Summary
Nous décrivons une intervention chirurgicale dans un modèle de rat anesthésié pour déterminer le tonus musculaire et les propriétés viscoélastiques de la langue. La procédure implique une stimulation spécifique des nerfs hypogloss et l'application de courbes de force / déformation passives de Lissajous au muscle.
Abstract
La langue est un hydrostat musculaire hautement innervé et vascularisé au sol de la bouche de la plupart des vertébrés. Ses fonctions principales comprennent le soutien de la mastication et de la déglutition, ainsi que la détection du goût et la phonétique. En conséquence, la force et le volume de la langue peuvent influer sur la capacité des vertébrés à accomplir des activités de base telles que l'alimentation, la communication et la respiration. Les patients humains atteints d'apnée du sommeil ont des langues agrandies, caractérisées par une réduction du tonus musculaire et une augmentation de la graisse intramusculaire qui peut être visualisée et quantifiée par imagerie par résonance magnétique (IRM). Les capacités de mesure de la génération de force et les propriétés viscoélastiques de la langue constituent des outils importants pour obtenir une information fonctionnelle en corrélation avec les données d'imagerie. Ici, nous présentons des techniques pour mesurer la production de la force de la langue chez les rats Zucker anesthésiés par stimulation électrique des nerfs hypogloss et pour déterminer les propriétés viscoélastiques oF la langue en appliquant des courbes de force / déformation Lissajous passives.
Introduction
La langue fournit un soutien essentiel pour la mastication, la déglutition, la détection du goût et la parole. La présence de musculature extrinsèque et intrinsèque, avec une innervation et une anatomie / fonction distinct, explique l'unicité de cet hydrostat musculaire. Les progrès récents dans les techniques d'imagerie ont fourni une vue plus détaillée de son anatomie complexe 1 . La diminution de la fonctionnalité de la langue, de l'atrophie de la langue, de la dysphagie et des obstacles de la parole sont également des manifestations courantes des affections myopathiques telles que Parkinson 2 , Sclérose latérale amyotrophique (ALS) 3 , Dystrophie myotonique (MD) 4 et d'autres myopathies.
Les modifications de la composition musculaire associées aux états pathologiques communs affectent les propriétés mécaniques et viscoélastiques de la langue. Par exemple, l'analyse fonctionnelle de la force de la langue a révélé des changements dans les propriétés contractiles associées au vieillissementSs = "xref"> 5 , 6 , hypoxie 7 , 8 et obésité 9 , 10 . Dans le cas de la dystrophie musculaire, une fibrose accrue conduit à une plus grande rigidité musculaire, ce qui se traduit par une diminution de la conformité à la déformation lorsqu'un protocole de déformation Lissajous est appliqué 11 . À l'inverse, les changements dans la teneur en matières grasses musculaires, comme ceux documentés chez les patients obèses, altèrent le métabolisme 12 et les propriétés mécaniques du muscle squelettique 13 , 14 et prédisent augmenter la compliance musculaire à la déformation. L'augmentation de la graisse de la langue est également corrélée au développement de l'apnée obstructive du sommeil (OSA) chez l'homme 17 en augmentant le volume de la langue au point d'occlusion partielle des voies aériennes supérieures (apnée) 15 , 16 . SimEn particulier, les infiltrations de graisse de langue ont été documentées chez des rats Zucker obèses 10 , ce qui suggère que ce modèle est un outil précieux pour étudier les effets de l'infiltration de graisse sur la physiologie de la langue.
La force de la langue de mesure nécessite des techniques chirurgicales délicates pour isoler et stimuler bilatéralement les nerfs hypogloss 17 , 18 . De telles techniques ont été décrites précédemment chez les rats 5 , 17 , 19 , 20 , les lapins 21 et les humains 22 , 23 , mais avec des aides visuelles limitées à l'enquêteur. En raison de sa nature hautement technique, la disponibilité d'un protocole détaillé améliorerait considérablement l'accessibilité et la reproductibilité de cette technique. L'objectif de notre paradigme expérimental est de malMettre en place une technique valide et fiable pour mesurer la force et les propriétés viscoélastiques de la langue dans un modèle de rat. Pour ce faire, le rat est anesthésié, les nerfs hypoglossaux sont exposés et la trachée est canulée pour assurer un accès gratuit à la langue de l'animal. Une boucle de suture relie alors la pointe de la langue à un transducteur de force, capable de contrôler à la fois la force et la longueur, tandis que deux électrodes de crochet bipolaire stimulent les nerfs hypogloss pour induire une contraction de la langue. Une fois la mesure de la force terminée, les capacités de contrôle de la longueur du transducteur de force sont utilisées pour changer rapidement la longueur de la langue, selon un protocole de sinusine avec amplitude fixe (courbes Lissajous), durée et fréquence, permettant de dériver Ses propriétés viscoélastiques 11 , 24 . Le protocole guidera l'enquêteur à travers les étapes de dissection, le positionnement de l'animal sur le platus expérimentalRm, placement des électrodes, et enfin à l'acquisition et à l'analyse des données de force et de viscoélasticité.
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Protocol
Toutes les procédures, y compris les sujets d'origine animale, ont été approuvées par le Comité institutionnel pour les soins et l'utilisation des animaux (IACUC) de l'Université de Pennsylvanie (numéro de protocole 805822). La procédure décrite est terminale et ne nécessite pas l'utilisation de conditions aseptiques ou de produits pharmaceutiques.
1. Procédures chirurgicales
Figure 1: Procédures chirurgicales.
(A) Démarche du plan chirurgical. La ligne pointillée rouge indique la zone de l'incision. Deux lignes noires indiquent la position de la mâchoire, tandis que la ligne noire inférieure marque la position du thorax. La ligne bleue indique l'os hyoïde. (B) Exposition du ventre postérieur du muscle digastrique (flèches) après une dissolution émoussée du tissu adipeux, la sublinguale et la sous-masse Glandes ary. (C) Résection du ventre postérieur du muscle digastrique (ligne verte pointillée) pour exposer le nerf hypoglosse (flèche blanche). (D) Le nerf hypoglosse (flèche blanche) est dégagé du fascia environnant. (E) La trachée est exposée en écartant doucement le muscle lisse autour de lui (les flèches vertes indiquent la direction de la force appliquée) et sont soulevées (F) pour se préparer à l'intubation. L'étoile indique l'insertion de la langue à l'os hyoïde. La ligne pointillée verte marque le point d'incision pour l'intubation. La flèche blanche indique le noeud lâche préparé pour sécuriser la canule en place une fois inséré. (G) Incision de la trachée pour la canulation. (H) La canule trachéale est insérée et sécurisée en place avec un noeud carré. (I) Application de la suture à la langue.Target = "_ blank"> Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
- Anesthésie et préparation à la chirurgie
- Placez le rat dans la chambre d'induction avec 4% d'anesthésie isoflurane.
- Collez l'animal en décubitus sur une source de chaleur et maintenez l'anesthésie avec 1 à 3% d'isoflurane à partir d'une pointe de nez, assurant un taux respiratoire d'au moins 70 respirations par minute.
- Raser la zone du cou avec une crème d'épilation et d'épilation. Lorsque vous utilisez la crème anti-épilation, étaler la crème avec un applicateur à coton jusqu'à ce que la fourrure soit enlevée. L'exposition prolongée à la crème capillaire peut provoquer une irritation de la peau.
- Nettoyez le champ chirurgical avec 70% d'alcool ( Figure 1A ).
- Vérifiez le motif de respiration et les réflexes de l'animal (manque de réflexe de pincement) avant de procéder à l'incision initiale. Le suivi et l'évaluation continue de la profondeur de l'anesthésie sont essentiels (reFréquence respiratoire du cordon et manque de réflexes toutes les 10 min); L'animal doit être sous un plan chirurgical profond de l'anesthésie pendant toute la procédure.
- Identification des nerfs hypoglossaux
- Ouvrez le champ chirurgical avec une paire de ciseaux opérationnels en réséquant et en enlevant la peau comme indiqué par la ligne à pointes rouges de la figure 1A .
- Une dissolution brutale à travers un tissu adipeux, les glandes sublinguale et sous-maxillaire et la couche musculaire entourant la trachée.
REMARQUE: Soyez prudent pendant la dissection. Utilisez une dissection émoussée chaque fois que possible et faites attention de ne pas endommager les vaisseaux sanguins du cou. - Identifiez le ventre postérieur du muscle digastrique (PD) latéral à la trachée ( figure 1B - flèches blanches). Le nerf hypoglosse court sous ce muscle ( Figure 1C - flèche blanche). Avec l'électrocauterie, résiste au PD proxImal à l'os hyoïde ( Figure 1C - ligne pointillée).
REMARQUE: Ne laissez pas le nerf ou le tissu autour de lui devenir sec. Ajouter une goutte d'huile minérale sur le nerf pour la protéger. Pour éviter la contraction musculaire due à la propagation sur le champ du stimulus des électrodes, caoutler soigneusement le tissu musculaire dans les endroits de contact possibles autour du nerf. - À l'aide d'une pince fine, dissérez le nerf hypoglosse du fascia environnant. À l'aide d'un crochet, assurez-vous qu'au moins 3 mm du nerf sont disponibles pour la connexion de l'électrode bipolaire ( Figure 1D ).
- À l'aide d'une pince micro-hémostatique, écraser le nerf hypoglosse distalement de l'os hyoïde ( figure 1D - flèche blanche) pour éviter la propagation rétrograde du stimulus. Éclatez le nerf en exerçant une pression sur le pinceau micro-hémostatique pendant 5 s. Lorsque l'hémostatique saisit le nerf, un bref tSorcière à la base de la langue devrait être visible.
- Répétez la procédure pour l'autre côté.
- Intubation trachéale
- Exposez la trachée en séparant doucement les muscles lisses environnants par une dissection émoussée ( Figure 1E - comme indiqué par les flèches vertes).
REMARQUE: soyez prudent et utilisez une dissection préférentiellement émoussée. Comparez le diamètre de la canule avec celui de la trachée. La canule doit s'insérer correctement dans la trachée et doit rester insérée de manière stable après avoir été suturée comme décrit aux étapes 1.3.2 à 1.3.5. - Soulevez doucement la trachée à l'aide d'une pince serrée et passez une suture 4-0 en dessous, près du thorax. Attachez un nœud lâche initial entre le 6ème et le 7ème anneau du larynx ( Figure 1F - flèche blanche). Ce noeud sera fermé une fois que la canule sera insérée pour le maintenir en place.
- Glissez la tige d'unTransférer la pipette (lubrifier la pipette avec de l'huile minérale pour faciliter l'insertion) sous la trachée pour la soulever et faciliter l'insertion de la canule (IV 14 gx 3.25 "canule).
- Couper une petite incision entre les 4ème et 5ème anneaux du larynx ( Figure 1G - flèche blanche). Après la première incision, l'ouverture tend à se répandre, donc soyez prudente lors de la coupe initiale afin d'éviter la résection complète de la trachée.
REMARQUE: Avant d'effectuer l'incision de la trachée, assurez-vous que la canule est prête et la livraison de l'anesthésie est activée. - Commencez l'administration d'anesthésie à travers la canule et insérez-la doucement dans l'incision, avançant doucement à l'intérieur de la trachée jusqu'à environ 5 anneaux. Fixez la canule en place avec la suture, pour créer un joint étanche à l'air ( Figure 1H ).
REMARQUE: Assurez-vous qu'aucun fluide n'entre dans la trachée coupée afin d'éviter le suffixeOcation. Une fois la trachée incisée, l'animal respire l'air ambiant. Il est donc important d'insérer rapidement la canule afin que la livraison de l'anesthésie soit maintenue. Quand / si vous déplacez l'animal, surveillez la position correcte de la canule dans la trachée. - Retirez délicatement l'animal de l'ourson.
REMARQUE: L'utilisation d'anesthésiques injectables au lieu de l'isoflurane peut simplifier la procédure en éliminant la nécessité d'une intubation trachéale et en éliminant l'espace de travail expérimental de l'excès de tubes.
- Exposez la trachée en séparant doucement les muscles lisses environnants par une dissection émoussée ( Figure 1E - comme indiqué par les flèches vertes).
- Suture de la langue
- Faire tremper un morceau de 5/0 de 20 cm de long (nous suggérons Silk, tressé noir) dans PBS.
- Tout en maintenant la bouche du rat ouverte, tenez doucement la pointe de la langue avec la pince à serrer.
- Passez la suture à la direction médiale à travers la pointe de la langue ( Figure 1I - flèche blanche) en prêtant attention à garder la langue humide avec de la solution saline pour éviter les tissus potentielsdommage.
- Attachez une boucle d'environ 4 cm de largeur (le diamètre peut changer en fonction de la distance entre l'animal et le transducteur de force).
REMARQUE: Assurez-vous que la suture et la langue sont humides pour faciliter l'insertion et éviter les lésions inutiles du tissu.
2. Configuration expérimentale
Figure 2: Positionnement et sécurisation de l'animal.
(A) La souris est positionnée sur la plate-forme expérimentale. La mâchoire est sécurisée et la bouche maintenue ouverte par l'application d'une tension verticale (flèche verte). La boucle de suture est connectée au transducteur de force (flèche blanche). (B) Les électrodes sont connectées. (C) Chaque électrode, montée sur un micromanipulateur, est reliée de manière stable au nerf. L'incrustation montre la fin de tIl accroche l'électrode. (D) La longueur optimale de la langue est mesurée avec un étrier Vernier, de l'insertion au niveau de l'os hyoïde jusqu'à la pointe de la langue. Dans cette image, les électrodes ont été retirées pour plus de clarté. Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Remarque: Placez l'animal en position couchée sur le plateau chauffant de l'appareil, en utilisant les mesures de sécurité suivantes pour éviter tout mouvement pendant l'expérience.
- Fixez le nez du rat au plateau avec une torsion métallique revêtue de plastique directement reliée à la plate-forme chauffée ( Figure 2A , 2B ).
- Maintenir la bouche du rat ouverte en appliquant une tension verticale (utilisez une ligne de monofilament d'essai à trois voies et aligné sur 9 kg et maintenez-la en place avec une caméra) ( Figure 2A - flèche verte).
NOTE: Une autre approche pour stabiliser le rat est d'utiliser un gag de bouche de rongeur ou une modification personnalisée de celui-ci. Il est essentiel que la bouche soit maintenue ouverte et stable pour éviter les mouvements du cou qui pourraient affecter la qualité des mesures. - Connectez la boucle de suture au transducteur de force ( Figure 2A - flèche blanche).
- En utilisant un ruban chirurgical, immobiliser les membres et l'abdomen du rat pour limiter les mouvements pendant les stimulations.
- Appliquer les deux électrodes bipolaires de crochet stimulant aux nerfs hypogloss disséqués, à proximité du site d'écrasement ( Figure 2C ).
- Utilisez des électrodes bipolaires stimulantes faites sur mesure à partir d'une paire d'électrodes à aiguille calibre 29 d'acier de qualité chirurgicale, maintenues ensemble à une distance de 2 mm l'une de l'autre à l'aide d'un support plastique (ici, on a utilisé deux pipettes sérologiques de 1 mL enregistrées).
- Pliez les pointes des électrodes à aiguille à une forme de crochetAssez petit pour former un contact stable avec le nerf (~ 1 mm de diamètre) ( Figure 2C - incrustation).
- Connectez les deux fils de chaque électrode à un élément de liaison double empilable avec prise jack banana x BNC, puis connectez-vous au module stimulateur d'un système de test musculaire in situ (tableau 3) à l'aide d'un diviseur BNC.
REMARQUE: Assurez-vous que l'animal est stable et que le cou et la langue sont alignés sur le levier du transducteur de force. Continuez à surveiller la fréquence respiratoire et assurez-vous que les contraintes n'interfèrent pas avec la respiration.
3. Longueur optimale (L 0 ) et détermination maximale de la force isométrique
- Réglez progressivement la longueur de la langue et appliquez des stimulations de contraction isométriques jusqu'à obtention d'une force maximale.
- Définir L 0 comme la longueur à laquelle la force de contraction isométrique ( Tableau 1 ) est maximale et enregistrer pour la normalisation ultérieure deLes mesures de force, comme cela change pour chaque animal. À l'aide d'un étrier Vernier, mesure la longueur de la langue de l'insertion au niveau de l'os hyoïde ( Figure 2D ) jusqu'à la pointe de la langue.
REMARQUE: le positionnement correct des électrodes est essentiel pour assurer un contact optimal avec les nerfs. Le positionnement optimal devrait exercer des forces similaires et additifs lors de la stimulation de l'un des deux nerfs ou des deux, respectivement.
- Définir L 0 comme la longueur à laquelle la force de contraction isométrique ( Tableau 1 ) est maximale et enregistrer pour la normalisation ultérieure deLes mesures de force, comme cela change pour chaque animal. À l'aide d'un étrier Vernier, mesure la longueur de la langue de l'insertion au niveau de l'os hyoïde ( Figure 2D ) jusqu'à la pointe de la langue.
- Avant de commencer l'expérience, connectez les deux électrodes au stimulateur et administrez un test de stimulation tétanique ( tableau 1 ). Pendant cette contraction, surveillez l'animal pour s'assurer que le positionnement est stable et vérifiez les contractions visibles indésirables des muscles du cou.
- Mesurer la force isométrique en appliquant une contraction suivie de 20 s par une stimulation tétanique. Répétez les stimulations 3 fois permettant une récupération de 4 minutes entre les cycles de stimulation (un cycle comprend une contraction et une surE stimulation tétanique), et enregistrer les forces maximales de contraction et de tétanos.
- Maintenir la langue humide en tout temps en appliquant quelques gouttes de PBS entre les contractions.
REMARQUE: Si les muscles du cou se contractent, modifiez soigneusement le positionnement des électrodes de sorte qu'elles ne touchent aucun tissu musculaire environnant et, si nécessaire, cautérisent le tissu en contact avec les électrodes.
4. Détermination des propriétés viscoélastiques (courbes de Lissajous)
- Laisser reposer la langue pendant 3 à 5 minutes après la détermination de la force isométrique. Effectuez les courbes de Lissajous à partir de L 0 , donc la position de l'animal et du transducteur de force ne doit jamais être modifiée.
- Sans stimuler les nerfs hypogloss, appliquer des cycles d'étirements passifs ( tableau 2 ) avec un déplacement croissant (d) soit 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40, 50% de L 0 (des amplitudes plus élevées peuvent nécessiter un double Contrôleur de mode avec higheR valeurs d'excursion que le 305C-LR). Par exemple, une amplitude de 40% L 0 entraînera une déformation de la langue de + 20% L 0 à -20% L 0 .
- Utilisez une fréquence sinusoïdale fixe de 2 Hz avec 10 répétitions dans chaque cycle, pour une durée totale de 5 s chaque cycle. Des changements de la fréquence des sinus ont été utilisés dans le passé avec des tissus tels que le diaphragme 24 et pourraient être adoptés pour modifier le protocole expérimental.
- Attendre 30 s entre chaque cycle et s'assurer que la langue est humide pendant toute la procédure.
REMARQUE: garder la langue mouillée pendant la procédure en ajoutant quelques gouttes de PBS. Assurez-vous que la retenue qui maintient la mâchoire reste stable pendant les étirements, en particulier lorsque le déplacement atteint 40% ou plus.
- Immédiatement après l'achèvement de l'expérience, alors que l'animal est toujours sous un plan chirurgical profond d'anesthésie, éuthaniser l'animal selon le prototype animal approuvé par l'IACUCOcol. Dissectez la langue pour un traitement ultérieur ( c.-à-d. Sectionnement ou stockage congelé pour analyses biochimiques).
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Representative Results
Figure 3: Résultats représentatifs.
(A) Exemples de traces réussies de la contraction et de la force tétanique. La stimulation correspondante est représentée par la trace rouge. (B) Exemple de contractions tétaniques de langue infructueuses dus à une contraction sous-maxime (trace bleue) et à une stimulation indirecte des muscles du cou. Les deux conditions peuvent être améliorées en repositionnant les électrodes stimulantes ou en évitant le contact entre les terminaisons des électrodes et le tissu musculaire environnant. (C) Exemple de déplacement de l'onde sinusoïdale de L 0 (25% de L 0 ) utilisé pour déterminer les propriétés viscoélastiques de la langue. Les forces moyennes d'allongement (carré bleu) et de raccourcissement (carré vert) peuvent être utilisées pour calculer la force de pic à pointe 24 . Le carré rouge deIndique la portée considérée pour l'analyse (à l'exclusion des première et dernière sinusite). (D) La représentation de la relation force / déplacement comme boucles Lissajous, a permis d'augmenter le déplacement de 5% à 50% L 0 . La zone à l'intérieur de chaque boucle correspond à la perte d'énergie, définie comme la différence entre le travail effectué sur le muscle pour l'allonger et le travail effectué par le muscle lorsqu'il se raccourcit après l'étirement 24 . Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Les valeurs attendues pour les forces de contraction et de tétanité chez un rat Zucker de 3 mois (poids corporel moyen de 400 g pour le maigre et 700 g pour les rats Zucker obèses) sont présentées à la figure 3A . La force tétanique développée suite à la stimulation devrait rapidement pire (tête de flèche noire)Puis diminuez lentement jusqu'à ce que la stimulation s'arrête. La figure 3B montre des exemples de contractions infructueuses dans lesquelles la génération de force n'a pas atteint un niveau de plateau avant la fin de la stimulation (ligne bleue - par exemple si la longueur de la langue a été définie à une valeur inférieure à L 0 ou si le haut du corps de l'animal n'est pas Entièrement stabilisé), ou dans lequel le stimulus a déclenché la contraction des muscles du cou (ligne verte). Dans la plupart des cas, un repositionnement prudent des électrodes peut améliorer la contraction. Si les muscles du cou se contractent visiblement lors de la stimulation nerveuse, essayez d'isoler tout point de contact entre les électrodes et le tissu musculaire soit en cauterisant le muscle, soit en déplaçant les électrodes loin de lui. Les forces peuvent être normalisées par le volume de la langue mesurée par IRM si cela est disponible. Une alternative à l'utilisation des données volumétriques est de normaliser contre le poids de la langue après la dissection.
0 est illustré aux figures 3C et 3D . La figure 3C montre la longueur et les traces de force séparément, qui, lorsqu'elles sont combinées comme dans la figure 3D, génèrent les traces de la boucle Lissajous typiques. Il est important de s'assurer que la langue reste humide entre chaque cycle en ajoutant quelques gouttes de PBS. Le déplacement croissant de L 0 correspond aux forces passives supérieures (travail effectué sur le muscle pendant l'allongement) et actif (travail effectué par le muscle pendant les forces négatives). L'analyse de ces traces peut être compliquée. Un ajustement de la courbe de la force moyenne maximale et / ou du centre de masse pour chaque cycle peut être utilisé pour décrire les propriétés viscoélastiques de la langue. Une analyse plus détaillée des boucles de travail Lissajous a été décrite par DA Syme 24 en utilisantLe diaphragme du rat.
| Protocole | Tension d'impulsion (V) | Fréquence d'impulsion (Hz) | Largeur d'impulsion (ms) | Pulses par train | Durée du train (ms) |
| Tic | dix | 2500 | 0,2 | 1 | 0,2 |
| Tétanos | dix | 120 | 0,2 | 96 | 800 |
Tableau 1: Paramètres suggérés de stimulation de contraction.
La contraction ischémique de la contraction est obtenue par stimulation nerveuse bilatérale avec une seule impulsion électrique de 10 V, de 0,2 ms. Après 20 s, une contraction isométrique tétanique est obtenue en stimulant les effets bilatérauxAvec un train d'impulsions (10 V, fréquence 120 Hz, pour 800 ms). La stimulation de la contraction / tétanos est répétée trois fois avec un intervalle de 3 à 5 minutes entre chaque cycle. La contrainte la plus élevée et les forces tétaniques les plus élevées des trois répétitions sont considérées pour l'analyse.
| Écart total (d) de L 0 (%) | Amplitude sinusoïdale (% L 0 ) | Fréquence sinusoïdale (Hz) | Nombre de cycles | Temps entre cycles (s) |
| ré | D / 2 | 2 | dix | 30 |
Tableau 2: Paramètres de la courbe Lissajous (écart sinusoïdal de L 0 ).
L'application du LissajLe protocole de force / déplacement commence 3 à 5 minutes après la stimulation de la contraction / tétanos. Chaque cycle dure 5 s (10 répétitions à la fréquence de 2 Hz) et est effectué 30 s après le précédent. Le% de déplacement de L 0 (d) augmente à chaque cycle, d'un minimum arbitraire de 5% à 50% de L 0 . Des excursions plus élevées peuvent être obtenues avec d'autres modèles de transducteurs de force ( tableau 3 ).
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Discussion
Des changements dans le métabolisme et / ou la composition de la langue, par exemple l' infiltration de la graisse de la langue en raison de l'obésité, devraient prédire les changements quantifiables des paramètres évalués par notre protocole. La quantification de la force de la langue est d'un grand intérêt car un déséquilibre entre l'activité protrusive et rétrusive ou l'affaiblissement général de la langue peut entraîner l'occlusion de la voie aérienne supérieure 15 . Les techniques d'exercice visant à augmenter la résistance à la langue ont été appliquées avec succès chez les rats 25 , 26 et également chez les humains 27 , 28 , 29 , où ils ont effectivement diminué la gravité de l'apnée du sommeil. En outre, la stimulation du nerf hypoglosse est maintenant un traitement chirurgical pour l'apnée obstructive du sommeil 22 , 23 , 30 .
31 , la médecine du sommeil 10 , 25 et la pathogenèse de l'apnée obstructive du sommeil 15 . Le protocole et les paramètres de stimulation décrits peuvent être facilement modifiés pour obtenir d'autres informations physiologiques telles que la relation force-fréquence, la fatigabilité et la capacité de récupération de la fatigue, ainsi que la cinétique de la contraction musculaire en réponse à la stimulation.
Lorsqu'il est utilisé sans les mesures de la force évoquée par stimulation, le protocole de force / déformation passive que nous décrivons convient à la répétitionAnalyse au fil du temps, car il ne nécessite aucune des procédures chirurgicales utilisées pour la stimulation nerveuse et les mesures de force, à l'exception de la suture minimale envahissante de la langue. Dans cette condition, la longueur physiologique de la langue calculée par IRM peut être utilisée comme référence ( tableau 2 , paramètre d) à la place de la L 0 mesurée. À cette fin, l'utilisation de l'anesthésie injectable éliminera le besoin d'intubation trachéale.
Une limitation de l'approche actuelle réside dans l'incapacité de distinguer entre les composants protrusifs et rétrusifs de la contraction de la langue. Les électrodes de crochet stimulant décrites dans ce protocole sont placées proximal à la bifurcation du nerf, ce qui provoque une stimulation de la langue entière. D'autres groupes ont décrit l'utilisation d'électrodes de manchette de nerf de silicium chez des rats 19 , 32 ou des lapins 21 ,Faible accès sélectif et stimulation d'une ou des deux branches des nerfs hypogloss. En outre, l'utilisation d'anesthésiques injectables au lieu de l'inhalation d'isoflurane offrirait un meilleur accès à la région sous-mandibulaire où les nerfs hypogloss se ramifient.
Avec la pratique, ce protocole s'applique aux animaux plus petits comme les souris, où la grande majorité des modèles de maladies sont actuellement disponibles. En particulier, une série de modèles de souris dans lesquels la physiologie de la langue est modifiée sont connues 33 , 34 , 35 , 36 . La mise à l'échelle nécessitera l'utilisation d'outils chirurgicaux plus petits, d'électrodes et de canules trachéales (si nécessaire) et éventuellement avec un transducteur de force conçu pour des plages de force inférieures.
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Disclosures
Les auteurs n'ont rien à dévoiler.
Acknowledgments
Cette enquête a été soutenue par deux Instituts nationaux de subventions de santé: HL089447 («Obésité et OSA: comprendre l'importance de la graisse et la fonction métabolique de la langue") et HL094307 («Comprendre la relation entre l'obésité et la graisse de la langue»)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| SurgiSuite (heated Surgical tray) | Kent Scientific | SurgiSuite-LG | Includes heated platform |
| LED Lighting and Magnification Kit | Kent Scientific | SURGI- 5003 | |
| RC2 Rodent Circuit Controller | VetEquip | 922100 | |
| Isoflurane | Butler Schein Animal Health Supply | 29405 | |
| Alcohol Prep | Webcol | 6818 | |
| Cotton-tipped applicators | MediChoice | WOD1002 | |
| Hair clipper | Conair | ||
| Hair remover lotion | Nair | ||
| Medical tape | Transpore | 3M | |
| D-PBS | Corning | 21-030-CM | |
| Operating Scissors | World Precision Instruments | 503717-12 | |
| Hemostatic Forceps | Merit | 97-458 | Any tissue forceps can be used instead |
| Microdissecting Forceps, Angled, Serrated, 10.2 cm, SS | World Precision Instruments | 504479 | |
| Suture Tying Forceps | Fine Science Tools | 18025-10 | |
| Blunt Micro Hook | Fine Science Tools | 10062-12 | |
| Microhemostat | Fine Science Tools | 12075-14 | |
| Thermal cautery | WPI | 501292 | Disposable cauteries are available at lower cost |
| IV 14g x 3.25" cannula | BD | B-D382268H | For tracheal cannulation |
| Braided silk non-absorbable suture size 4-0 | Harvard Apparatus | SP104 | For stabilization of the tracheal cannula |
| Braided non-absorbable silk 5/0 suture | Surgik LC, USA | ESILRC15387550 | For suturing the tongue |
| Plastic-coated metal twist-tie (or electrical wire) | For securing the rat's nose to the platform | ||
| Camera stick | |||
| 3 way-swivel and Trilene 9 Kg test monofilament line | Berkley | For securing the jaw and maintaining the mouth open | |
| Camera stick with adjustable angle | For supporting the 3 way-swivel and maintaining the mouth open. | ||
| in situ Muscle Test System | Aurora Scientific | 809C | This system is designed for mice and was modified by extending the platform. Alternatively the rat-specific 806D system can be used. |
| Dual-Mode Muscle lever (force transducer) | Aurora Scientific | 305C-LR | 309C offers higher excursion capabilities than 305C-LR. Link for more information and specifications: http://aurorascientific.com/products/muscle-physiology/dual-mode-muscle-levers/ |
| Needle Electrodes (surgical steel, 29 gauge) | AD Instruments | MLA1204 | 300C is recommended for use in mice. |
| Magnetic Stands | World Precision Instruments | M10 | Used for making the bipolar stimulating hook electrodes |
| Kite Manual Micromanipulator | World Precision Instruments | KITE-R and KITE-L | Require a steel plate |
| Stackable Double Binding Post with Banana Jack x BNC Jack | McMaster Carr | 6704K13 | |
| Carbon fiber composites digital caliper | VWR | 36934-152 |
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