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Medicine

Bypass cardiopulmonar em um modelo do rato: uma nova abordagem

Published: September 22, 2017 doi: 10.3791/56017
* These authors contributed equally

Summary

Este artigo descreve como realizar bypass cardiopulmonar em ratos. Este novo modelo facilitará a investigação dos mecanismos moleculares envolvidos na lesão de órgão.

Abstract

Como extracorpórea prolongada torna-se mais essencial durante intervenções cardíacas, uma crescente demanda clínica surge para otimização do processo e para minimizar danos nos órgãos resultantes de circulação extracorporais prolongada. O objetivo deste trabalho foi demonstrar um modelo totalmente funcional e clinicamente relevante de bypass cardiopulmonar em um rato. Relatamos o dispositivo design, otimização do circuito de perfusão e técnicas microcirúrgicos. Este modelo é um modelo agudo, que não é compatível com a sobrevivência, devido à necessidade de vários desenhos de sangue. Devido a gama de ferramentas disponíveis para ratos (por exemplo, marcadores, nocautes, etc), este modelo facilitará a investigação sobre os mecanismos moleculares de danos nos órgãos e o efeito de bypass cardiopulmonar em relação a outros comorbidades.

Introduction

Desde a introdução do extracorpórea (CEC), para a clínica, ele tem desempenhado um papel essencial na cirurgia cardíaca1. Na moderna cirurgia cardíaca, prolongado tempo de CEC é essencial para realizar procedimentos combinados e extensas reconstruções da aorta. Embora os avanços tecnológicos têm sido tremendos, o uso de circulação extracorporais é associado com intra e pós-operatória sistêmica e órgão local danificar2,3.

Grandes modelos animais foram desenvolvidos para investigar o papel da CEC em processos fisiológicos4,5. Embora estes modelos forneceu insights sobre alguns do CPB associada a complicações, eles são extremamente caros e ferramentas moleculares (por exemplo, anticorpos) são muito limitadas. Desenvolveu-se uma alternativa mais custo-eficiente em pequenos animais. Desde o seu desenvolvimento, vários estudos têm sido realizados para otimizar um modelo CPB em ratos e coelhos5,6,7,8,9. Esses modelos fornecem uma boa base para medições de processos fisiopatológicos da doença; no entanto, eles são ainda insuficientes para investigar Imunologia celular e humoral, devido à falta de reagentes e anticorpos pertinentes. Isto prejudica o seu papel neste campo de pesquisa.

Recentemente desenvolvemos um modelo do rato do CPB. Devido a uma grande variedade de reagentes específicos de rato e camundongos geneticamente modificados, modelos de mouse são, em geral, o modelo de escolha para a pesquisa fisiológica, molecular e imunológico10,11. Portanto, nosso modelo facilitará o estudo da CEC em relação a várias comorbidades, como existem muitas cepas de ratos disponíveis com doenças clinicamente relevante12,13. Nesse sentido, este paper descreve, em detalhes, como executar CPB em camundongos. Oxigênio e parâmetros hemodinâmicos são monitorados de perto após a detenção de fundo respiratória e circulatória.

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Protocol

todas as experiências em animais foram realizadas em conformidade com a lei alemã de proteção Animal (TierSchG) e foram aprovadas pelo Comitê de bem-estar dos animais locais (Baixa Saxônia Secretaria de defesa do consumidor e da segurança alimentar, protocolo TSA 14/1556). O peso mínimo de mouse apropriado para este modelo é de 25 g.

1. preparativos pré-operatório

Nota: todos os procedimentos são realizados sob condições limpas, não estéril, com instrumentos esterilizados.

  1. Lugar 50-60 8 cm longo propileno oco fibras em paralelo em um tubo e se conectar com um adaptador T em ambos os lados. Preencher o espaço entre as fibras ocas e o ramo externo do adaptador em T com cola.
    1. Permitir pelo menos 24 h para a cola endurecer. Cortar as fibras ocas que se estendem do T-adaptador usando um micrótomo padrão e encostar o tubo do silicone para os sites de conexão.
  2. Agulha 27G metal (a partir de um branule de 26G) Introduza uma cânula de poliuretano 2 Fr. Use uma lâmina cirúrgica e microtesoura sob um microscópio (ampliação de X 8-12), para fazer três ou quatro fenestrações de cerca de 0,15 cm cada dentro do terço distal da cânula para assegurar ideal venoso retorna fluxo.
    1. Remover o fio quando concluído. Use cotonetes para dissecção romba e retração de estruturas. Usar compressas de gaze (2 de 5 x 5 cm) para absorver o excesso de líquido para evitar a desidratação do tecido.
  3. Preparar o volume de escorva. Conclusão, adicione 30 UI de heparina por mL de solução e 2,5% v/v de uma solução de 8,4% de NaHCO 3 para o buffer de escorva. Armazene esta solução a 4 ° C até usado.
  4. Encher o circuito de CEC (ou seja,, bomba, caçador de ar, tubulação e ambas as cânulas) com solução de escorva µ l 850 através da cânula venosa. Uma vez preenchido, mantenha o CPB circular até que o animal está pronto para canulação.

2. Anestesia animal

  1. para administrar anestesia, coloque o animal em uma câmara de indução abaixo dos 2,5% mistura de isoflurano/oxigênio v/v. Confirme a anestesia adequada avaliando o reflexo de retirada de pedal, reflexo de pitada de cauda e reflexo de piscar de olhos. Aplicar a pomada veterinária para evitar ressecamento do olho.
  2. Colocar o animal sobre uma almofada de aquecimento com função de regulação de temperatura. Medir a temperatura do corpo com uma sonda inserida no reto e conectado ao sistema de aquisição de dados.
  3. Após anestesia completa é alcançada, entubar o animal orotracheally usando um braunule de plástico de 20G, inseri-lo oralmente e empurrá-lo para a traqueia sob controle visual. Inicie ventilação mecânica usando um vaporizador de isoflurano, ligado a um ventilador de rato. Dependendo do peso do animal, ajustar a ventilação para que seja alcançado um volume tidal de 250-350 µ l.
  4. Para garantir a completa analgesia, injetar carprofeno animais de peso corporal de 5 mg/kg por via subcutânea. É recomendável que a concentração de isoflurano ser mantido entre 1,3-2,5% de oxigênio. Concentração de isoflurano pode ser ajustada manualmente dependendo da fase do procedimento.

3. Procedimentos cirúrgicos

  1. após intubação e anestesia completa é alcançada, realizar uma incisão de pele no pescoço com uma tesoura bem afiada, separe os músculos de forma contundente e expor o direito de veia jugular e carótida esquerda. Durante a preparação, coagular pequenos vasos usando um Coagulador veterinário ligado a pinça bipolar para garantir a perda de sangue mínima.
  2. Após a preparação dos vasos jugular, cranialmente ligate do segmento distal da artéria carótida comum esquerda até sua bifurcação usando suturas de seda de 8-0.
  3. Conectar-se a extremidade distal de uma cânula de 27 G para a tubagem de influxo arterial usando um conector de silicone (ID de 0,5 mm, 1 mm OD), deslizamento de sutura seda lugar 8-0 nós no segmento proximal da artéria e inserir a ponta da cânula na artéria carótida.
  4. Após o correto posicionamento da ponta da cânula, avançar a ponta da cânula para que ela põe de 3 a 4 mm proximal para o arco aórtico. Fixar a ponta da cânula fixando com nodos seda 8-0.
  5. Usando microcirúrgico fórceps e a tesoura, faz dissecação romba e afiada, expor a veia jugular direita por uma preparação sem corte de tecido lateralmente ao músculo esternocleidomastoideo, perto da clavícula e coloque um nó de seda de 8-0 na extremidade distal e um 8-0 laço na extremidade proximal.
  6. Depois da ligadura da extremidade distal da veia jugular, coloque a ponta da cânula venosa na veia jugular certa e progresso para o átrio direito e fixá-lo com o nó de seda. Para retorno venoso ideal, pode ser necessário avançar a ponta venosa no ventrículo direito.
  7. Uma vez que a posição correta da cânula é alcançada, realizar heparinização sistémica adicionando 2,5 UI de heparina por grama do peso do corpo animal através de injeção intravenosa direta na veia jugular.
  8. Para monitorização de pressão invasiva em tempo real, Canule a artéria femoral esquerda. Expor a zona da virilha e suavemente separar a artéria femoral comum a veia femoral e o nervo femoral sob 25 ampliação X.
    1. Ligam a parte distal da artéria femoral. Temporariamente occlude a parte proximal com um deslizamento-nó e faça uma pequena incisão na parede anterior usando microfórceps.
    2. Depois, introduza uma cânula de poliuretano 1 Fr na artéria femoral e fixe-o com uma seda sutura de 10-0. Esta cânula é usada para extrair amostras de sangue para gasometria arterial.
  9. Após a colocação do sucesso das cânulas arteriais e venosas, iniciar extracorpórea por ligar a bomba. O tempo de intubação para arranque do CPB é aproximadamente 45 min. iniciar usando uma taxa de fluxo de 0,5 mL/min, dependendo as medições da pressão sistêmica e aumento do fluxo sanguíneo dentro de 2 min para o fluxo total (4-6 mL/min), aumentando a velocidade da bomba.
  10. Sob monitoramento completo, para executar uma esternotomia superior usando a tesoura afiada, a partir do manúbrio e indo 5 mm na direção caudal. Coagular as bordas esternais imediatamente para evitar sangramento. Expor o arco aórtico, puxando a artéria carótida direita em direção cranial.
  11. Controle ótimo, circunferencialmente gratuitamente o arco aórtico do Timo e do tecido circundante, para facilitar a fixação. Coloque um laço de seda de 8-0 em torno da aorta ascendente. Para colocar a braçadeira transversal para cardioplegia, puxe o laço de seda na direção cranial para expor melhor a aorta ascendente.

4. Bypass cardiopulmonar e gasometria arterial

  1. para gasometria arterial (BGA), usar tubos capilares de vidro para coletar sangue arterial de 60-90 µ l através do cateter de artéria femoral.
    1. Usar uma pinça pequena do tubo do silicone e retire o tubo do cateter. Liberar a pressão lentamente sobre a mordaça para permitir o enchimento controlado do tubo capilar.
    2. Reanexar o tubo do silicone para o cateter. Inserir os tubos capilares o analisador de gás do sangue para medições nos seguintes pontos tempo:
      10 min após início da CEC com ventilação (BGA1)
      após 25 min de CEC e a 15 min de parada respiratória (BGA2)
      após 40 min de CEC e 30 min de parada respiratória (BGA3)
      após 55 min de CEC, 45 min de respiratória e 20 min de parada cardíaca (BGA4)
  2. sob fluxo estável do CPB, initia parada respiratória te parando ventilação.
  3. Após o término da ventilação, conjunto a almofada de aquecimento para 28 ° c e começar a refrigeração topicamente o animal à temperatura de 28 º c dentro o primeiro 20 min de parada respiratória, usando gaze embebida em soro fisiológico frio.
  4. Uma vez atingida uma temperatura de 28 º c e depois de um total de 30 min de parada respiratória, administrar 0,3 mL de solução de KCl de 7,45% no circuito CPB para iniciar cardioplégica.
  5. Para cruzar o aperto da aorta, puxe o laço de seda previamente colocado (etapa 3.10) na direção cranial para melhor exposição e coloque uma pinça de micro-serrefine na parte ascendente da aorta.
  6. Realizar um total de 60 min de parada respiratória e 30 min de parada cardíaca. Retire o grampo de micro-serrefine para iniciar a reperfusão do coração, a aorta ascendente. Simultaneamente, re-ventilar e aquecer o animal a 37 ° C.
  7. Após a reperfusão é concluída e o animal chegou a normotermia, encerrar o CPB, desligando a bomba e continuar a monitorar medidas fisiológicas (por exemplo, a temperatura do corpo, ECG e pressão arterial invasiva) por 20 min.
  8. No final do experimento, extrair sangue do animal sob anestesia completa (5% de isoflurano) e coletar sangue e órgãos para ainda mais análise 14.

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Representative Results

Este protocolo descreve o circuito de perfusão, procedimentos cirúrgicos e monitoramento de parâmetros fisiológicos durante a CEC de um rato. Quando realizada por um micro-cirurgião adequadamente qualificado, os resultados são consistentemente e reproducibly obtidos.

Para manter a perfusão adequada do tecido, a pressão arterial média é sempre mantida entre 40 e 60 mmHg, ajustando o fluxo de sangue do CPB e adicionando de volume extra. Dependendo do peso do animal, o status do volume e a temperatura do corpo, o fluxo de sangue extracorporais é mantido entre 2.3-6,5 mL/min., que correção de perda de volume durante o experimento é conseguida pela adição de 0,1 mL de solução de escorva para o circuito durante a CEC. Estabilização de pH sistêmico é conseguida adicionando 8.4 de NaHCO2mmol/L. Todos os líquidos são administrados através do reservatório de ar-caça com armadilhas para reduzir o risco de embolização de ar.

Parâmetros fisiológicos foram avaliados usando BGA em quatro pontos diferentes do tempo (Figura 1) e as medições de um procedimento bem sucedido representante do CPB são apresentadas na tabela 1.

Hematócrito medições mostram hemodiluição devido à adição do volume de escorva para o circuito (tabela 1). Houve, no entanto, não há necessidade de transfusão de sangue como níveis de hemoglobina foram mantidos em níveis suficientes durante o curso do experimento (tabela 1). PO arterial sistêmica2, saturação de oxigênio, pCO2 valores de expiração validado excelente funcionamento do micro-oxigenador (tabela 1). pCO2 expiração foi otimizada usando uma mistura de ar/oxigênio no FiO2 0.8.

BGA também forneceu insights sobre o status metabólico do animal durante a CEC. Após início da CEC com ventilação, pH arterial foi elevada (tabela 1). Este efeito é muitas vezes diminuído depois de parada respiratória é iniciada. Foi vista uma redução gradual do pH durante o curso do experimento (tabela 1). Buferização contínua de lactato e pH arterial era necessário para compensar a acidose.

Figure 1
Figura 1 : Linha do tempo experimental. Tempo de intubação, ventilação, parada respiratória, CPB, parada cardíaca, reperfusão, refrigeração/re-aquecimento e pontos de amostragem de BGA. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

BGA1 BGA2 BGA3 BGA4
Hemoglobina (g/dl) 8,9 6.8 6.8 5.6
Hematócrito 27.5 21.2 21.3 17,7
pO2 (mmHg) 508 506 504 271
pCO2 (mmHg) 24.5 20.3 20 36,4
sO2 (%) 100 100 100 100
pH 7.56 7,65 7,36 7,32
Lactato (mmol/L) 2.6 3.1 3 6,9

Tabela 1: resultados de BGA representante de uma bem sucedida CPB em um Mouse. BGA tomada em quatro pontos diferentes do tempo ao longo de uma experiência.

Figure 2
Figura 2 : Diagrama esquemático do circuito de CEC no Mouse. Uma cânula venosa (azul) é colocada na veia cava inferior através da veia jugular direita e uma cânula arterial (vermelho) na aorta através da artéria carótida esquerda. O sangue oxigenado é bombeado através do reservatório de ar-caçador da artéria carótida esquerda. Eletrodos de ECG são colocados por via subcutânea, a temperatura corporal é medida por via retal e pressão é monitorada através da artéria femoral. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

Nós desenvolvemos um modelo clinicamente relevante pleno funcionamento da CEC em um rato. Com mais de 30 cepas de ratos a ter doenças cardiovasculares, nosso modelo poderia ser um ponto de partida para o desenvolvimento de novos protocolos potenciais relacionados à CEC. Além disso, devido a infinidade de reagentes específicos de rato e camundongos nocaute-para fora, este modelo não pode apenas substituir o actual modelo de rato da CEC, mas irá facilitar a dissecação dos mecanismos moleculares envolvidos em danos nos órgãos relacionados ao CPB. Até à data, CPB não foi aplicada em camundongos devido microcirúrgicos desafios na técnica de canulação, bem como os desafios técnicos, incluindo o desenvolvimento de um micro-oxigenador tendo um volume de escorva suficientemente pequeno. Aproximadamente 90 trilhas e o trabalho diligente de um experiente micro-cirurgião eram necessários para alcançar um modelo estável. Mais de 15 protótipos da máquina CPB tendo rolo diferentes bombas, tubulação e reservatórios diversos foram testados e constantemente melhorados. Mais de 10 versões diferentes oxigenadores foram construídas e testadas para alcançar os resultados atuais. Nosso novo modelo exigido uma reformulação completa da configuração do modelo do rato existente de circulação extracorporais. Em primeiro lugar, nós construímos os menor possível micro-oxigenador permitindo escorva volumes < 0,3 mL. O oxigenador foi redesenhada usando um sistema invertido, onde o sangue flui através das fibras ocas e não entre eles, permitindo uma redução significativa no volume de escorva.

Durante o desenvolvimento do nosso modelo, encontramos várias dificuldades técnicas. Nossos primeiros circuitos protótipo necessários volumes de escorva grandes de até 6 mL. Isto resultou em hemodiluição extrema com valores de hemoglobina abaixo de 4G/dL e hematócrito valores de aproximadamente 15 anos. Apesar de BGA, mostrando boa oxigenação, observamos sinais de hipoxemia, levando a rápida parada cardíaca durante o procedimento. Para conseguir a oxigenação adequada do tecido, valores de hematócrito devem ser acima de 25. Ajustando o tamanho da tubulação, alterando o design da bomba do rolo, produzindo um caçador aéreo miniaturizado, e otimizando cânulas venosas e arteriais, o volume de escorva foi significativamente reduzido para < 0,9 mL.

Apesar de perfusão adequada fluxo de 4-6 mL/min, fornecendo o refluxo venoso suficiente é essencial. Colocação da cânula venosa no átrio direito ou, melhor ainda, no ventrículo direito, alivia o problema. Aumentar o fluxo de perfusão leva a qualquer sucção da cânula venosa ou overperfusion-relacionados a perda de fluido e tecido edema. Para evitar a retenção de CO2 no mouse, que tem um metabolismo rápido, achamos que manter o suprimento de oxigênio através do oxigenador no FiO2 80%, com um fluxo de 600 mL/min é ideal para a oxigenação dos tecidos.

Outra questão que um pode encontrar é gradual perda de volume intravascular para o interstício, necessitando substituição de repetição volume cada 30-40 min. A Hiperosmolalidade de soluções de eletrólitos contendo amido hidroxietil (HES) impede a perda de volume intravascular, mas quando usada exclusivamente, sua alta viscosidade provoca um aumento enorme na pressão sistêmica durante a CEC. Isto leva a fuga no oxigenador e o tubo proximal para a cânula arterial. Portanto, para alcançar um equilíbrio entre Hiperosmolalidade e viscosidade moderada, uma mistura 1:1 de soluções contendo HES e outro fluido balanceado isotônico foi encontrado para ser o ideal.

A condução eletrônica da bomba de roletes foram modificada para aumentar a velocidade de rotação, permitindo um fluxo suficiente dentro dos tubos de pequeno diâmetro. Sob a forte sucção produzida pela bomba de roletes, é comum ter bolhas de ar microscópicas no sistema venoso. Construção de um caçador de ar miniaturizada com volume de escorva abaixo de 0,15 mL resolvido este problema. Adicionar 0,1 mL de volume extra e reduzindo o fluxo CPB, além de verificar o correto posicionamento da cânula venosa eliminados embolia no circuito.

Para testar a viabilidade técnica de um modelo de romance extracorpórea, múltiplas coletas de sangue são necessárias. Remoção de mais de 0,2 mL de sangue é normalmente letal para um rato saudável. Para garantir o oxigênio e estabilidade hemodinâmica, a quantidade de amostras de sangue em nossa experiência foi muito além deste valor e quase atingiu 0,9 mL ao final do experimento. Não obstante, parâmetros hemodinâmicos e oxigenação estável foram observados apesar da diminuição constante da valores hematológicos. Portanto, o nosso modelo de viabilidade inicial foi desenhado principalmente como um protocolo de aguda, não-sobrevivência. Estamos agora a desenvolver um modelo de sobrevivência minimamente invasiva que, por necessidade, terá menos de amostra de sangue.

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Disclosures

Os autores não têm nada para divulgar.

Acknowledgments

Os autores têm sem agradecimentos.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sterofundin B.Braun Petzold GmbH PZN:8609189 priming volume, 1:1 with Tetraspan
Tetraspan 6% HES Solution B. Braun Melsungen AG PZN: 05565416 priming volume, 1:1 with Sterofundin
Heparin Natrium 25.000 Ratiopharm GmbH PZN: 3029843 2.5 IU per ml of priming solution
NaHCO3 8,4% Solution B. Braun Melsungen AG PZN: 1579775 3% in priming solution
KCL 7.45 % Solution B. Braun Melsungen AG PZN: 2418577 0.1 mL for cardioplegia
Carprofen Zoetis Inc., USA PZN:00289615 08859153 5 mg/kg/BW
1 Fr PU Catheter Instechlabs INC., USA C10PU-MCA1301 carotid artery
2 Fr PU Catheter Instechlabs INC., USA C20PU-MJV1302 jugular vein
Vasofix Safety catheter 20G B.Braun Medical 4268113S-01 orotracheal intubation
8-0 Silk suture braided Ashaway Line & Twine Mfg. Co., USA 75290 ligature
Isoflurane Piramal Critical Care Deutschland GmbH PZN:9714675 narcosis
CLINITUBES blood capillaries Radiomed GmbH 51750132 blood sampling 60 - 95 microliter
Spring Scissors - 6mm Blades Fine Science Tools GmbH 15020-15 instruments
Spring Scissors - 2mm Blades Fine Science Tools GmbH 15000-03 instruments
Halsted-Mosquito Hemostat Fine Science Tools GmbH 13009-12 instruments
Dumont #55 Forceps Fine Science Tools GmbH 11295-51 instruments
Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm Fine Science Tools GmbH 12060-02 instruments
Micro Serrefines Fine Science Tools GmbH 18555-01 instruments
Bulldog Serrefine Fine Science Tools GmbH 18050-28 instruments
MiniVent Ventilator for Mice (Model 845) Harvard Apparatus 73-0044 mechanical ventilation
Isoflurane Vaporizer Drager 19.1 Drägerwerk AG & Co. KGaA anesthesia 1.3 - 2.5%
PowerLab data acquisition device 4/35 ADInstruments Ltd, New Zealand PL3504 invasive pressure, ECG, temperature
ABL 800 Flex Radiometer GmbH blood gas analysis
NMRI mice Charles River Laboratories Crl:NMRI(Han) male, 30 - 35 g, 12 weeks old, housed at least 1 week before the experiment

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References

  1. Edmunds, L. Cardiopulmonary Bypass after 50 Years. N. Engl. J. Med. 351 (16), 1601-1603 (2004).
  2. Goto, T., Maekawa, K. Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery. J. Anesth. 28 (2), 242-248 (2014).
  3. Uysal, S., Reich, D. L. Neurocognitive outcomes of cardiac surgery. J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27 (5), 958-971 (2013).
  4. Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. M. A literature review of cardiopulmonary bypass models for rats. Perfusion. 14 (6), 411-417 (1999).
  5. Jungwirth, B., de Lange, F. Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact. Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 14 (2), 136-140 (2010).
  6. Günzinger, R., et al. A rat model of cardiopulmonary bypass with cardioplegic arrest and hemodynamic assessment by conductance catheter technique. Basic Res Cardiol. 102 (6), 508-517 (2007).
  7. Waterbury, T., Clark, T. J., Niles, S., Farivar, R. S. Rat model of cardiopulmonary bypass for deep hypothermic circulatory arrest. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141 (6), 1549-1551 (2011).
  8. Schnoering, H., et al. A newly developed miniaturized heart-lung machine-expression of inflammation in a small animal model. Artif. Organs. 34 (11), 911-917 (2010).
  9. Kim, J., et al. The responses of tissues from the brain, heart, kidney, and liver to resuscitation following prolonged cardiac arrest by examining mitochondrial respiration in rats. Oxid. Med. Cell. Longev. 2016, (2016).
  10. Shappell, S. B., Gurpinar, T., Lechago, J., Suki, W. N., Truong, L. D. Chronic obstructive uropathy in severe combined immunodeficient (SCID) mice: lymphocyte infiltration is not required for progressive tubulointerstitial injury. J. Am. Soc. Nephrol. 9 (6), 1008-1017 (1998).
  11. Majzoub, J. A., Muglia, L. J. Knockout mice. N. Engl. J. Med. , 904-907 (1996).
  12. Houser, S. R., et al. Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association. Circ. Res. 111 (1), 131-150 (2012).
  13. Russell, J. C., Proctor, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis. Cardiovasc. Pathol. 15 (6), 318-330 (2006).
  14. Iurascu-Gagea, M., Craig, S. Euthanasia and necropsy. The laboratory rabbit, guinea pig, hamster, and other rodents. Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. , Academic Press (Elsevier). 117-141 (2012).

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Madrahimov, N., Natanov, R., Boyle,More

Madrahimov, N., Natanov, R., Boyle, E. C., Goecke, T., Knöfel, A. K., Irkha, V., Solovieva, A., Höffler, K., Maus, U., Kühn, C., Ismail, I., Warnecke, G., Shrestha, M. L., Cebotari, S., Haverich, A. Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach. J. Vis. Exp. (127), e56017, doi:10.3791/56017 (2017).

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