protéine thérapeutique à la CNS d’une administration unique, périphérique.

Abstract

Vecteurs de virus adeno-associated virus (AAV) sont un réactif clé en neurosciences pour groupés régulièrement dois‑je courtes palindromes répétitions (CRISPR), optogenetics, ciblant les cre-lox, etc.. Le but de ce manuscrit est d’aider le chercheur tente expansive du système nerveux central (CNS) transfert de gènes chez le rat par injection dans la veine queue d’AAV. Grande échelle expression s’applique pour les conditions avec une pathologie très répandue, et un modèle de rat est important en raison de sa grande taille et similarités physiologiques à l’homme par rapport à des souris. Dans cet exemple d’application, une transduction neuronale à grande échelle est utilisée pour simuler une maladie neurodégénérative qui affecte l’ensemble de la moelle épinière, sclérose latérale amyotrophique (SLA). La transduction de CNS grande échelle efficace permet également de livrer des facteurs protéiques thérapeutiques dans des études précliniques. Après un intervalle d’expression après l’injection de plusieurs semaines, les effets de la transduction sont évalués. Pour un vecteur de contrôle de la protéine fluorescente verte (GFP), la quantité de GFP dans le cervelet est estimée rapidement et sûrement par un programme d’imagerie de base. Pour les phénotypes maladie moteur qui sont induits par l’ALS concernant réponse transactive protéine protéine de liaison à l’ADN de 43 kDa (TDP-43), les déficits sont marqués par rotarod et réflexe de fuite. Au-delà de la modélisation de la maladie et la thérapie génique, il y a diverses applications potentielles pour le ciblage de gène de grande échelle décrite ici. L’utilisation accrue de cette méthode aidera à accélérer dans les neurosciences et la neurogénétique des tests d’hypothèses.

Introduction

Vecteurs recombinants adeno-associated virus (AAV) sont des outils indispensables pour la recherche de la CNS, parce qu’ils sont si efficaces pour la transduction des neurones in vivo. Des vecteurs d’AAV sont très versatiles pour étudier différents transgènes et isoformes protéiques, différents tissus, différentes espèces hôtes et les différentes voies d’administration. Par exemple, AAV peut être administré à des souris par un périphérique, peu intrusive, injection intraveineuse pour transmettre les neurones dans le système nerveux central comme le premier décrit dans Foust et coll. et Duque et al. (voir le document JOVE par Gombash et al. (2014)). ^{1 , 2 , 3} approche de prestation de ce gène est utilisée chez les rats d’exprimer efficacement une protéine fluorescente verte (GFP) ou l’ALS associés protéine, réponse transactive ADN-protéine de 43 kDa (TDP-43) dans le système nerveux central. ^{4 , 5 , 6 , 7 , 8 , 9} travailler chez le rat est important car les paramètres physiologiques et métaboliques de la rat sont plus proches de l’homme par rapport aux souris et il y a des tests comportements et toxicologiques conçus spécifiquement pour les rats. En outre, les lignes de rat transgénique plus deviennent disponibles qui peuvent être utilisées dans les études de transfert de gène AAV.

Méthodes sont détaillées expansive CNS transfert de gènes chez le rat et la quantification rapide et fiable des résultats. Transduction de CNS à grande échelle est utilisée pour imiter la symptomatologie de la SLA chez les rats en exprimant TDP-43 tout au long de la moelle épinière. La méthode est des injections de veine de queue du vecteur TDP-43 à jeunes rats adultes que celui utilisé dans Jackson et al. ^{6 , 8 , 9} après plusieurs semaines, les déficits moteurs induite par TDP-43 sont marqués par deux méthodes : échapper à réflexe et rotarod tel qu’utilisé dans Dayton et al. et Jackson et al. ^{5 , 6 , 7 , 9} pour le vecteur GFP contrôle, dans l’analyse post-mortem, la zone fluorescente du cervelet est calculée comme un indice d’efficacité de transduction utilisé dans Jackson et al. ^{6 , 8} l’analyse du cervelet s’est avéré pour être un index rapid et fiable du degré de transduction CNS après la livraison de gène périphériques et devrait s’appliquer à une variété d’approches tentative de transfert de gènes de centre-à-périphérique.

Protocol

toutes les procédures suivies les directives appropriées du NIH. Toutes les procédures suivies des protocoles d’animaux qui ont été approuvées par le Comité de l’urbanisme à LSU Health Sciences Center à Shreveport et animalier. Rats Sprague-Dawley femelles à l’âge de 6 semaines ont été utilisés pour cette procédure.

1. déterminer les doses/volumes du vecteur nécessaire

1. peser les rats à doser et déterminer la quantité de vecteur viral nécessaire pour chaque animal basées sur le titre (concentration) de la préparation de vecteur. Utiliser des doses de vecteur qui ont réussi pour l’expression efficace chez le rat CNS précédemment (voir Jackson et al. ⁶).
   Remarque : pour AAV9 TDP-43 ou AAV9 GFP, une dose typique est compris entre 3 x 10 ¹³ - 1 x 10 ¹⁴ vector génomes/kg. Les jeunes rats adultes à l’âge de 6 semaines pèsent environ 150 g.
2. Faire des doses équivalentes par kg chez tous les animaux pour les comparaisons systématiques. S’assurer que le volume ne dépasse pas les volumes d’injection conseillées standard (250-500 µL pour un rat de 250 g). Un volume d’injection typique est 200 μl à un jeune rat adult.

2. Préparer le poste de travail

1. Rassemblez toutes les fournitures : un film de paraffine carré (environ 5 x 5 cm) par animal, un alcool préparation pad par animal, tampons de gaze (2-3 par animal), embouts et une micropipette.
2. Préparation de la surface de travail de nettoyage de la surface avec l’éthanol à 70 %. Placez un coussin chauffant vers le bas avec la température réglée à faible (~ 37 ° C). Placez un banc sur le coussin chauffant.
3. Préparer l’anesthésie de gaz (isoflurane). S’assurer que l’oxygène proportionné et anesthésie de gaz pour la procédure. Nettoyer le masque de chambre et l’anesthésie d’induction avec l’éthanol à 70 % et placez le masque d’anesthésie sur le coussin banc.

3. Préparer le vecteur

1. décongeler le vecteur à la température ambiante et étiqueter un tube de microtubes stériles pour chaque animal.
2. Pipette le volume d’AAV déterminé en étape 1.1 dans le tube approprié et porter le volume jusqu’au volume d’injection désirée (ici, 200 μl) sonnerie amorcez ' solution s ou salin.
3. Vortex l’échantillon pour 1-2 s d’impulsion et d’impulsion puis centrifuger pendant 5 s pour amener l’échantillon à la partie inférieure du tube de.
4. Pipette le volume d’injection totale pour le rat sortir le tube et sur la place du film de paraffine.
5. Placer une aiguille 30 g sur une seringue de 1 mL.
6. Placer l’aiguille avec le biseau vers le bas dans le vecteur sur le film de paraffine. Tirez sur le piston de la seringue jusqu'à ce que tous le virus est dans l’aiguille et la seringue. Veillez à éviter de tirer des bulles d’air dans l’aiguille, qui devient plus facile avec la pratique.

4. Préparer le rat

1. tourner l’oxygène jusqu'à 1 L/min et régler l’anesthésie à l’isoflurane à 5 %. Veiller à ce que l’anesthésie de gaz circule dans la chambre de l’induction en vérifiant tous les tuyaux de raccordement et les orientations de robinet.
2. Placer le rat dans la chambre de l’induction de l’anesthésie gaz environ 3 min, jusqu'à ce que le rat ne répond pas.
3. Assurer une profondeur adéquate de l’anesthésie en pinçant l’orteil. Il ne devrait y avoir aucun mouvement dans le pied ou la jambe après le pincement de l’orteil.
4. Réduire l’anesthésie à l’isoflurane à 2 % pour l’entretien de l’anesthésie et ajuster le robinet pour que l’anesthésie s’écoule au masque anesthésie.
5. Placer le rat ' s le nez dans le masque d’anesthésie et d’ajuster le rat afin qu’il est couché sur le côté.
6. Identifier la veine caudale latéral.
   Remarque : Les veines de queue latéral se situent à environ 10 et 2 o ' Horloge avec le haut dorsal de la queue comme 12 o ' horloge. Avec le rat couchée sur le côté, la veine caudale latéral doit faire face vers le haut
7. Essuyer la zone d’injection avec le pad de préparation de l’alcool. Le site d’injection est sur toute la longueur de la queue des deux-tiers.

5. Injecter le vecteur

1. Tenez fermement la queue légèrement au-dessus de la zone d’injection avec un doigt directement sur la veine caudale latérale ; cela va dilater la veine.
2. Avec le biseau vers le haut, alignez l’aiguille avec la veine de queue visible dans la même direction.
3. Percer la peau qui couvre la veine caudale tout en prenant grand soin d’éviter l’autre main tenant la queue et en appuyant sur la veine caudale.
4. Relâcher la pression de la veine caudale pour permettre la circulation sanguine normale.
5. Déplacer l’aiguille dans la veine. Pour s’assurer que l’aiguille a percé la veine caudale, tirez légèrement sur le piston. Si l’aiguille est dans la veine, le sang coulera dans l’aiguille.
   1. Repositionner l’aiguille au besoin. Ensuite, afin de stabiliser l’aiguille, déplacez la main au-dessus du site d’injection à au-dessous du point d’injection et tenir l’extrémité de la seringue contre la queue.
6. D’injecter lentement le vecteur dans la queue (environ 20 µL/s).
   Remarque : La veine peut perdre la couleur que les flux de vecteur à travers elle. Les signes que la solution a été injectée en dehors de la veine incluent blebbing, blanchiment de la peau, ou la résistance lorsque le vecteur de l’injection. Avec la pratique, l’exposition extra vasculaire peut être minimisée.
7. Après que le vecteur a été administré, retirer l’aiguille chez le rat et appuyez sur une compresse de gaze contre le site d’injection pour aider à endiguer le saignement pendant 30-60 s.

6. Nettoyage

1. désactiver l’isoflurane anesthésie et l’oxygène. Surveiller le rat jusqu'à ce qu’il reprend conscience et puis la remettre dans sa cage.
2. Placer soigneusement toutes les aiguilles dans le conteneur d’objets pointus ou tranchants. Disposer de tous les autres matériaux jetables pouvant être contaminées avec AAV dans un récipient approprié biohazard. Nettoyer les postes de travail avec 70 % éthanol.

7. Évaluer le réflexe de s’échapper du membre postérieur

Remarque : les déficits du membre postérieur surviennent généralement de 2 à 6 semaines après le transfert de gène TDP-43, selon la dose de vecteur.

1. Sur une surface plane claire des débris, avec deux doigts, saisissez le rat ' s queue d’environ 2 cm du corps. Soulevez doucement le rat jusqu'à ce que les membres antérieurs sont suspendus pendant que vous regardez la face ventrale inférieure du rat.
   1. Effectuez la procédure chaque semaine tout au long de l’évolution temporelle expérimentale après transfert de gènes (p. ex., jusqu'à 12 semaines après le transfert de gène).
      NOTE : Également marquer des déficits des membres antérieurs de cette manière, mais les déficits du membre postérieur sont plus susceptibles de survenir dans ce modèle, en fonction de la dose du vecteur utilisé.
2. Observer des membres postérieurs pour 10 Note s. Si un ou les deux membres postérieurs serrent vers la ligne médiane pendant 10 s.
3. Répéter ce test pour un total de trois fois avec 30 s entre les essais. Si un ou les deux membres postérieurs sont fermés pour chacun des trois essais, le rat montre des troubles moteurs. Enregistrer les données (manuellement dans les notes) soit unilatérale ou bilatérale du membre postérieur de déficit actuel, si il est compatible crispation dans les trois essais.

8. Évaluer la fonction motrice sur le rotarod

1. de mettre en place le rotarod, placez un coussin de banc sous le rotarod et accélération la valeur 4-40 tours par minute (tr/min) pendant 2 min (le taux augmente de ~0.3 tr/min/s). Pour un heure de cours de 12 semaines, les sujets sont projetés à 2, 4, 8 et 12 semaines après gene transfer.
2. Permettre le rat s’acclimater à la salle d’examen pendant 20 min.
3. Pour former le rat d’utiliser le rotarod pour la première fois, d’abord démarrer le rotarod à une vitesse de 4 tr/min, puis placez le rat sur le rotarod. Laissez le rat à marcher pendant un tour complet à 4 tr/min, puis démarrez l’accélération et laissez le rat marcher sur le rotarod jusqu'à ce qu’il tombe. Continuer la formation jusqu'à ce que le rat peut toujours marcher pendant au moins 40 s. Un rat adulte en bonne santé, les jeune apprendront facilement de cette manière.
   1. Dans le cas d’un rat avec un handicap moteur remarquable, qui peut empêcher le rat de parvenir à une latence de ligne de base pour tomber de 40 s, fournir le rat 3-5 tentatives de formation avant de commencer à marquer rotarod.
4. Pour commencer à tester les rotarod, placez le rat sur le rotarod et commencez à accélérer le rotarod. Notez l’heure à laquelle le rat tombe le rotarod ; Il s’agit de la latence à l’automne. Si le rat reste sur le rotarod après 120 s, cap de la session à ce stade, retirez le rat le rotarod et enregistrer une latence de chute de 120 s.
5. Répéter l’essai deux fois plus pour un total de trois essais. Pour minimiser l’effet de la fatigue, l’espace des essais au moins de 5 min apart. Moyenne des scores des trois essais. Un rat adulte irréprochable a généralement une latence moyenne chute de > 40 s.
6. Remettre le rat dans la cage et nettoyer le rotarod et ses environs avec l’éthanol à 70 %.

9. Quantification de l’expression de la GFP dans le cervelet

1. anesthésier les rats et perfuse en solution saline tamponnée au phosphate (PBS), puis de paraformaldéhyde à 4 %. Disséquer le cerveau et la moelle épinière et tremper les tissus dans le fixateur du jour au lendemain et puis déplacez-les vers une solution de saccharose 30 %. Après équilibration, coupes 50 μm coronal sur un glissement microtome à congélation étape ^{4 , 5 , 6}.
2. Sélectionner les sections de 3 à 6 du cervelet qui sont équidistants dans le vermis, le lobe central du cervelet. Fluorescent étiquette la GFP pour optimiser le signal. Utilisez l’anticorps primaire pour GFP au 1/500 et l’anticorps secondaire conjugué Alexa-488 à une dilution de 1 : 300 ^{4 , 5 , 6}.
   Remarque : Voir références ^{4 , 5 , 6} pour plus de détails sur l’échantillonnage, coupes et de procédures de coloration.
3. Photomicrographie chacune des sections d’intérêt dans la région définie avec un objectif de faible grossissement, à l’aide d’un microscope. Utiliser un objectif de X 2,5 (N.A. 0,12) et filtre set 10, 450-490/515-565 excitation/émission). Conserver les réglages de l’appareil (temps d’exposition, par exemple, 2 s) les mêmes dans les trois échantillons à analyser. Enregistrer en tant qu’un. Fichier TIF.
4. Ouvrir la photomicrographie dans le programme d’image de Scion largement disponible ; deux fenêtres seront ouvre. Fermez la fenêtre indiqué comme " couleurs indexées ".
5. Choisissez " Options ", puis " SliceŔ densité, une gamme de nuances sera indiquée en rouge sur la fenêtre de look-up Table (LUT). Dans la fenêtre, utilisez le curseur pour remplir la GFP un étiquetage spécifique seulement et s’arrête lorsque l’arrière-plan non-spécifiques commence à être ramassé dans l’image.
   Remarque : Cela mettra en évidence la zone fluorescente sur la photomicrographie à quantifier. Les paramètres doivent être optimisés pour capturer plus précisément toutes les cellules visiblement fluorescents. Avec la pratique, cette méthode peut justement mettre en évidence la fluorescence spécifique.
6. Avant de mesurer les superficies fluorescent, tout d’abord s’assurer que les mesures effectuées sont dans les unités correctes (pixels). Pour ce faire, cliquez sur " analyse ", puis " la valeur ScaleŔ la quatrième ligne devrait dire " unités ". Dans la liste déroulante, choisissez pixels pour mesurer en pixels, puis cliquez sur " OK ". Activer/désactiver les options d’analyse de " comprennent l’intérieur trous " à assurer l’inclusion de tout le corps cellulaire dans l’analyse.
7. Pour mesurer la surface fluorescente, cliquez " analyse " et puis cliquez sur " mesure ". Cette valeur, cliquez " Analyze " puis cliquez sur " ResultsŔ Show une fenêtre de résultats s’affiche. La mesure de la surface fluorescente est sous la rubrique intitulée " zone ".
8. Pour garantir les mesures de normalisation, ne modifiez pas les valeurs en surbrillance dans la fenêtre LUT.
9. Une fois que toutes les mesures ont été enregistrées, la moyenne des valeurs pour chaque animal (de 3 à 6 Articles par animal). Un test statistique approprié permet de comparer les zones transduits entre les groupes. ⁶

Representative Results

TDP-43 induit une déficience moteur devrait se produire au sein de 2 à 6 semaines selon la dose de l’AAV TDP-43 utilisée (Figure 1). Les injections de veine de queue infructueuse entraînera partielle ou aucune déficience ; l’AAV doit atteindre la circulation sanguine pour produire l’effet. Une injection réussie d’AAV GFP se traduira par l’expression de la GFP dans le cerveau et la moelle épinière dans une façon vector-dose-dépendante. Lorsque vous utilisez le puissant promoteur recombinant expression en voiture, le cytomégalovirus poulet bêta hybride promoteur de l’actine, aussi connu comme le promoteur de l’ACG, il y a une expression efficace dans le système nerveux central ainsi que plusieurs autres tissus tels que le foie et le coeur. ^{4 , 5 , 10} dans le rat CNS, lorsque vous utilisez AAV9 ou AAV PHP. Vecteurs de B, le modèle est principalement neuronale transduction et transduction gliale seulement clairsemée, sporadique. ^{4 , 8} puisqu’aucune différence entre les sexes dans l’efficacité de la transduction a été observée chez les rats avec la méthode à grande échelle, les femelles sont généralement utilisées pour le transfert de gène par voie intraveineuse en raison de leurs poids plus faibles. ⁶

La méthode d’imagerie semi-quantitative décrite est rapide et fiable parce qu’il y a un excellent rapport signal-bruit. Un échantillon non-transduites est comparé à un échantillon de transduite dans la Figure 2 avec les deux échantillons colorés avec l’anticorps GFP. Les valeurs recueillies à partir de ces échantillons indiquent bruit de 0,3 % (à partir de valeurs indiquées dans la Figure 2 b, D) dans l’échantillon non-transduites, qui peut être considéré comme négligeable. Compte tenu de l’excellent rapport signal-bruit, cette méthode est valable pour des comparaisons rapides des conditions expérimentales telles que des types vectoriels, dose de vecteur, sexe, âge, etc..

Figure 1. Transfert de gènes de AAV9 TDP-43 à grande échelle à des rats provoque une déficience moteur progressive. Rotarod performance 1-3 semaines après le gène transférer le contrôle GFP ou le gène liées à ALS TDP-43. Les sujets ont été testés avant le transfert de gènes et les mesures ultérieures ont été exprimées par rapport au point de temps de référence. Un rat normal non traitée restera sur le rotarod de 60-90 s dans ces conditions. Ce chiffre a été modifié par⁶.

Figure 2. Dosage rapide des rues fluorescente GFP-positifs dans le cervelet après administration intraveineuse de VAA au rat. B) Non-transduites exemple qui était taché avec de l’anticorps GFP. C, D) échantillon provenant d’un rat recevant AAV9 GFP. B, D) la densité tranche option sur Scion Image sert à sélectivement en surbrillance la zone fluorescente en rouge, et puis les pixels rouges sont comptées par le programme. L’option densité tranche devrait faire ressortir toutes les cellules fluorescentes visibles comme on le voit dans C. La zone rouge, exprimée en pixels carrés tel que calculé par le programme est indiquée en B, D. Le point dans le temps a été de 4 semaines après une injection dans la veine queue de GFP AAV9 à un jeune rat adulte à une dose de vecteur de 1 x 10¹⁴ vector génomes/kg. Echelle a est 536 µm ; même grossissement en A-D. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Discussion

Une variété d’itinéraires de livraison ont été testés pour des vecteurs d’AAV : intra-parenchymateux, intra-cérébroventriculaire, intra-thécale, par voie intraveineuse, par voie nasale, intramusculaire, etc. Chaque itinéraire peut avoir des avantages spécifiques, mais aussi des inconvénients. Administration de queue veine de VAA à des rats adultes est une méthode fiable pour la réalisation de transduction cohérente du SNC. La méthode d’injection périphérique permet d’éviter l’introduction d’une canule d’injection dans les tissus de la CNS et est par conséquent peu invasive. L’expression de CNS efficace qui peut être obtenue par cette méthode est le plus grand avantage de la technique. Autres avantages pratiques sont que la méthode d’injection est très rapide (environ 10 min par animal de bout en bout) et que les injections de veine de queue ne sont pas très techniques et peuvent donc être maîtrisées rapidement. Certes, un inconvénient majeur est que beaucoup de vecteur de titre élevé est nécessaire, ce qui sera une question de faisabilité si les preps AAV sont inférieures à 1 x 10¹³ vecteur génomes/ml. Avec plus de raffinement du vecteur ciblant les capacités, cette approche pourrait être avantageuse pour la thérapie génique clinique dans l’avenir, étant donné que la livraison de gène est par une voie périphérique et donc peu intrusive. En revanche, plus directement des injections de liquide intra-céphalo-rachidien pourraient être avantageuses dans les approches cliniques et précliniques pour deux raisons : plus limité la propagation du vecteur et l’utilisation de doses plus faibles de vecteur.

Chez le rat avec une pigmentation plus foncée, la veine caudale peut être plus difficile à identifier. Donc, les autres voies d’administration tels que des injections de rétro-orbitaire ou injections intraveineuses à la veine saphène peuvent être utilisés. Les injections de rétro-orbitaire ciblent un lit capillaire dense et sont donc semblables à une injection intraveineuse. Pour les souris et peut-être pour les rats aussi, la méthode rétro-orbitaire peut être plus facile que les injections de veine de queue, mais trois études ont montré la grande cohérence des injections queue veineuse chez des rats adultes. ^{6 , 8 , 9} la plupart de ces travaux a utilisé un promoteur fort recombinant à expression de transgene en voiture, le promoteur d’hybride de l’actine beta cytomégalovirus poulet. ¹⁰ si l’expérimentateur souhaite délimiter expression aux neurones dans le système nerveux central, un promoteur spécifique au type de cellule peut être tenté, par exemple le promoteur synapsin. ^{8 , 11}

En ce qui concerne la méthode d’imagerie, c’est une méthode rapide, semi quantitative pour estimer l’efficacité de la transduction. S’il est effectué correctement, puis le dosage génère une estimation fiable de la zone transduite. La méthode de l’étalon-or pour le comptage d’objets dans le tissu de la CNS s’appelle stéréologie. Il faut environ 75 min par animal pour mener une sonde stéréologique dans une région d’intérêt dans le cerveau, tandis que la méthode décrite est plus rapide à 20 min par animal, ou même moins quand entartré. Si toutes les conditions soient égales et la même région est correctement échantillonnée, la cohérence des données s’approche la grande cohérence de stéréologie, et grands groupes d’échantillons peuvent être analysés rapidement massivement.

Il y a un certain nombre de Remarques techniques supplémentaires qui justifieront un complément d’examen. Pour l’article 1 concernant les doses de vecteur, les doses de vecteur nécessaires pour l’expression du transgène efficace chez les rats ont été déterminées par essai-erreur et dose-réponse chez Wang et al., Dayton et al.et Jackson et al., ainsi que précédentes doses utilisées chez les souris (Foust et coll. et Duque et al.). ^{1 , 2 , 4 , 5 , 6} certainement une étape critique et potentiellement limitante est la production haut-titre AAV preps pour atteindre les doses efficaces.

Pour l’article 3 concernant le vecteur de chargement dans l’aiguille, bulles d’air dans la solution injectable doit être évitée autant que possible. Une petite quantité d’air ne devrait pas être problématique, car cela peut être filtré par les poumons, mais les volumes excessifs d’air injecté dans la veine peuvent provoquer une embolie veineuse potentiellement entraînant la mort. ¹² si les bulles sont présentes dans la seringue, le virus doit être expulsé de la seringue, et une nouvelle seringue doit être chargée. Pour éviter la création de bulles, assurez-vous de positionner l’aiguille près de la chute du vecteur sur le parafilm le biseau vers le bas. Lorsque la majorité du vecteur a été reprise dans l’aiguille, rédiger très lentement le reste de la solution. Une petite poche d’air se forme à l’arrière de la seringue. C’est l’espace mort et ne va pas être injecté. Pour vous assurer qu’elle reste vers l’arrière de la seringue, tenir la seringue horizontale ou pointu vers le bas et ne pas effleurer la seringue.

Pour l’article 5 concernant les injections, pour s’assurer que l’injection est atteinte dans la veine et pas le tissu qui entoure la veine, une fois que l’aiguille a été introduite, tirez légèrement sur le piston pour créer une pression négative à l’extrémité de l’aiguille. Comme mentionné, si l’aiguille est dans la veine, le sang doit circuler dans l’aiguille et sera visible à la base de l’aiguille. S’injecter dans la veine, peu de résistance se fait sentir lorsque l’aiguille est correctement placée. Si une résistance importante, alors il est probable que l’injection se passe dans les tissus de la queue comme décrit ci-dessus. Il est également possible de percer dans la veine, provoquant une « veine soufflée », lorsque l’angle que l’aiguille est insérée est trop raide, lorsque le calibre de l’aiguille est trop grand pour la veine, ou lorsque la vitesse d’injection est trop rapide, mettre trop de pression sur la veine. Une veine soufflée peut survenir au cours de la première ponction de la veine ou pendant l’injection. Pour éviter la perforation de la veine pendant l’injection ou avoir l’aiguille est délogée de la veine, la seringue doit être stabilisée en tenant l’extrémité de la seringue contre la queue comme mentionné. Si l’aiguille devient délogé ou une deuxième injection est nécessaire pour une autre raison, la deuxième injection peut être faite soit à la veine latérale arrière du côté opposé ou vers le haut plus près du corps du même côté.

Pour l’article 8, le dosage rotarod est exécuté à intervalles de 4 semaines au cours de l’expérience. Normal, les rats non traités ont meilleurs scores quand ils sont plus jeunes (4-6 semaines) qu’à un âge avancé. Les déficits dans le réflexe de fuite sont tracés comme la survie de la fonction membre au fil du temps. Les courbes de survie sont analysées par un test de Mantel-Haenzel sur logiciel Prism.

Pour l’article 9 relatives à l’analyse de la transduction, avec la pratique, la procédure devient relativement rapide, en environ 20 min par animal ou moins. Ce dosage est également très fiable parce que non-transduites tissus qui sont traitées avec la GFP procédure de coloration une lecture essentiellement négligeable (Figure 2 b), et parce qu’il y a une vaste plage dynamique à la lecture. La plupart de la fluorescence GFP dérive de transduite cellules de Purkinje, et donc leur grand nombre fournit une large gamme dynamique. Jusqu'à présent, l’efficacité de transfert de gène atteinte n’a pas causé les lectures saturer dans le champ (c'est-à-dire, transduction de 100 % des cellules de Purkinje), au moins quand le transfert de gènes est administré à des rats adultes. Si la saturation du champ entier constituaient un problème, le signal pourrait être réduit par l’application d’une dose plus faible de vecteur chez les animaux séparés ou en mesurant seulement la plus faible, native fluorescence GFP, renonçant à la procédure de marquage. Certainement la transduction d’autres types de cellules dans le cervelet pourrait également contribuer au signal, mais la plupart de ce qui est visible et compté par le programme est clairement le corps des cellules dans les couches de cellules de Purkinje et leurs arbres dendritiques dans le moléculaire couches dans le cervelet, selon leur position connue et morphologie. Un défi important pour la méthode, c’est que de bulles d’air ou débris fluorescent pouvait compter, qui finira par contaminer ainsi la lecture. Sections et champs avec ce bruit ne sont pas utilisés ; propres échantillons gratuits de bruit non spécifiques sont nécessaires. Puisque GFP est une protéine étrangère, il n’y a aucun bruit de fond dans les tissus, donc la fluorescence spécifique peut être précisément capturée et estimée. Dans ces études, les photomicrographies GFP ont été capturés en couleur et ensuite converties en niveaux de gris en utilisant un programme d’imagerie autres que Scion Image. Cependant, il serait plus simple capturer la GFP en noir et blanc en premier lieu pour une analyse ultérieure dans Scion Image. Des études antérieures a analysé la transduction des neurones moteurs inférieurs de la moelle épinière sur une base de pourcentage, soit le pourcentage des motoneurones exprimant la GFP. ^{4 , 6} Toutefois, l’analyse du cervelet est plus rapide, nécessitant moins de sections et semble aussi être plus cohérente et fiable aussi (par exemple, dans l’ensemble des observateurs individuels faisant les évaluations). La méthode d’imagerie cérébelleuse rapide est donc un bon index rapid de la réussite du transfert de gènes du centre-de-périphérique. Analyses de la transduction de la moelle épinière et des exemples de la transduction d’autres sites dans le système nerveux de rat ont été signalés chez Wang et al., Dayton et al.et Jackson et al. ^{4 , 5 , 6}

En résumé, la voie intraveineuse d’administration est minimalement invasive ; le système nerveux central peut être ciblé par une administration périphérique sans mettre une aiguille dans le cerveau ou la moelle épinière. Ainsi que l’amélioration du ciblage, les thérapies géniques de pré-cliniques et cliniques pertinents continueront d’utiliser livraison par voie intraveineuse, tandis que bon nombre de futurs multitude de base études fonctionnelles chez les rats peuvent bénéficier de la transduction expansive en quête de accélérer la vérification des hypothèses de la fonction du gène in vivo.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Scale	Pelouze	SP5
Nalgene bucket	Thermo Scientific	12014000	4000 mL
Microcentrifuge tube	USA Scientific	1615-5500
Lactated Ringer's Solution	Baxter Healthcare	0338-0114-04
Mini vortexer	Fisher Scientific	128101
Centrifuge	Eppendorf	22624415
Laboratory film	Bemis	PM996
1-mL syringe	BD	309626	Comes with a 25g needle attached. Replace with 27-30g needle for injection
30g needle	BD	305106
Isoflurane	Piramal Healthcare	66794-013-25	Isoflurane USP 250 mL
Anesthesia mask	Kopf Instruments	906
Gauze	Henry Schein	100-2524	2" x 2" (5cm x 5cm)
Pipet tips	USA Scientific	1111-0816
Micropipet	Gilson	4642080
Gas anesthesia vaporizer	SurgiVet	4214322	Classic T3
Gas anesthesia scavenger	SurgiVet	32373B10	Enviro-PURE
Heating pad	Sears	17280
Bench pad	VWR	56617-006
Rotarod	Panlab/Harvard Apparatus	76-0772	4 rats/ 4 mice
70% Ethanol	Decon Laboratories, Inc.	2401	140 proof
70% Isopropanol	VWR	89108-160
Scion Image	Scion Corporation
GFP Tag Polyclonal Antibody	Invitrogen	A11122	Primary Antibody - 1:500 dilution
AlexaFluor 488	Invitrogen	A11070	Secondary Antibody - 1:300 dilution
Axioskop 40 microscope	Zeiss